Asignaturas

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ASIGNATURAS
DEL MÁSTER OFICIAL
BIOLOGÍA MOLECULAR
Y BIOTECNOLOGÍA
curso 2010-2011
Departamento de Bioquímica y Biología Molecular A 
 Departamento de Genética y Microbiología 
 Facultad de Biología – Universidad de Murcia 
(http://www.um.es/biomybiotec)
MÁSTER EN “BIOLOGÍA MOLECULAR Y BIOTECNOLOGÍA” 
ASIGNATURA “SEMINARIO DE BIOLOGÍA MOLECULAR Y 
BIOTECNOLOGÍA” 
Profesorado:
Victoriano Garre Mula (vgarre@um.es, 868 88 7148) (Profesor Responsable)
Montserrat Elias Arnanz (melias@um.es, 868 88 7134)
Jose Cansado Vizoso (jcansado@um.es, 868 88 4953)
Por determinar
Créditos y distribución: 6 créditos ECTS (150 horas)
 Horas teóricas: 24
 Horas prácticas: 18
 Horas de trabajo personal: 108
Objetivos pedagógicos: 
El objetivo fundamental es que los alumnos entren en contacto directo con 
investigaciones (e investigadores) relevantes de nuestro país. Conocer los temas que 
despiertan la curiosidad de otros grupos, su interés básico y/o aplicado, cómo formulan 
otros investigadores sus preguntas concretas, qué estrategias metodológicas y 
experimentales utilizan, etc., resulta, sin duda, una experiencia extraordinariamente 
enriquecedora. Por otro lado, conocer las investigaciones que se llevan a cabo en 
otros centros del país (y de sus protagonistas) forma parte de la “cultura” obligada de 
todo investigador. Tan importante como todo lo anterior, es que los alumnos puedan 
entrar en contacto personal con investigadores de prestigio.
Programa Teórico: 
El curso consta de conferencias impartidas por profesores e investigadores de 
instituciones (universidades, centros del CSIC y otros centros de investigación) ajenas 
a la propia Universidad de Murcia. Se trata, pues, de un curso de programa abierto. La 
labor de los profesores implicados en este curso, pertenecientes a las áreas 
relacionadas con el programa (Bioquímica y Biología Molecular, Genética y 
Microbiología), es la de seleccionar a invitados de reconocido prestigio en cada área, 
hacer la invitación correspondiente y organizar su presencia en Murcia. En ocasiones, 
algún profesor del curso o algún otro profesor de la Universidad de Murcia imparten 
una de las conferencias. En cada curso académico hay un profesor responsable de la 
coordinación general del curso además de un responsable de cada una de las áreas 
implicadas.
Programa Práctico: 
Tras la conferencia del investigador invitado, que es abierta a toda la comunidad 
universitaria, los alumnos mantienen una sesión con el investigador para tratar sobre 
el tema expuesto. Ahí tienen la ocasión de establecer un contacto más estrecho y 
personal con el invitado, lo que les permitirá resolver posibles dudas y comentar 
aspectos de la investigación que puedan ser de especial interés. Los alumnos 
disponen con la antelación suficiente, de bibliografía adecuada para poder participar 
en las sesiones de discusión (ver apartados siguientes).
Trabajo Personal del Alumno: 
Los alumnos deben estudiar antes de cada seminario la bibliografía que aporta el 
conferenciante con el fin de facilitar su intervención en las sesiones de discusión. 
Además, deben presentar un pequeño resumen de cada una de las conferencias.
Bibliografía:
Revisiones y artículos recomendados por los conferenciantes invitados, publicados 
normalmente en revistas de prestigio internacional.
Metodología: 
En cada sesión interviene un invitado que realiza una presentación de unos 60-90 
minutos. Para facilitar la participación del alumno se pide al conferenciante invitado 
que envíe con suficiente antelación algunas referencias, tipo revisión, sobre el tema y 
que dedique una primera parte a una introducción general (fenómeno a tratar, su 
interés básico o aplicado, antecedentes derivados de investigaciones propias o ajenas, 
etc.). A continuación realiza la presentación y discusión detallada de sus 
investigaciones más recientes. Tras la exposición y debate con el público general 
asistente, el conferenciante se reúne con los alumnos para resolver las posibles dudas 
que se hayan podido plantear, comentar técnicas o métodos de análisis específicos o 
discutir aspectos concretos que puedan ser de especial relevancia o interés. Las 
conferencias se anuncian oportunamente y están abiertas a todos los miembros de las 
universidades y centros de investigación de Murcia, aunque haciendo constar que se 
trata de una actividad dirigida a alumnos de un Máster. La asistencia regular de los 
profesores del programa y de otros profesores e investigadores genera un clima de 
mayor atención y eleva el nivel de discusión.
Criterios de evaluación: 
Obtener una evaluación positiva requiere la asistencia a todas las conferencias 
(salvo causa justificada) y la entrega al final del curso de un pequeño resumen (1-2 
páginas) de cada una de las conferencias a las que se ha asistido. La calidad de estos 
resúmenes condiciona la calificación del alumno.
1. Identificación
Identificación de la Asignatura
Asignatura INTRODUCCIÓN A LA BIOINFORMÁTICA
Titulación: MÁSTER UNIVERSITARIO EN BIOLOGÍA MOLECULAR Y BIOTECNOLOGÍA
Codigo: 4237 Curso: 1 Grupos: 1
Tipo: OPTATIVA
Modalidad: Presencial
Coordinador: JESUALDO TOMAS FERNANDEZ BREIS
Créditos ECTS de la asignatura: 6
Número de horas por crédito ECTS: 25 horas.
Estimación del volumen de trabajo del alumno (horas): 150
Duración: 1º Cuatrimestre
Idiomas en los que se imparte: Castellano
Equipo Docente
Coordinador:
JESUALDO TOMAS FERNANDEZ BREIS
Área: LENGUAJES Y SISTEMAS INFORMÁTICOS
Departamento: INFORMÁTICA Y SISTEMAS
Categoría Profesional: PROFESORES TITULARES DE UNIVERSIDAD
E-mail: jfernand@um.es
Páginas Web:
http://webs.um.es/jfernand
Horario de atención al alumnado:
PERIODO DIA HORA INICIO HORA FIN TELÉFONO Y UBICACIÓN
1º Cuatrimestre Martes 16:30 h 19:30 h 868884613, Facultad de Informática B1.2.034
1º Cuatrimestre Miercoles 11:00 h 14:00 h 868884613, Facultad de Informática B1.2.034
GRUPO 1:
JESUALDO TOMAS FERNANDEZ BREIS
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
INTRODUCCIÓN A LA
BIOINFORMÁTICA
1
http://webs.um.es/jfernand
Área: LENGUAJES Y SISTEMAS INFORMÁTICOS
Departamento: INFORMÁTICA Y SISTEMAS
Categoría Profesional: PROFESORES TITULARES DE UNIVERSIDAD
E-mail: jfernand@um.es
Páginas Web:
http://webs.um.es/jfernand
Horario de atención al alumnado:
PERIODO DIA HORA INICIO HORA FIN TELÉFONO Y UBICACIÓN
1º Cuatrimestre Martes 16:30 h 19:30 h 868884613, Facultad de Informática B1.2.034
1º Cuatrimestre Miercoles 11:00 h 14:00 h 868884613, Facultad de Informática B1.2.034
2. Presentación
La era genómica ha incrementado exponencialmente la cantidad de información biológica disponible
debido a los enormes avances en los campos de la biología molecular y la genómica.
Tradicionalmente, el trabajo en áreas biológicas se ha realizado en laboratorios experimentales, pero
el enorme aumento en el volumen de los datos requiere incorporar el ordenador en este proceso. La
bioinformática es un área interdisciplinaria entre las ciencias biológicas y computacionales. El objetivo
final de la bioinformática es descubrir la riqueza de la información biológica escondido en la masa de
datos y obtener una visión más clara de la biología fundamental de los organismos. Este nuevo
conocimiento podría tener un profundo impacto en campos tan variados como la salud humana, la
agricultura, el medio ambiente, la energía y, obviamente, la biotecnología. En esta asignatura se
persigue que los estudiantes en el manejo de los conceptos, tecnologías y herramientas
bioinformáticas fundamentales. Esto permitirá a los alumnos realizar análisis bioinformáticos
necesarios en el contexto profesional e investigador actual.
3. Condiciones de acceso a la asignatura
No se han publicado condiciones de acceso a la asignatura.
4. Competencias
Competencias de la Asignatura
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ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
INTRODUCCIÓNA LA
BIOINFORMÁTICA
2
http://webs.um.es/jfernand
Competencias de la asignatura y su relación con las competencias de la titulación
Competencia 1. Buscar, obtener e interpretar información de las principales bases de datos biológicos: genómicos,
transcriptómicos, proteómicos, metabolómicos, datos bibliográficos, etc.
Competencia 2. Utilizar herramientas bioinformáticas
Competencia 3. Estructurar adecuadamente información biológica
Competencia 4. Aplicar los principios de la computación a problemas biológicos
5. Contenidos
TEMA 1 Conceptos fundamentales de la bioinformática
1.1. Origen de la bioinformática
1.2. Conceptos básicos de biología e informática
1.3. Enfoques computacionales al problema biológico
1.4. Fuentes de información para bioinformática
1.5. Panorama actual en bioinformática
TEMA 2 Bases de datos biológicas
2.1. Introducción
2.2. Uso de bases de datos biológicas
2.3 Bases de datos de proteínas
2.4. Bases de datos de secuencias de ADN
2.5 Otros tipos de bases de datos biológicas
TEMA 3 Ontologías biológicas
3.1 Necesidad de semántica en biología
3.2 Gene Ontology
3.3 Otras ontologías biológicas
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
INTRODUCCIÓN A LA
BIOINFORMÁTICA
3
TEMA 4 Técnicas y Herramientas para el procesamiento de información biológica
4.1. Análisis, comparación y alineamiento de secuencias
4.2. Clasificación y visualización de estructuras de proteínas
4.3. Predicción de estructuras de proteínas y sus funciones
4.4 Otros tipos de técnicas y herramientas
6. Actividades Prácticas
TEMA : Conceptos fundamentales de la bioinformática
Práctica 1: Fundamentos informáticos
Se realizarán ejercicios que aproximen al estudiante a cómo se resuelven problemas de
gestión de información biológica desde la perspectiva informática.
TEMA : Bases de datos biológicas
Práctica 2: Manejo de bases de datos biólogicas
Los alumnos deberán resolver una serie de cuestiones biológicas combinando información
de distintas bases de datos
TEMA : Ontologías biológicas
Práctica 3: Explotación de la semántica
Se hará uso de ontologías y herramientas basadas en ontologías para explotar la semántica
existente en el dominio biológico
TEMA : Técnicas y Herramientas para el procesamiento de información
biológica
Práctica 4: Análisis bioinformático
Análisis bioinformático de un objeto de estudio de interés para el alumno y de libre
elección.
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ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
INTRODUCCIÓN A LA
BIOINFORMÁTICA
4
7. Metodología y Estimación del volumen de trabajo
Estimación de volumen de trabajo del estudiante (ECTS)
Tamaño de Grupo Actividad Formativa Horas
presenciales
Trabajo
Autónomo
Volumen de
trabajo
Grupo completo Sesiones teórico prácticas en laboratorio de
ordenadores
56 86 142
Grupo completo Tutorías 4 4 8
Total 60 90 150
Relación: Horas de trabajo/ECTS 150 / 6 = 25
Observaciones/aclaraciones de la metodología
En las sesiones se explicarán los aspectos del programa teórico, así como se realizarán exposiciones,
discusiones y debates moderados por los profesores relacionados con los artículos propuestos para la
lectura y temas de actualidad en el campo de la bioinformática. También se explicarán los aspectos
del programa práctico y los alumnos resolverán algunos ejercicios propuestos guiados por los
profesores.
8. Cronograma
Temas Título Fechas previstas
de inicio
Fechas previstas
de fin
Horas
presenciales
1 Conceptos fundamentales de la bioinformática 38 (del
20/09/2010 al
24/09/2010)
41 (del
11/10/2010 al
15/10/2010)
9
Práctica: Fundamentos informáticos
2 Bases de datos biológicas 42 (del
18/10/2010 al
22/10/2010)
45 (del
08/11/2010 al
12/11/2010)
18
Práctica: Manejo de bases de datos biólogicas
3 Ontologías biológicas 45 (del
08/11/2010 al
47 (del
22/11/2010 al
9
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
INTRODUCCIÓN A LA
BIOINFORMÁTICA
5
Temas Título Fechas previstas
de inicio
Fechas previstas
de fin
Horas
presenciales
12/11/2010) 26/11/2010)
Práctica: Explotación de la semántica
4 Técnicas y Herramientas para el procesamiento
de información biológica
48 (del
29/11/2010 al
03/12/2010)
2 (del 10/01/2011
al 14/01/2011)
18
Práctica: Análisis bioinformático
Evaluación Parcial 3
Evaluación final 3
Totales 60
9. Evaluación
Evaluación del Aprendizaje.
Instrumentos Criterios de calidad Ponderación
Asistencia y participación en clase Debido al carácter práctico de la asignatura, se considera
importante para el aprovechamiento de la misma la asistencia y
participación del alumno.
25
Resolución de las prácticas propuestas Se valorará la corrección y calidad de la soluciones aportadas 75
Evaluación de la docencia.
Se hará uso de las encuestas facilitadas por la Universidad de Murcia para la valoración de las asignaturas y
el profesorado
Fechas de Examenes
Convocatorias de exámenes oficiales
No hay definida ninguna información sobre las fechas de examenes para esta asignatura.
Fechas de otras actividades de evaluación
ACTIVIDAD SEMANA PREVISTA
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ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
INTRODUCCIÓN A LA
BIOINFORMÁTICA
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10. Bibliografía
Bioinformatics for geneticists : a bioinformatics primer for the analysis of genetic data / [edited by]
Michael R. Barnes.. -- 2nd ed.. -- Chichester, England ; Hoboken, NJ : Wiley, 2008
Introduction to bioinformatics / Arthur M. Lesk.. -- 3rd. ed.. -- Oxford ; New York : Oxford University Press,
2008
An introduction to bioinformatics algorithms / Neil C. Jones and Pavel A. Pevzner.. -- Cambridge : MIT
Press, cop. 2004.
Structural bioinformatics / edited by Philipe E. Bourne, Helge Weissig. -- New Jersey : Wiley-Liss,
cop.2003
Bioinformatics for dummies / Jean-Michel Claverie and Cedric Notredame. -- 2nd. ed. -- New York :
Wiley, 2007
Blast [an essential guide to the basic local alignment search tool] / Ian Korf, Mark Yandell and Joseph
Bedell. -- Sebastopol : O'Reilly, cop. 2003
Fundamentos de sistemas de bases de datos / Ramez Elmasri, Shamkant B. Navathe. -- 5ª ed. -- Madrid
[etc.] : Pearson Addison Wesley, 2007
Materiales y guiones proporcionados por el profesor
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2010/2011
INTRODUCCIÓN A LA
BIOINFORMÁTICA
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http://suma.um.es
1. Identificación
Identificación de la Asignatura
Asignatura TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
Titulación: MÁSTER UNIVERSITARIO EN BIOLOGÍA MOLECULAR Y BIOTECNOLOGÍA
Codigo: 4235 Curso: 1 Grupos: 1
Tipo: OPTATIVA
Modalidad: Presencial
Coordinador: FRANCISCO JAVIER CAMPOY MENENDEZ
Créditos ECTS de la asignatura: 6
Número de horas por crédito ECTS: 25 horas.
Estimación del volumen de trabajo del alumno (horas): 150
Duración: 2º Cuatrimestre
Idiomas en los que se imparte: Castellano
Equipo Docente
Coordinador:
FRANCISCO JAVIER CAMPOY MENENDEZ
Área: BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR
Departamento: BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR A
Categoría Profesional: PROFESORES TITULARES DE UNIVERSIDAD
E-mail: fjcampoy@um.es
El profesor está adscrito a las tutorías electrónicas.
Horario de atención al alumnado:
PERIODO DIA HORA INICIO HORA FIN TELÉFONO Y UBICACIÓN
2º Cuatrimestre Jueves 10:00 h 13:00 h 868887607, Facultad de Veterinaria B2.2.042
GRUPO 1:
ENCARNACION MUÑOZ DELGADO
Área: BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR
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MASTER
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TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
1
Departamento: BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR A
Categoría Profesional: CATEDRATICOS DE UNIVERSIDAD
E-mail: encarna@um.es
El profesor está adscrito a las tutorías electrónicas.
Horario de atención al alumnado:
PERIODO DIA HORA INICIO HORA FIN TELÉFONO Y UBICACIÓN
2º Cuatrimestre Lunes 10:00 h 13:00 h 868884769, Facultad de Veterinaria B2.2.040
2º Cuatrimestre Miercoles 10:00 h 11:00 h 868884769, Facultad de Veterinaria B2.2.040
FRANCISCO JAVIER CAMPOY MENENDEZ
Área: BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR
Departamento: BIOQUÍMICA Y BIOLOGÍA MOLECULAR A
Categoría Profesional: PROFESORES TITULARES DE UNIVERSIDAD
E-mail: fjcampoy@um.es
El profesor está adscritoa las tutorías electrónicas.
Horario de atención al alumnado:
PERIODO DIA HORA INICIO HORA FIN TELÉFONO Y UBICACIÓN
2º Cuatrimestre Jueves 10:00 h 13:00 h 868887607, Facultad de Veterinaria B2.2.042
2. Presentación
En este curso se describen y emplean un conjunto de técnicas de amplísimo uso en Biología
Molecular y Biotecnología: las técnicas electroforéticas. Son técnicas con una amplia utilidad tanto
analítica como preparativa. En este curso nos centramos en su empleo para el estudio de los dos tipos
principales de macromoléculas de interés biológico: proteínas y ácidos nucleicos. Durante el curso se
llevan a cabo tanto procedimientos de tipo básico, como la electroforesis SDS-PAGE y la
electroforesis submarina para DNA, como otros de nivel algo más avanzado, como el
isoelectroenfoque o la transferencia a membranas y Western2011blot.
Podemos resumir así sus objetivos pedagógicos:
- Conocer los fundamentos teóricos de la electroforesis y sus tipos principales, en particular la
electroforesis en gel.
- Aprender de modo práctico el procedimiento para llevar a cabo distintos tipos de electroforesis y
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TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
2
métodos relacionados.
- Constatar la aplicabilidad de las diversas modalidades de electroforesis para la identificación,
cuantificación, caracterización, y obtención de macromoléculas de interés.
