ELECTROFORESIS DE PROTEINAS SERICAS

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Carrera: MEDICINA Cátedra: BIOQUIMICA 
 
ELECTROFORESIS DE PROTEÍNAS SERICAS 
MATERIAL OPCIONAL DE ESTUDIO 
 
 
INTRODUCCIÓN 
La electroforesis es una técnica separativa basada en el transporte que sufre una partícula cargada 
bajo la acción de un campo eléctrico. Las partículas o moléculas cargadas negativamente migran 
hacia el electrodo positivo (ánodo), mientras que las partículas cargadas positivamente migran hacia 
el electrodo negativo (cátodo). Esta técnica es de utilidad para la separación de macromoléculas 
como proteínas y ácidos nucleicos. 
Para llevarla a cabo se necesita un equipo electroforético (figura 1): 
• Una fuente de tensión que proporciona el campo eléctrico mediante dos electrodos entre los 
que se establece una diferencia de potencial. 
• Una cubeta o recipiente en cuyos extremos se sitúan los electrodos 
• Una solución buffer. 
• Un soporte electroforético. 
 
Los soportes pueden ser: no restrictivos (el tamaño del poro no afecta el paso de laspartículas ya 
que el tamaño de las mismas es muy pequeño en comparación al tamaño del poro) y restrictivos 
(afecta el paso de las partículas). Entre