3. Condiciones de acceso a la asignatura
Incompatibilidades
No hay.
Requisitos
Son necesarios los conocimientos básicos sobre la estructura de proteínas y ácidos nucleicos, y las
propiedades ácido-base de aminoácidos y polipéptidos; así como conocer el manejo del instrumental común
de laboratorio y el acceso a bases de datos bibliográficas.
Recomendaciones
No se han publicado recomendaciones de esta asignatura.
Fechas de otras observaciones
Por cubrir procedimientos básicos y otros más avanzados, el curso es de interés tanto para alumnos que no
hayan realizado previamente electroforesis, como para aquellos familiarizados con algunos procedimientos
de los que se realizan en este curso pero que deseen aprender otros.
4. Competencias
Competencias de la Asignatura
Competencias de la asignatura y su relación con las competencias de la titulación
Competencia 1. CM01: Realizar los siguientes procedimientos: electroforesis desnaturalizante con SDS en gel de
poliacrilamida (SDS-PAGE) para proteínas, tinción por Coomassie de geles de SDS-PAGE, tinción de plata de geles de
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TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
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SDS-PAGE, transferencia de proteínas de geles a membranas, detección de proteínas en membranas mediante
anticuerpos con revelados cromogénico y luminiscente; isoelectroenfoque de proteínas en gel, y electroforesis de
ácidos nucleicos en gel de agarosa, con purificación de un fragmento de DNA del gel y secuenciación mediante
electroforesis capilar.
Competencia 10. CM10: Identificar secuencias de DNA empleando bases de datos.
Competencia 11. CM11: Describir con rigor ensayos de electroforesis, detallando y discutiendo críticamente la
metodología, los resultados y la información obtenida, por escrito y oralmente.
Competencia 12. CM12: Representar gráficamente de modo correcto los resultados obtenidos.
Competencia 13. CM13: Trabajar en equipo en el diseño, realización práctica, recogida y análisis de resultados,
descripción e interpretación de ensayos electroforéticos.
Competencia 14. CM14: Trabajar con seguridad cuando se realizan electroforesis, y eliminar correctamente los
residuos tóxicos.
Competencia 2. CM02: Describir el procedimiento, el fundamento de la separación, la información aportada, y las
aplicaciones de los tipos principales de electroforesis.
Competencia 3. CM03: Interpretar críticamente los resultados, propios o bibliográficos, obtenidos con dichos
procedimientos de electroforesis.
Competencia 4. CM04: Identificar la técnica electroforética adecuada para la resolución de una cuestión experimental,
de análisis o preparativa, y diseñar el ensayo correspondiente.
Competencia 5. CM05: Calcular el peso molecular de polipéptidos mediante SDS-PAGE.
Competencia 6. CM06: Determinar el punto isoeléctrico de un polipéptido mediante isoelectroenfoque.
Competencia 7. CM07: Determinar la presencia o ausencia de un polipéptido en una muestra biológica, así como su
masa molecular, mediante Western blotting.
Competencia 8. CM08: Calcular la longitud de fragmentos de DNA mediante electroforesis submarina.
Competencia 9. CM09: Purificar fragmentos de DNA de geles de agarosa.
5. Contenidos
TEMA 1 Electroforesis
Fundamentos de la electroforesis. Electroforesis de frente móvil y electroforesis zonal. Tipos de
soporte. Electroforesis en papel. Geles de poliacrilamida y de agarosa. PAGE de proteínas.
Modalidades en tubo y en placa. Sistemas continuo y discontinuo. PAGE nativa, SDS-PAGE y otras
modalidades. Isoelectroenfoque (IEF) y NEPHGE. Electroforesis bidimensional. Electroforesis de
proteínas en geles de agarosa. Métodos de detección de proteínas: tinciones de proteína, de
actividad, Western-blot y otros. Aplicaciones de la electroforesis de proteínas. Electroforesis de ácidos
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2010/2011
TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
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nucleicos. Geles de agarosa y de poliacrilamida en condiciones nativas y desnaturalizantes. Métodos
de detección de ácidos nucleicos: Southern. Estudio de interacciones entre proteínas y DNA.
Electroforesis en campo pulsante (PFGE). Aplicaciones de la electroforesis de ácidos nucleicos.
Electroforesis capilar.
Se tratan los fundamentos teóricos, procedimientos experimentales, parámetros de separación, y
aplicaciones prácticas de estos procedimientos para el análisis y obtención de proteínas y ácidos
nucleicos.
6. Actividades Prácticas
TEMA : Electroforesis
Práctica 1: Electroforesis SDS-PAGE. Tinción de proteínas por Coomassie y por plata.
Práctica 2: Transferencia a membranas y Western-blot.
Práctica 3: Isoelectroenfoque.
Práctica 4: Electroforesis de ADN en geles de agarosa.
Práctica 5: Secado de geles.
Práctica 6: Electroforesis capilar.
7. Metodología y Estimación del volumen de trabajo
Estimación de volumen de trabajo del estudiante (ECTS)
Tamaño de Grupo Actividad Formativa Horas
presenciales
Trabajo
Autónomo
Volumen de
trabajo
Grupo completo Lección Magistral participativa 15 5 20
Grupo completo Prácticas (incluye empleo de técnicas,
representación y análisis de resultados,
respuesta a cuestiones, elaboración de
memoria)
43 61 104
Subgrupo tutorías Tutorías 2 2 4
Grupo completo Prueba escrita 2 20 22
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
5
Tamaño de Grupo Actividad Formativa Horas
presenciales
Trabajo
Autónomo
Volumen de
trabajo
Total 62 88 150
Relación: Horas de trabajo/ECTS 150 / 6 = 25
Observaciones/aclaraciones de la metodología
- En la parte teórica se emplea la lección magistral participativa, utilizando proyecciones con cañón
para ilustrar los distintos conceptos.
- En la parte práctica, los alumnos disponen de un Guión de Prácticas con los protocolos detallados de
los procedimientos que van a emplear y las precauciones que deben adoptarse. Los alumnos en
equipos de 2 o 3 personas realizan los diversos procedimientos electroforéticos siguiendo en cada
paso las indicaciones de los profesores. Los alumnos discuten con los profesores la información
obtenida sobre las muestras analizadas y las posibles aplicaciones de cada técnica.
- El Guión de Prácticas recoge cuestiones que el alumno debe contestar individualmente y por escrito,
en clase al final de cada práctica. Estas cuestiones permiten afianzar conocimientos, identificar y
corregir dudas o errores, y contribuyen a la evaluación.
- Los alumnos, en grupos y de modo no presencial, deberán elaborar una Memoria de Prácticas,
donde describan cada una de las prácticas desarrolladas: metodología, muestras analizadas,
resultados, información obtenida.- Algunas prácticas se realizarán en el Servicio de Apoyo a la Investigación (S.A.I.), concretamente en
sus Servicios de Análisis de Imagen y de Biología Molecular. Para ello contarán con la asistencia de
personal de dichos servicios, además de la de los profesores del curso.
- Durante el curso y para la elaboración de la Memoria de Prácticas, los alumnos cuentan con la
tutorización de los profesores.
- Se emplea la aplicación de Campus Virtual SUMA para realizar convocatorias, aportar
documentación (cuadernillo de prácticas, figuras, imágenes con resultados de prácticas, y otro
material), realizar tutorías no presenciales, y en general como una vía de comunicación entre alumnos
y profesores.
8. Cronograma
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
6
Temas Título Fechas previstas
de inicio
Fechas previstas
de fin
Horas
presenciales
1 Electroforesis 8 (del 21/02/2011
al 25/02/2011)
9 (del 28/02/2011
al 04/03/2011)
60
Práctica: Electroforesis SDS-PAGE. Tinción de proteínas por Coomassie y por plata.
Práctica: Transferencia a membranas y Western-blot.
Práctica: Isoelectroenfoque.
Práctica: Electroforesis de ADN en geles de agarosa.
Práctica: Secado de geles.
Práctica: Electroforesis capilar.
Evaluación Parcial
Evaluación final
Totales 60
9. Evaluación
Evaluación del Aprendizaje.
Instrumentos Criterios de calidad Ponderación
E1: Asistencia a las sesiones teóricas y
prácticas.
Dado el carácter práctico del curso, la asistencia a las
sesiones es obligatoria.
Se valora: Asistencia continuada, puntualidad, interés, actitud,
participación, etc.
10%
E2: Realización adecuada de los procedimientos
experimentales.
Se valora: Seguimiento correcto de los protocolos, buen uso del
material e instrumental, registro de los detalles del
procedimiento, cuidado del material, orden y limpieza, correcta
eliminación de residuos, etc.
20%
E3: Representación gráfica, expresión y
discusión de los resultados durante las
prácticas.
Se valora: adecuado registro de resultados, cuidada
representación gráfica, detalle, rigor y exactitud en la expresión
de resultados, correcta interpretación de resultados.
15%
E4: Respuesta a las cuestiones del Guión de Se valora: Corrección en la respuesta, claridad y precisión 15%
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TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
7
Instrumentos Criterios de calidad Ponderación
Prácticas. expositiva.
E5: Memoria de Prácticas Se valora especialmente la adecuada representación gráfica, el
análisis de resultados, que recoja toda la información relevante
del procedimiento, la correcta descripción de los factores que
determinan la separación, claridad expositiva, adecuada
redacción, cuidado formato.
25%
E6: Resultados de la prueba escrita. En esta
prueba se combinan preguntas sobre los
fundamentos, procedimientos, aplicaciones, etc. de
las técnicas electroforéticas, con el análisis de
resultados de ensayos, y el abordaje de cuestiones
experimentales (que puedan surgir durante el
desarrollo de una investigación).
Se valora: Corrección, precisión y detalle en las respuestas,
claridad expositiva, adecuada redacción.
15%
Observaciones/Requisitos.
La calificación final tendrá en cuenta el balance de los resultados del alumno para los distintos instrumentos
de evaluación.
La ponderación es sólo orientativa de la importancia de cada parte en la calificación final, dado que el
estudiante deberá cubrir suficientemente cada uno de los aspectos mencionados para superar la
asignatura.
Evaluación de la docencia.
La evaluación de la docencia se basará en la información que proporcionan los estudiantes durante el
desarrollo del curso y en las tutorías, y principalmente en las encuestas realizadas, en el marco del Sistema
de Garantía Interna de Calidad, y con la colaboración de la Unidad de Calidad de la Universidad.
Al acabar cada curso, basándose en dichas encuestas y otros datos, los profesores elaboran un Informe
donde se recogen tanto los aspectos mejor valorados del curso como aquellos aspectos susceptibles de
mejora, y se hacen Propuestas de Mejora para próximos años.
Fechas de Examenes
Convocatorias de exámenes oficiales
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
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No hay definida ninguna información sobre las fechas de examenes para esta asignatura.
10. Bibliografía
Bibliografía Básica:
García-Segura, J.M., Gavilanes, J.G., Martínez, A., Montero, F., Oñaderra, M., Vivanco, F. Técnicas
Instrumentales de Análisis en Bioquímica. Síntesis, 1999.
Bibliografía Complementaria:
Ausubel, F.M., Brent, R., Kingston, R., Moore, D., Seidman, J., Smith, J., Struh, K. Short Protocols in
Molecular Biology, 5ª ed. Wiley, 2002.
Dunn, M.J. Gel Electrophoresis: Proteins. bios Scientific Publishers, 1993.
Hames, B.D. Gel Electrophoresis of Proteins: A Practical Approach, 3ª ed. IRL Press, 1998.
Martin, R. Gel Electrophoresis: Nucleic Acids. bios Scientific Publishers, 1996.
Rickwood, D., Hames, B.D. Gel Electrophoresis of Nucleic Acids, 2ª ed. The Practical Approach Series.
IRL Press, 1990.
Walker, J.M. The Protein Protocols Handbook, 2ª ed. Humana Press, 2002.
Westermeier, R. Electrophoresis in practice: A guide to methods and aplications of DNA and protein
separations, 4ª ed. John Wiley & sons, 2005.
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
TÉCNICAS ELECTROFORÉTICAS
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PROGRAMA DE POSTGRADO “BIOLOGÍA MOLECULAR Y BIOTECNOLOGÍA”
CURSO “Biotransformaciones”
Profesorado: 
Dr. Francisco García Carmona (gcarmona@um.es; 868884765) (Prof. 
responsable)
Dr. Álvaro Sánchez Ferrer (alvaro@um.es; 868884770) 
Dra. Manuela Pérez Gilabert (mpg@um.es; 868884786) 
D. José Manuel López Nicolás (josemln@um.es; 868884786)
Créditos y distribución: 6 créditos ECTS (150 horas)
20 horas teóricas 30 horas prácticas 100 horas de trabajo personal
Objetivos pedagógicos: 
1. Objetivos informativos:
Con este curso se pretende que el alumno de tercer ciclo adquiera una serie de 
conocimientos que le permitan entender las implicaciones singulares que deben cumplir los 
catalizadores biológicos cuando se usan industrialmente para catalizar una reacción de 
interés económico. Entre estas singularidades están el grado y metodología de purificación, 
la estabilidad operacional, los medios de reacción no convencionales etc.
2. Objetivos formativos:
Con la parte experimental de este curso se pretende que los alumnos apliquen en el 
laboratorio parte de los conocimientos aprendidos en la clase teórica de manera que la 
información sea asimilada de una forma más profunda y duradera. Al mismo tiempo se 
pretende que el alumno se habitúe al manejo de equipos como tales como fermentadores, 
espectrofotómetros, FPLC, HPLC y adquiera la destreza manual necesaria para llevar a 
cabo por sí mismo cultivos de microorganismo, purificación de enzimas y caracterización de 
distintos procesos de biotransformación. 
Como se expone en el apartado de metodología, con este curso también se pretende que 
los alumnos se familiaricen con la búsqueda de información, con la discusión de trabajos 
científicos y con la presentación de resultados experimentales.
Programa Teórico: 
1. Introducción
2. Empleo de enzimas y microorganismos como catalizadores biológicos.
3. Sistemas de obtención y purificación de enzimas a escala industrial. 
4. Empleo de separaciones de fases acuosas.
5. Interacción con colorantes textiles.
6. Aplicaciones prácticas en procesos industriales de enzimas. 
7. Inmovilización de enzimas y microorganismos.
Programa Práctico: 
1. Obtención de biocatalizadores de interés industrial: lipoxigenasa
2. Inmovilización de biocatalizadores en distintos soportes.
3. Caracterización de las biotransformaciones: análisis de productos.
Trabajo Personal del Alumno: 
- El trabajo personal de cada alumno será el análisis bibliográfico de una biotrasformación 
industrial, libremente elegido por el alumno, este trabajo deberá incluiraspectos de la 
incidencia industrial de la biotransformación estudiada en comparación con las alternativas 
químicas del proceso. Este trabajo será presentado oralmente en una sesión de seminario.
Por otro lado el alumno deberá entregar una memoria de las practicas realizadas con los 
resultados obtenidos e interpretados
Bibliografía: 
Bommarius, A.S., Riebel B. R. Biocatalysis. Fundamentals and Applications, Wiley-VCH, 
Weinheim. (2004).
Aehle, W. Enzymes in industry. Wiley-VCH, Weinheim. (2004).
Jördening, H.J. Winter, J. Environmental Biotechnology Wiley-VCH, Weinheim. (2005).
Buchholz, K. Kasche, V. Bornscheuer, U.T. Biocatalysts and Enzyme Tecnhnology. Wiley-
VCH, Weinheim. (2005).
Godfrey, T. y West, S. Industrial enzymology, McMillan, Londres (1996).
Fogarty, W.M. y Kelly, C.T. Microbial enzymes and biotechnology. Chapman y Hall, Londres 
(1990).
Liese,A. Industrial Biotransformations, 2nd edn. Wiley-VCH, Weinheim.(2005). 
Bickerstaff, G. Immobilization of enzymes and cells. Humana Press, Londres (1997).
Roe, S. Protein purification techniques. Practical approach. Oxford University Press (2001).
Pérez-Gilabert, M., López-Nicolás, J.M., García-Carmona, F. Purification of a novel 
lipoxygenase from Solanum melongena fruit chloroplasts. Physiol. Plant. 111: 276-82 (2001).
Streitenberger, S.A., Lopez-Más, J.A., Sánchez-Ferrer, A., García-Carmona F. Use of dye 
affinity chromatography for the purification of Aerococcus viridans lactate oxidase. 
Biotechnol Prog. 18(3):657-9 (2002).
Streitenberger, S.A., Villaverde, M.J., Sánchez-Ferrer, A., García-Carmona F. 
Microencapsulation of Aerococcus viridans with catalase and its application for the síntesis of 
dihydroxyacetone phosphate. Appl. Microbiol. Biotechnol. 58(1): 73-6 (2002).
Pérez Gilabert, M., García Carmona, F. Chromatographic análisis of lipoxygenase products. 
Anal Chim Acta 465: 319-35 (2002).
Metodología: 
1. Para el programa teórico:
Una parte de la información teórica será presentada de manera expositiva por el profesor. 
Por otra parte los alumnos tendrán que preparar y exponer un seminario sobre un tema 
relacionado con el programa del curso.
2. Para el programa de prácticas:
El alumno realizará las prácticas mencionadas bajo la supervisión de un profesor. Al final del 
curso deberá presentar una memoria en la que se describan los materiales y métodos 
empleados y se expongan los resultados obtenidos.
Criterios de evaluación: 
- En la calificación final de este curso de doctorado se tendrá en cuenta la asistencia del 
alumno, su actitud en el laboratorio (preparación previa, interés, capacidad, destreza...), la 
presentación de la memoria de prácticas (la forma en la que se presentan los resultados y 
la capacidad de análisis y de síntesis del alumno a la hora de discutir los resultados 
obtenidos), la presentación del seminario y la calificación obtenida en una prueba escrita 
en la que el alumno deberá demostrar que ha asimilado los conceptos básicos de este 
curso.
 
CULTIVO DE CÉLULAS Y TEJIDOS VEGETALES CON FINES 
BIOTECNOLOGICOS
Profesorado:
Dra. Mª Angeles Pedreño (mpedreno@um.es; 968-367000) (Prof. responsable)
Dra. Laura Vanessa Gómez Ros (lauragr@um.es; 968-364904)
Créditos y distribución: 6 créditos ECTS (150 horas)
48 horas presenciales (15 teóricas, 25 horas prácticas, 8 horas de seminarios y tutorías) 
102 horas de trabajo personal
Objetivos pedagógicos:
El objetivo principal del curso se centra en la adquisición de destrezas en las técnicas 
del cultivo in vitro de tejidos y órganos vegetales para la obtención de cultivos celulares 
con vistas a su utilización para la producción de metabolitos secundarios a gran escala y 
para la obtención de plantas transformadas. Por ello, se intentará promover el desarrollo 
de esta disciplina mediante el conocimiento de las técnicas de cultivo in vitro y las 
herramientas que nos proporciona la genética molecular.
Mediante el desarrollo de este objetivo se pretende que el alumno mejore la capacidad 
de describir e interpretar resultados experimentales, adquiera destrezas en la exposición 
oral de contenidos científicos y se familiarice con el uso de las bases de datos 
bibliográficos.
Programa Teórico:
1.- Aislamiento y cultivo de células a partir de diferentes materiales vegetales.
2.- Aislamiento y cultivo de protoplastos. Utilización de protoplastos con fines 
biotecnológicos.
3.- Producción de metabolitos secundarios en plantas. Detección y cuantificación de 
indolalcaloides y estilbenoides.
4.- Selección de líneas celulares productivas. Elicitación. Producción de metabolitos a 
gran escala. Biorreactores.
Programa Práctico:
1.- Iniciación y mantenimiento de suspensiones celulares a partir de tejidos y líneas 
callogénicas.
2.- Caracterización del crecimiento de las suspensiones celulares.
3.- Aislamiento y purificación de protoplastos obtenidos de suspensiones celulares y de 
tejido foliar.
4.- Fusión de protoplastos e hibridación somática.
5.- Producción de metabolitos secundarios mediante cultivo de células vegetales 
elicitadas.
Trabajo Personal del Alumno:
1.- Preparación de los seminarios de los temas seleccionados y de las prácticas 
realizadas.
2.- Búsquedas bibliográficas a través de la web.
Bibliografía:
- Transgenic Plants. Methods and Protocols. (Leandro Peña, Ed.) Humana Press. 2005.
- Avances recientes en Biotecnología Vegetal e Ingeniería Genética de Plantas. (Benítez 
Burraco, A., Ed.) Editorial Reverté. 2005.
- Plant Biotechnology. The genetic manipulation of plants. (Slater y cols., Eds.) Oxford 
University Press. 2003.
- Biotecnología aplicada a la Agricultura. (Sebito, Ed.) Colección Vida rural. 2000.
- Biotechnology for the production of plant secondary metabolites. R. Verpoorte, A. 
Contin and J. Memelink. Phytochemistry Reviews 1: 13-25, 2002.
- Plant cell factories as a source for anti-cancer lignans. R.R.J. Arroo, A.W. Alfermann, 
M. Medarde, M. Petersen, N. Pras and J.G. Woolley. Phytochemistry reviews 1:27-35, 
2002.
- Valuable Secondary Products from in vitro culture. M.A. Lila. Capítulo 24 Secondary 
Products in vitro. CRC Press LLC. 2005. pp 285-289.
- Molecular Aspects of the early stages of elicitation of secondary metabolites in plants. 
Vasconsuelo A., Boland R. Plant Science 172: 861-875. 2007.
Metodología:
- Clases de teoría con la lección magistral participativa que facilite el aprendizaje activo
y cooperativo de los estudiantes.
- Clases prácticas de laboratorio tuteladas y planificadas para que enlacen con los
conocimientos teóricos y fomenten la adquisición de ideas.
- Seminarios que incentiven el estudio por un mecanismo distinto al de preparación de
un examen y que sirva de mecanismo para corregir errores y deficiencias en la
adquisición de las materias objeto de estudio.
- Tutorías que individualicen y personalicen la enseñanza, ajustándola a las
características personales de cada alumno.
Criterios de evaluación:
- Asistencia obligatoria.
- Exposición de los seminarios.
- Realización del resumen de las prácticas de laboratorio.
Máster en “BIOLOGÍA MOLECULAR Y BIOTECNOLOGÍA” (2009/2010) 
Asignatura “ENZIMOLOGÍA APLICADA” 
 
Profesorado: (http://www.um.es/genz) 
- Dr. José Tudela Serrano, CU (tudelaj@um.es; 868884773) (Prof. responsable) 
- Dr. Francisco García Cánovas, CU (canovasf@um.es; 868884764) 
- Dr. José Neptuno Rodríguez López, TU (neptuno@um.es; 868888284) 
- Tecnólogos de empresas invitadas (http://www.artbiochem.com, http://proquiga.es, 
http://www.dsm.com, http://www.novozymes.com). 
 
Créditos y distribución: 6 créditos ECTS (150 horas) 
 horas teóricas: 30 horas prácticas: 15 horas de trabajo personal: 105 
 
Objetivos pedagógicos: 
- Comprensión de las principales características y propiedades biocatalíticas de las enzimas en medios homogéneos, 
heterogéneos y bioreactores enzimáticos, para sus aplicaciones biotecnológicas, considerando la posible heterogeneidad en 
la formación previa de alumnos procedentes de diferentes estudios degrado. 
- Estudio de los últimos avances sobre las aplicaciones de las enzimas en las Biotecnologías Sanitaria (Roja), 
Agroalimentaria (Verde), Industrial (Blanca) y de Gestión (Gris). 
- Análisis de los últimos descubrimientos acerca de las aplicaciones biotecnológicas de Polifenoloxidasas, Peroxidasas y 
Dihidrofolatoreductasas, enzimas sobre las cuales posee amplia experiencia el GENZ. 
- Conocimiento de las actividades de diversas empresas invitadas, sobre sus respectivas aplicaciones biotecnológicas de 
las enzimas, aspectos reales y prácticos de la producción y la gestión empresarial, evolución histórica, perspectivas futuras 
y la relevancia económica, en sus correspondientes Sectores Biotecnológicos (Rojo, Verde, Blanco y Gris). 
- Práctica en el uso de la información científica y tecnológica, basada en el acceso telemático y la gestión ofimática de 
bibliografía, patentes, legislación y bases de datos. 
- Profundización en la interpretación y descripción de resultados experimentales. 
- Destreza en la comunicación multimedia de conocimientos científicos y tecnológicos. 
 
Programa Teórico: 
- Introducción a la Enzimología Aplicada. Enzimas y Sectores Biotecnológicos. Enzimas y 
biocatálisis: Producción, bioanálisis, biodegradación y síntesis. Producción y mejora 
biotecnológica de enzimas. Biocatálisis enzimática homogénea y heterogénea: Actividad, 
estabilidad, medios no acuosos, inmovilización, bioreactores y biosensores. 
- Enzimología Sanitaria (Roja). Medicina: Enzimas como fármacos y objetivos moleculares. 
Veterinaria: Enzimas en sanidad y nutrición animal, ganadería y acuicultura. Farmacia: 
Enzimas en la extracción y síntesis estereoespecífica de nuevos fármacos, Modelado 
Molecular (Molecular Modeling) y Cribado de Alto Rendimiento (High Troughput Screening). 
- Enzimología Agroalimentaria (Verde). Agricultura: Enzimas como objetivos moleculares 
en la mejora de cultivos agrarios (productividad, enfermedades, plaguicidas, etc.) y en 
biotecnologías posrecolección (atmósferas controladas y modificadas, etc.). Alimentación: 
Enzimas como biocatalizadores y objetivos moleculares, en la extracción, procesado y 
elaboración de alimentos, habituales y funcionales enriquecidos con nutracéuticos. 
- Enzimología Industrial (Blanca). Energía: Enzimas en la extracción de petróleo y en la 
producción de biocombustibles renovables (bioetanol, biodiesel, biometano, etc.).. 
Materiales: Enzimas en la producción de pasta, papel, corcho, polímeros inteligentes, 
polímeros con impresión molecular, plásticos biocatalíticos, etc. Textil: Enzimas en la 
elaboración de tejidos (algodón, lana, seda, cuero, etc.) y en la producción de detergentes 
(glucosidasas, lipasas, proteasas, etc.). Química: Enzimas en la síntesis de productos 
químicos, finales e intermedios, utilizados en múltiples sectores industriales. 
- Enzimología y Gestión Empresarial (Gris). Conocimiento: Enzimas, propiedad industrial, 
patentes, legislación, nuevas empresas de base tecnológica, spin off. Seguridad: Enzimas, 
prevención, HACCP y HEDEG. Medioambiente: Enzimas, Normas ISO 14000, subproductos 
y contaminantes. Calidad: Enzimas, Normas ISO, GP, UNE y EN. Gestión integrada. 
- Enzimología Aplicada en Empresas Seleccionadas. ARTBIOCHEM: Producción y 
aplicaciones de enzimas obtenidas de residuos agroindustriales. CAGLIO-STAR: 
Aplicaciones de las enzimas en la elaboración de productos lácteos. DSM-DERETIL: 
Aplicaciones de las enzimas en química fina y biodegradación de contaminantes. 
NOVOZYMES: Aplicaciones de las enzimas en empresas de los Sectores Biotecnológicos. 
- Enzimología Aplicada de Enzimas Seleccionadas. Polifenoloxidasas: Antitumorales, 
despigmentantes, antipardeantes, bioanálisis, biodegradación y síntesis de fenoles. 
Peroxidasas: Bioanálisis clínicos de metabolitos y fenoles, biodegradación y síntesis de 
fenoles y polímeros. Dihidrofolatoreductasas: Cáncer, pteridinas, antitumorales y 
nutracéuticos. 
 
Programa Práctico: 
- Mesas redondas. Coloquios moderados por el profesor, acerca del contenido de cada 
Seminario, entre el ponente y los alumnos del curso. 
Experimentos a realizar en los laboratorios y con la instrumentación del GENZ. 
- Cromatografía. HPLC ultrarrápida. Detección Multilongitud de onda y Diode Array. 
Factores de capacidad y resolución de columnas. Recogida de fracciones. 
- Espectrometría. Modelado Molecular. Predicción e interpretación de espectros de 1H y 13C 
–NMR. Espectrometría de Masas: GC/MS y LC/MS. 
- Oximetría. Detección amperométrica de oxígeno y electrodo de Clark. Registro, análisis, 
exportación e importación de datos. Análisis de regresión lineal. 
- Espectrofotometría. Óptica de doble haz. Espectros y cinéticas. Adquisición, análisis, 
exportación e importación de datos. Análisis de regresión no lineal. 
- Espectrofluorimetría. Fluorescencia, fosforescencia y luminiscencia. Espectros y 
cinéticas. Captación, análisis, exportación e importación de datos. 
- Automatización. Absorción, emisión y reflexión de luz. High Throughput Screening. 
Espectrofotometría y espectrofluorimetría en microplacas: Lectura, análisis, exportación e 
importación de datos. 
 
Trabajo Personal del Alumno: 
- Preparación de las Mesas redondas sobre el conjunto de los Seminarios del curso. 
- Elaboración de un informe escrito sobre los resultados de las Prácticas de laboratorio. 
- Preparación de la prueba calificadora escrita sobre el contenido del curso. 
 
Metodología: 
- Conferencias impartidas por los profesores sobre los temas del Programa. Habitualmente, 
los temas se desarrollan en varias sesiones de 1 h de duración, seguidas de Mesas 
redondas con duración mínima de 15 minutos. 
- Mesas redondas moderadas por el profesor, que incluyen preguntas y comentarios sobre 
el contenido de cada Seminario entre el ponente y los alumnos del curso. 
- Clases prácticas de laboratorio, con introducción a las prestaciones de métodos 
instrumentales avanzados, usuales para la investigación en Enzimología Aplicada. 
 
Criterios de evaluación: 
- Control de la asistencia de los alumnos matriculados. 
- Profundización y exposición sobre las cuestiones planteadas en las Mesas redondas. 
- Informe escrito sobre los resultados obtenidos en las Prácticas de laboratorio. 
- Prueba calificadora escrita acerca del contenido del curso. 
 
Bibliografía: 
- Aehle, W. (2004) Enzymes in Industry, Wiley-VCH. 
- Bommarius, A.S. & Riebel, B.R. (2004) Biocatalysis, Wiley-VCH. 
- Buchholz, K. (2005) Biocatalysts and Enzyme Technology, Wiley-VCH. 
- Copeland, R.A. (2000). Enzymes: A Practical Introduction to Structure, Mechanism and Data Analysis, John Wiley & Sons. 
- Kumar, A. & Garg, S. (2009) Enzymes and Enzyme Technology, Anshan. 
- Liese, A. et al. (2004). Industrial Biotransformations, 2nd ed., Wiley-VCH. 
- Pandey, A. (2006) Enzyme Technology, Springer. 
- Smith, J.E. (2009) Biotechnology, 5th ed., Cambridge. 
- Minirrevisiones, revisiones y artículos de investigación, actualizados sobre cada tema (http://www.um.es/genz). 
 
PROGRAMA DE POSGRADO “BIOLOGÍA MOLECULAR Y BIOTECNOLOGÍA”
ASIGNATURA: “BIOLOGÍA MOLECULAR Y CELULAR DE LA RESPUESTA A ESTRÉS 
EN MICROORGANISMOS”
Profesorado:
José Cansado Vizoso (jcansado@um.es; 868-884953) (Prof. responsable)
Mariano J. Gacto Fernández (maga@um.es; 868-887132) 
Patricia Lucas Elío (patlucel@um.es; 868-88367138)
Antonio Sánchez Amat (antonio@um.es; 868-884955)
Teresa Soto Pino (teresaso@um.es; 868-884393)
Francisco Torrella Mateu (torrella@um.es; 868-887139)
Jerónima Vicente Soler (jerovic@um.es; 868-884952)
Créditos y distribución: 6 créditos ECTS (150 horas)
25 horas teóricas 25 horas prácticas 100 horas de trabajo personal
Objetivos pedagógicos:
1. Desarrollar y dinamizar la actitud crítica del alumno en temas científicos, favorecer el 
aprendizaje activo e inducir su capacidad expositiva.
2. Que el alumno pueda acceder autónomamente a la bibliografía científica relevante 
de la asignatura, entender y clasificar su contenido. 
3. Que el alumno conozcalos últimos avances en Biología Molecular y Celular de 
respuesta a estrés en microorganismos.
4. Que el alumno comprenda el fundamento y aplicación de técnicas de Biología 
Molecular y Celular utilizando como modelo microorganismos. 
Programa Teórico: 25 horas
Consta de diez sesiones teóricas impartidas por el profesorado en las que se abordan 
aspectos específicos sobre la señalización molecular y celular en bacterias y levaduras y 
que coinciden con las líneas de trabajo de los grupos de investigación implicados. Las 
clases comprenden dos partes de setenta y cinco minutos cada una y treinta minutos de 
descanso entre ambas: una primera de exposición y una segunda de debate y discusión.
Temario (Entre paréntesis se indica el número de sesiones dedicadas a cada tema).
1. Mecanismos de adaptación a medios acuáticos en bacterias y transmisión de señales 
moleculares entre microorganismos (2).
2. Actividades polifenol oxidasas y síntesis de antimicrobianos en bacterias (2).
3. MAP Kinasas y respuestas celulares frente a situaciones de estrés ambiental en 
eucariotas simples, centrándose en los modelos de levaduras (3).
4. Solutos compatibles (trehalosa, glicerol) como metabolitos implicados en la protección 
microbiana frente a condiciones de estrés (2).
5. Modelos de regulación transcripcional en levaduras en respuesta a estrés (1).
Programa Práctico: 25 horas
Cada alumno imparte un seminario basándose en artículos científicos recientes y 
seleccionados a partir de una lista propuesta por los profesores y elaborada en función a su 
calidad, relevancia y relación con los temas impartidos en clase. El formato y duración de los 
seminarios es idéntico al de las sesiones teóricas. 
También, se impartirán clases prácticas de laboratorio basadas en técnicas y métodos 
específicos de las distintas líneas de trabajo de los grupos de investigación implicados. 
mailto:jerovic@um.es
mailto:torrella@um.es
mailto:teresaso@um.es
mailto:antonio@um.es
mailto:patlucel@um.es
mailto:maga@um.es
mailto:jcansado@um.es
Trabajo Personal del Alumno:
El alumno debe dedicar su tiempo a la consulta bibliográfica, a la preparación del seminario 
que va a exponer y de un esquema del mismo que repartirá al resto de alumnos, así como a 
la elaboración de resúmenes de las clases teóricas, de las prácticas de laboratorio y 
seminarios del resto de compañeros.
Bibliografía:
• Buck, V., Quinn, J., Soto, T., Martin, H., Saldanha, J., Makino, K. Morgan, B.A. & Millar, J.B.A. 
(2001) Peroxide sensors for the fission yeast stress-activated mitogen-activated protein kinase 
pathway. Mol. Biol. Cell 12, 407-419.
• Derijard, B., Hibi, M., Wu, I.H., Barrett, T., Su, B., Deng, T., Karin, M. & Davis, R.J. (1994) JNK1: a 
protein kinase stimulated by UV light and Ha-Ras that binds and phosphorylates the c-Jun 
activation domain. Cell 76, 1025-1037.
• Funa, N., Funabashi, M., Ohnishi, Y. & Horinouchi, S. (2005) Biosynthesis of 
hexahydroxyperylenequinone melanin via oxidative aryl coupling by cytochrome P-450 in 
Streptomyces griseus. J. Bacteriol. 187: 8149-8155.
• Galcheva-Gargova, Z., Derijard, B., Wu, I.H. & Davis, R.J. (1994) An osmosensing signal 
transduction pathway in mammalian cells. Science 265, 806-808.
• Gupta, S., Campbell, D., Derijard, B. & Davis, R.J. (1995) Independent human MAP-kinase signal 
transduction pathways defined by MEK and MKK isoforms. Science 267, 389-393.
• Jurkevitch, E. 2007. Predatory Behaviors in Bacteria, Diversity and Transitions. Microbe ,Vol 2, No 
2: 67-73.
• Jurkevitch, E. (Ed). 2007. Predatory Prokaryotes - Biology, Ecology and Evolution. Microbiology 
Monographs 4 Series, 260 pp. Springer-Verlag.
• Lee, J.C, Laydon, J.T., McDonell, P.C., Gallagher, T.F., Kumar, S., Green, D., McNulty, D., 
Blumenthal, M.J., Heys, J.R., Landwatter, S.W., Strickler, J.A., McLaughlin, M.M., Siemens, I.V., 
Fisher, S.M., Livi, G.P., White, J.R., Adams, J.L. & Young, P.R. (1994) A protein kinase involved in 
the regulation of inflammatory cytokine biosynthesis. Nature 372, 739-746.
• Livingstone, C., Patel, G. & Jones, N. (1995) ATF-2 contains a phosphorylation-dependent 
transcriptional activation domain. EMBO J. 14, 1785-1797.
• Martin, M.O. (2002) Predatory prokaryotes: An emerging research opportunity. J. Mol. Microbiol. 
Biotechnol. 4, 467–477.
• Nguyen, A.N. & Shiozaki, K. (1999) Heat-shock-induced activation of stress MAP kinase is 
regulated by threonine- and tyrosine-specific phosphatases. Genes Dev. 13, 1653-1663.
• Phadtare, S., Alsina, J. & Inouye, M. (1999) Cold-Shock response and cold-shock proteins. Curr. 
Opin. Microbiol. 2, 175-180.
• Raivio, T.L. & Thomas, S.J. (2001) Periplasmic stress and ECF sigma factors. Ann.Rev.Microbiol. 
55, 591-624.
• Rendulic, S., Jagtap, P., Rosinus A., Eppinger, M., Baar, C., Lanz, Ch., Keller, H., Lambert, C., 
Evans, K.J., Goesmann, A., Meyer, F., Sockett, R.E. & Schuster, S.C. (2004) A predator 
unmasked: Life cycle of Bdellovibrio bacteriovorus from a genomic perspective. Science, 303, 
689-692.
• Shiozaki, K. & Russell, P. (1995) Cell-cycle control linked to extracellular environment by MAP 
kinase pathway in fission yeast. Nature 378, 739-743.
• Shiozaki, K. & Russell, P. (1997) Stress-activated protein kinase pathway in cell cycle control of 
fission yeast. Methods Enzymol. 283, 503-520.
• Toone, W.M., Kuge, S., Samuels, S., Morgan, B.A., Toda, T. & Jones, N. (1998) Regulation of the 
fission yeast transcription factor Pap1 by oxidative stress: requirement for the nuclear export factor 
Crm1 (Exportin) and the stress-activated MAP kinase Sty1/Spc1. Genes Dev. 12, 1453-1463.
• Treisman, R. (1996) Regulation of transcription by MAP kinase cascades. Curr. Opin. Cell Biol. 8, 
205-215.
• Walton, F.J., Idnurm, A. & Heitman, J. (2005) Novel gene functions required for melanization of the 
human pathogen Cryptococcus neoformans. Mol. Microbiol. 57, 1381-1396.
• Waskiewicz, A.J. & Cooper, J.A. (1995) Mitogen and stress response pathways: MAP kinase 
cascades and phosphatase regulation in mammals and yeast. Curr. Opin. Cell Biol. 7, 798-805.
• Watanabe, Y. & Yamomoto, M. (1996) Schizosaccharomyces pombe pcr1+ encodes a CREB/ATF 
protein involved in regulation of gene expression for sexual development. Mol. Cell. Biol. 16, 704-
711.
• Wilkinson, M.G. & Millar, J.B.A. (1998) SAPKs and transcription factors do the nucleocytoplasmic 
tango. Genes Dev. 12, 1391-1397.
Metodología:
Para el programa teórico: 
La lección magistral participativa permitirá detectar el grado de comprensión de los temas 
por parte del alumno y facilitará su posterior evaluación. Para dicho fin el alumno dispondrá 
días antes de un esquema del tema y de la bibliografía empleada para la elaboración de la 
clase.
Para el programa práctico: 
Los profesores ayudarán en la consulta y selección de los artículos científicos que cada 
alumno empleará en la exposición de su seminario y moderarán la posterior discusión en 
grupo. Para las prácticas de laboratorio, al alumno se le facilitará protocolos explicativos de 
las técnicas que se desarrollen y paralelamente el profesor se encargará de trasmitir el 
fundamento y aplicación de dichas técnicas.
Criterios de evaluación:
- Asistencia continuada y participación en las sesiones teóricas y prácticas.
- Calidad en la presentación y exposición oral del seminario.
- Correcta elaboración de resúmenes (1-2 páginas) de los temas, seminarios impartidos y 
prácticas realizadas.
- Discusión de los resultados presentados en los seminarios y capacidad de comprensión 
analítica y sintética evidenciada en los coloquios respectivos.
PROGRAMA DE POSTGRADO “BIOLOGÍA MOLECULAR Y BIOTECNOLOGÍA” 
CURSO “GENÉTICA MOLECULAR” 
 
 
Profesorado: 
 Rosa M. Ruiz Vázquez (rmruiz@um.es; 868-887136) (Prof. Responsable) 
Santiago Torres Martínez (storres@um.es;868-887133) 
 Carmen Polanco de la Puente (mpolanco@um.es; 868-888175) 
 Maria Luisa Galbis Martínez (mgalbis@um.es; 868-887130) 
 
Créditos y distribución: 6 créditos ECTS (150 horas) 
 Horas teóricas: 20 Horas prácticas: 30 Horas de trabajo personal: 100 
 
Objetivos pedagógicos: 
Los objetivos que se persiguen con este curso son cinco: 
1. Que el alumno conozca los últimos avances en Genética Molecular. 
2. Que el alumno adquiera los hábitos intelectuales necesarios para analizar de forma crítica 
los descubrimientos que va a encontrar en las publicaciones científicas. 
3. Que el alumno se familiarice con la presentación y discusión de trabajos científicos 
4. Que el alumno se familiarice con el uso de las bases de datos bibliográficos 
5. Que el alumno se familiarice con las técnicas utilizadas en Genética Molecular, tanto a 
nivel teórico como práctico. 
 
Programa Teórico: 
El programa está totalmente abierto y se modela de acuerdo con los descubrimientos más 
relevantes que se vayan produciendo en cualquiera de los campos de la Genética. El 
programa teórico se estructura en 15 seminarios, cada uno con una duración total 
aproximada de 80-90 minutos, que se desarrollarán semanalmente a lo largo del primer 
cuatrimestre. En estos seminarios los profesores e investigadores a su cargo, presentan y 
discuten artículos científicos publicados recientemente y de especial relevancia en Genética. 
Previamente, se realiza una introducción detallada del tema y se explica a los alumnos los 
métodos y técnicas utilizados en el trabajo científico que se presentará a continuación. Para 
facilitar la compresión del seminario, los alumnos dispondrán en la aplicación informática 
SUMA, con antelación suficiente, de una copia del artículo que se discutirá cada semana. 
 
Algunos de los temas tratados en ediciones anteriores de este curso fueron: 
- Interacciones bacterias patogénicas-plantas hospedadoras 
- Genómica comparativa 
- Rutas genéticas que regulan el envejecimiento. 
- Regulación de la floración en plantas 
- Inactivación y reactivación del cromosoma X 
- Papel de los micro RNAs en el desarrollo canceroso y la metástasis 
- Uso de la interferencia de RNA en genómica funcional. 
- El papel de la desmetilación del DNA en la regulación de la expresión génica. 
- MicroRNAs y regulación de la expresión génica. 
- Control genético de la vernalización en Arabidopsis thaliana. 
- Herencia no mendeliana en Arabidopsis thaliana. 
- Rutas de degradación de proteínas en bacterias. 
- Mecanismos de control de la calidad del mRNA. 
- Mecanismos de comunicación en bacterias. 
- Priones de hongos. 
- Impronta genómica. 
- Función de los siRNAs endógenos en animales. 
- Terapia génica por siRNAs. 
- Control de la comunicación celular y los destinos celulares. 
- Papel de las hormonas en la ramificación de las plantas. 
mailto:rmruiz@um.es
mailto:storres@um.es
mailto:mpolanco@um.es
mailto:mgalbis@um.es
- Genética de los desórdenes del sueño. 
- Enfermedades debidas a la expansión de repeticiones de trinucleótidos. 
- Canibalismo en bacterias. 
- Control genético del comportamiento sexual en Drosophila. 
- Inducción de células madre pluripotentes a partir de fibroblastos humanos. 
- Inactivación y reactivación del cromosoma X. 
- Transplante de genomas en bacterias: hacia la síntesis de la célula mínima. 
- Muerte celular programada en bacterias. 
- Métodos de secuenciación de nueva generación. 
- Regulación de la floración en plantas. 
- Nuevos mecanismos de regulación del procesamiento del RNA. 
 
Programa Práctico: 
- Trabajo práctico de laboratorio. Los alumnos realizarán una práctica de laboratorio 
a lo largo de una semana en la que se analizará el funcionamiento y utilidad del 
sistema de doble híbrido bacteriano. 
 
Trabajo Personal del Alumno: 
1. El alumno deberá familiarizarse con el tema del seminario que se imparte cada 
semana, para poder seguir su explicación de forma adecuada. Para ello, se pondrá a 
su disposición en la aplicación informática SUMA, con una antelación mínima de una 
semana, la bibliografía principal utilizada por los profesores en la preparación de los 
seminarios, que incluirá tanto el artículo principal como revisiones del tema. 
Concluido el seminario, e inmediatamente después de su impartición, el alumno 
deberá contestar unas breves preguntas sobre el tema principal tratado en el 
seminario, la metodología utilizada y/o las conclusiones fundamentales alcanzadas. 
2. El alumno deberá analizar, interpretar y presentar un resumen de los resultados 
obtenidos en las prácticas de laboratorio 
 
Bibliografía: 
Como se ha mencionado, la asignatura se estructura en seminarios abiertos en los que se 
discuten los descubrimientos más relevantes en el campo de la Genética Molecular, 
publicados recientemente en revistas del nivel de Nature, Science, PNAS, Cell, EMBO 
Journal, Genes and Development, Molecular Microbiology, etc. El objetivo de mantener una 
lista abierta de seminarios es proporcionar la flexibilidad suficiente para poder incorporar a la 
lista cualquier descubrimiento reciente en el campo de la Genética Molecular, que los 
profesores consideren de suficiente relevancia. Por lo tanto, es imposible prever la 
bibliografía que se utilizará en este curso. A modo de ejemplo, se indican a continuación los 
temas tratados en los distintos seminarios impartidos en el curso 2009-2010, incluyendo los 
artículos principales de cada seminario, así como un ejemplo de la bibliografía utilizada para 
la preparación de un seminario concreto, bibliografía que se proporciona a los alumnos de la 
asignatura con una semana de antelación. 
 
Bibliografía principal del curso 2009-2010: 
1. El impacto de los retrotransposones en la evolución del genoma humano: 
The impact of retrotransposons on human genome evolution 
Cordaux and Batzer 
Nature Reviews Genetics, (2009) Vol. 10 pp. 691-703. 
2. Generación de la complejidad y variabilidad neuronal 
L1 retrotransposition in human neural progenitor cells 
Cufal et al. 
Nature, (2009) Vol. 46 
3. Determinación del sexo en las abejas 
Sex determination in honeybees: two separate mechanisms induce and maintain the 
female pathway 
Gempe et al.. 
PLoS Biology, (2009) Vol. 7, issue 10, e1000222. 
 
4. Variación genética humana y su impacto en enfermedades de herencia compleja 
Origins and functional impact of copy number variation in the human genome 
Conrad et al. 
Nature, (2009) doi:10.1038. 
5. El lenguaje humano y los genes 
Human-specific transcriptional regulation of CNS development genes by FOXP2 
Konopka et al. 
Nature, (2009) Vol. 462 pp. 213-218. 
6. Regulación transcripcional y patogenicidad en Listeria 
The Listeria transcriptional landscape from saprophytism to virulence 
Toledo-Aranda et al. 
Nature, (2009) Vol.459 pp. 950-956. 
7. Regulación transcripcional del sueño 
The transcriptional repressor DEC2 regulates sleep length in mammalst 
He et al. 
Science, (2009) Vol. 325 pp. 866. 
8. El DNA como soporte informático 
An improved Huffman coding method for archiving text, images, and music 
characters in DNA 
Ailenberg and Rotstein. 
BioTechniques, (2009) Vol. 47 pp. 747-754. 
9. Papel de los miRNAs en la regeneración y maduración muscular 
MicroRNA-206 delays ALS progression and promotes regeneration of neuromuscular 
synapsis in mice 
Williams et al. 
Science, (2009) Vol. 326 pp. 1549-1554. 
10. Descifrando el código de reconocimiento del DNA por proteínas 
Breaking the code of DNA binding specificity of TAL-Type III effectors 
Boch et al. 
Science, (2009) Vol. 326 pp. 1509-1512. 
11. Vacunas de DNA 
Single-round infections particles enhance immunogenicity of a DNA vaccine against 
West Nile virus 
Chang et al. 
Nature Biotechnology, (2008) Vol. 25 pp. 571-577 
12. Papel de los priones en el desarrollo 
Regulation of embryonic cell adhesion by the prion protein 
Málaga-Trillo et al. 
PLoS Biology, (2009) Vol. 7 issue 3, e1000055. 
13. Islas de patogenicidad en bacterias 
Pathogenicity islands:a molecular toolbox for bacterial virulence 
Gal-Mor and Finlay. 
Cellular Microbiology (2006) Vol. 8 pp. 1707-1719. 
14. Evolución de la determinación sexual en hongos 
Orchestration of sexual reproduction and virulence by the fungal mating-type locus 
Hsueh and Heitman 
Current Opinion in Microbiology (2008), Vol. 11 pp. 517-524 
 
Bibliografía de un seminario concreto: “Variación genética humana y su impacto en 
enfermedades de herencia compleja” 
 
Artículos: 
Origins and functional impact of copy number variation in the human genome 
Donald F. Conrad, Dalila Pinto, Richard Redon, Lars Feuk, Omer Gokcumen, Yujun 
Zhang, Jan Aerts, T. Daniel Andrews, Chris Barnes, Peter Campbell, Tomas Fitzgerald, 
Min Hu, Chun Hwa Ihm, Kati Kristiansson, Daniel G. MacArthur, Jeffrey R. MacDonald, 
Ifejinelo Onyiah, Andy Wing Chun Pang, Sam Robson, Kathy Stirrups, Armand 
Valsesia, Klaudia Walter, John Wei, Wellcome Trust Case Control Consortium, Chris 
Tyler-Smith, Nigel P. Carter, Charles Lee, Stephen W. Scherer & Matthew E. Hurles 
Nature advance online publication, doi:10.1038, 7 October 2009 
 
Global variation in copy number in the human genome 
Redon el at. 
Nature, 444: 444-454 (2006) 
 
Revisiones y comentarios 
 
Sharp focus on the variable genome 
John A. L. Armour 
Nature, 461: 735-736 (2009) 
 
The functional impact of structural variation in humans 
Matthew E. Hurles, Emmanouil T. Dermitzakis and Chris Tyler-Smith 
Trends in Genetics, 24: 238-245 (2008) 
 
Copy-number variation and association studies of human disease 
Steven A McCarroll & David M Altshuler 
Nature Genetics, 39: S37-S42 (2007) 
 
Human genetic variation and its contribution to complex traits. 
Frazer KA, Murray SS, Schork NJ, Topol EJ. 
Nature Review Genetics, 10: 241-251 (2009) 
 
 Metodología: 
Seminarios impartidos por el profesorado y los investigadores a su cargo. En cada 
seminario, se hace una introducción sobre los antecedentes y el estado actual del tema 
objeto del seminario, así como de los métodos y técnicas utilizados, para pasar 
posteriormente a presentar y discutir los resultados y conclusiones de los varios artículos 
recientes (normalmente dos o más) que se han considerado de especial interés y relevancia. 
A estos seminarios, asisten todos los investigadores de los grupos de “Genética Molecular” y 
“Genómica y Biotecnología Molecular de Hongos”, lo que contribuye a elevar el nivel de la 
discusión. 
Trabajo práctico de laboratorio supervisado por los profesores que permitirá a los alumnos 
adquirir una destreza suficiente en la utilización y aplicación de algunas técnicas de Biología 
Molecular. 
 
Criterios de evaluación: 
Se valorarán los siguientes aspectos: 
- Asistencia a todos los seminarios y sesiones prácticas. 
- Adecuación de las respuestas a las cuestiones planteadas al final de cada seminario 
- Calidad del resumen sobre el trabajo realizado en el laboratorio. 
- Participación en los seminarios. 
 
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Frazer%20KA%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_RVAbstract
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Murray%20SS%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_RVAbstract
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Schork%20NJ%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_RVAbstract
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=%22Topol%20EJ%22%5BAuthor%5D&itool=EntrezSystem2.PEntrez.Pubmed.Pubmed_ResultsPanel.Pubmed_RVAbstract
1. Identificación
Identificación de la Asignatura
Asignatura LOCALIZACIÓN CELULAR Y TISULAR DE BIOMOLÉCULAS
Titulación: MÁSTER UNIVERSITARIO EN BIOLOGÍA MOLECULAR Y BIOTECNOLOGÍA
Codigo: 4231 Curso: 1 Grupos: 1
Tipo: OPTATIVA
Modalidad: Presencial
Coordinador: VICTORIANO FRANCISCO MULERO MENDEZ
Créditos ECTS de la asignatura: 6
Número de horas por crédito ECTS: 25 horas.
Estimación del volumen de trabajo del alumno (horas): 150
Duración: 1º Cuatrimestre
Idiomas en los que se imparte: Castellano
Equipo Docente
Coordinador:
VICTORIANO FRANCISCO MULERO MENDEZ
Área: BIOLOGÍA CELULAR
Departamento: BIOLOGÍA CELULAR E HISTOLOGÍA
Categoría Profesional: PROFESORES TITULARES DE UNIVERSIDAD
E-mail: vmulero@um.es
GRUPO 1:
ALFONSA GARCIA AYALA
Área: BIOLOGÍA CELULAR
Departamento: BIOLOGÍA CELULAR E HISTOLOGÍA
Categoría Profesional: CATEDRATICOS DE UNIVERSIDAD
E-mail: agayala@um.es
JOSE MESEGUER PEÑALVER
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
LOCALIZACIÓN CELULAR Y TISULAR
DE BIOMOLÉCULAS
1
Área: BIOLOGÍA CELULAR
Departamento: BIOLOGÍA CELULAR E HISTOLOGÍA
Categoría Profesional: CATEDRATICOS DE UNIVERSIDAD
E-mail: meseguer@um.es
MARIA DE LOS ANGELES ESTEBAN ABAD
Área: BIOLOGÍA CELULAR
Departamento: BIOLOGÍA CELULAR E HISTOLOGÍA
Categoría Profesional: PROFESORES TITULARES DE UNIVERSIDAD
E-mail: aesteban@um.es
VICTORIANO FRANCISCO MULERO MENDEZ
Área: BIOLOGÍA CELULAR
Departamento: BIOLOGÍA CELULAR E HISTOLOGÍA
Categoría Profesional: PROFESORES TITULARES DE UNIVERSIDAD
E-mail: vmulero@um.es
IVAN MULERO MENDEZ
Área: BIOLOGÍA CELULAR
Departamento: BIOLOGÍA CELULAR E HISTOLOGÍA
Categoría Profesional: ASOCIADO A TIEMPO PARCIAL
E-mail: ivan.mulero@um.es
MARIA PILAR SEPULCRE CORTES
Área: BIOLOGÍA CELULAR
Departamento: BIOLOGÍA CELULAR E HISTOLOGÍA
Categoría Profesional: ASOCIADO A TIEMPO PARCIAL
E-mail: mpsepul@um.es
2. Presentación
La asignatura Localización Celular y Tisular de Biomoléculas pretende familiarizar y adiestrar al
alumno en las
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ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
LOCALIZACIÓN CELULAR Y TISULAR
DE BIOMOLÉCULAS
2
técnicas más avanzadas de biología celular que permiten el estudio integrado de la estructura y la
composición de las células tanto post mortem como en células vivas.
3. Condiciones de acceso a la asignatura
Incompatibilidades
No existen incomaptibilidades
Requisitos
Los propios del acceso al Máster
Recomendaciones
No se han publicado recomendaciones de esta asignatura.
Fechas de otras observaciones
No se han publicado otras observaciones de esta asignatura.
4. Competencias
No se han publicado competencias para esta asignatura.
5. Contenidos
TEMA 1 Microscopía óptica y electrónica
Procesamiento de muestras para microscopía
Fundamentos ópticos de la microscopía
Microscopia óptica (MO)
MO de campo claro
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LOCALIZACIÓN CELULAR Y TISULAR
DE BIOMOLÉCULAS
3
MO de contraste de fases e interferencial
MO de fluorescencia y de barrido confocal
Microscopía electrónica (ME)
ME de transmisión
ME de barrido
TEMA 2 Localización in vivo de biomoléculas
Técnicas histoquímicas de enzimas
Producción de anticuerpos policlonales
Producción de anticuerpos monoclonales
Inmunocitoquímica directa e indirecta
Inmunocitoquímica simple y co-localización
PAP y avidina-biotina
Localización celular de mRNA. Hibridación in situ
TEMA 3 Localización in vivo de biomoléculas
Medida del calcio intracelular
Medida del potencial de membrana
Medida del pH
Localización in vivo ("in vivo imaging")
Fusiones traduccionales con GFP
Fusiones transcripcionales con GFP
TEMA 4 Fundamentos y aplicaciones de la citometría de flujo
Fundamentos de la citometría de flujo
Localización y cuantificación de antígenos: inmunofluorescencia
Análisis del ciclo celular
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MASTER
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LOCALIZACIÓN CELULAR Y TISULAR
DE BIOMOLÉCULAS
4
Determinación de apoptosis: TUNEL/ISEL
TEMA 5 Cultivos de células animales
Fundamentos de los cultivos celulares
Establecimiento de un cultivo primario
Métodos físicos de separación celular
Sedimentación por gravedad y elutriación
Centrifugación isopícnica
Cromatografía de afinidad y recolección en placa
FACS
MACS
Control de variables químicas: medios de cultivo y sueros
Control de variables físicas: pH y Tª.
Control de contaminaciones biológicas
Evolución de un cultivo
Cultivo primario, línea celular y línea celular continua
Transformación y senescenciaDesdiferenciación, desadaptación y selección
6. Actividades Prácticas
Práctica 1: Técnicas de detección in situ
Inmunocitoquímica doble
Análisis de proliferación celular y apoptosis
Práctica 2: Cultivos celulares
Manejo de líneas celulares continuas
Transfección
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DE BIOMOLÉCULAS
5
Establecimiento de un cultivo primario
Separación celular mediante MACS
Práctica 3: Citometría de flujo
Estudio de poblaciones celulares
Análisis del ciclo celular mediante tinción con ioduro de propidio
Inmunofluorescencia
Práctica 4: Localización in vivo: Microscopía de barrido confocal
Localización celular de proteínas de fusión con GFP en líneas celulares
Localización in vivo de linfocitos T en peces cebra rag2:GFP y lck:GFP
Localización in vivo de macrófagos en peces cebra mpx:GFP y lys:GFP: movilización en respuesta
a una herida
7. Metodología y Estimación del volumen de trabajo
Estimación de volumen de trabajo del estudiante (ECTS)
Tamaño de Grupo Actividad Formativa Horas
presenciales
Trabajo
Autónomo
Volumen de
trabajo
Grupo completo Clases magistrales 20 40 60
Grupo completo Clases prácticas 30 30 60
Grupo completo Seminarios 0 30 30
Total 50 100 150
Relación: Horas de trabajo/ECTS 150 / 6 = 25
Observaciones/aclaraciones de la metodología
No se han introducido observaciones.
8. Cronograma
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DE BIOMOLÉCULAS
6
No se ha introducido el cronograma para este grupo.
9. Evaluación
Evaluación del Aprendizaje.
Instrumentos Criterios de calidad Ponderación
Valoración de preguntas teórico-prácticas 4
Realización y aprovechamiento de las prácticas 3
Seminario sobre artículo científico 3
Evaluación de la docencia.
Fechas de Examenes
Convocatorias de exámenes oficiales
No hay definida ninguna información sobre las fechas de examenes para esta asignatura.
Fechas de otras actividades de evaluación
ACTIVIDAD SEMANA PREVISTA
10. Bibliografía
Bibliografía Básica:
- Celis J.E. Cell Biology: "A laboratory handbook", 2ª edición. 1997. Academic Press.
Bibliografía Complementaria:
-Goding JW Monoclonal antibodies: principles and practice. 1986. Academic Press.
Freshney RI. Culture of animal cells: a manual of basic technique (3ª ed.). 1994. John Wiley & Sons.
Lodish H., Berk A., Matsudaira P, Kaiser CA, Krieger M., Scott M.P., Zipursky, S.L., Darnell, J.: "Biología
Celular y Molecular", 5ª edición. 2005. Médica Panamericana.
Hsu K, Look AT, Kanki JP. Lessons from transgenic zebrafish expressing the green fluorescent protein
(GFP) in the myeloid lineage. 2004. Methods Cell Biol. 77:333-347.
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
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LOCALIZACIÓN CELULAR Y TISULAR
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7
GUÍA DE LA
ASIGNATURA DE
MASTER
2010/2011
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DE BIOMOLÉCULAS
8
MÁSTER EN “BIOLOGÍA MOLECULAR Y BIOTECNOLOGÍA” 
ASIGNATURA “REGULACIÓN DE LA EXPRESIÓN GÉNICA” 
Profesorado: 
Victoriano Garre Mula (Profesor responsable)
Francisco Murillo Araujo (araujo@um.es; 868-884951)
Marta Fontes Bastos (mfontes@um.es; 868-887130) 
Eusebio Navarro Ros (sebi@um.es; 868-887135)
Antonio Ángel Iniesta Martínez(ainiesta@um.es; 868-888192)
Créditos y distribución: 6 créditos ECTS (150 horas) 
Horas teóricas: 20 Horas prácticas: 30 Horas de trabajo personal: 90 
Objetivos pedagógicos: 
Los objetivos que se persiguen con este curso son: 
1 1. Que el alumno conozca los últimos avances en regulación de la expresión génica, 
fundamentalmente aquellos relacionados con regulación por la luz y epigenética. 
2 2. Que el alumno adquiera los hábitos intelectuales necesarios para analizar de forma 
crítica los descubrimientos que va a encontrar en las publicaciones científicas. 
3 3. Que el alumno se familiarice con técnicas de Biología Molecular utilizadas en el 
análisis de la expresión génica, tanto a nivel teórico como práctico. 
4 4. Que el alumno mejore la capacidad de describir e interpretar resultados 
experimentales. 
5
Programa Teórico: 
El programa está totalmente abierto y se modela de acuerdo con los descubrimientos más 
relevantes que se vayan produciendo en el campo específico de la regulación de la 
expresión génica, tanto a nivel genómico como a nivel de genes concretos. El programa 
teórico se estructura en 15 seminarios, cada uno con una duración aproximada de 60-90 
minutos, que se desarrollarán semanalmente a lo largo del segundo cuatrimestre. En 
estos seminarios, los profesores e investigadores de los grupos de investigación 
“Genética Molecular” y “Genómica y Biotecnología Molecular de Hongos”, presentan y 
discuten artículos científicos publicados recientemente y de especial relevancia en el 
campo de la regulación de la expresión génica. En concreto, se incidirá especialmente en 
el control de la expresión génica por la luz, tanto en procariotas como en eucariotas, la 
naturaleza, estructura y modo de acción de factores transcripcionales, el estudio a nivel 
genómico de las redes de expresión génica (transcriptómica), el silenciamiento génico 
mediado por RNA, etc. Para facilitar la compresión del seminario, los alumnos dispondrán 
en la aplicación informática SUMA, con antelación suficiente, de una copia del artículo que 
se discutirá cada semana. 
Algunos de los temas tratados en la edición anterior de este curso fueron: 
1 - Regulación de la transcripción y remodelación de la cromatina 
2 - Las dos caras de los miRNAs: activación y represión 
3 - Regulación del procesamiento alternativo 
4 - Regulación de la expresión génica en tres dimensiones 
5 - Transcripción en el genoma humano 
6 - Interacciones intercromosómicas en la regulación de la transcripción 
Programa Práctico: 
Los alumnos realizarán una práctica de laboratorio, de 30 horas de duración y 
desarrollada durante una semana, en la que se familiarizarán con algunas de las técnicas 
utilizadas en el análisis de la expresión génica (purificación de proteínas expresadas en 
Escherichia coli, marcado de DNA y ensayos de cambio de movilidad electroforética). 
Trabajo Personal del Alumno: 
1. El alumno deberá familiarizarse con el tema del seminario que se imparte cada 
semana para poder seguir la explicación, así como participar en la discusión sobre los 
resultados presentados. Para facilitar el seguimiento del seminario, se pondrá a 
disposición de los alumnos a través de la aplicación informática SUMA, con una 
antelación mínima de una semana, la bibliografía principal utilizada por los profesores 
para su preparación, que incluirá tanto el artículo principal como revisiones actuales 
del tema. Concluido, el seminario, e inmediatamente después de su impartición, el 
alumno deberá contestar unas breves preguntas sobre el tema tratado, la metodología 
utilizada y las conclusiones fundamentales alcanzadas.
2. El alumno deberá adquirir los conocimientos básicos sobre la metodología utilizada en 
la práctica, así como analizar e interpretar los resultados obtenidos en las prácticas de 
laboratorio. Estos aspectos se valorarán a través de un cuestionario que se realizará a 
la finalización de las prácticas.
Bibliografía: 
Como se ha mencionado, la asignatura se estructura en seminarios abiertos en los que se 
discuten los descubrimientos más relevantes en el campo específico de la Regulación de 
la Expresión Génica, publicados recientemente en revistas del nivel de Nature, Science, 
PNAS, Cell, Plos Biology, EMBO Journal, Genes and Development, Molecular 
Microbiology, etc. El objetivo de mantener una lista abierta de seminarios es proporcionar 
la flexibilidad suficiente para poder incorporar a la lista cualquier descubrimiento reciente 
relacionado con los distintos niveles de regulación de la expresión génica, que los 
profesores consideren de suficiente relevancia. Por lo tanto, es imposible prever la 
bibliografía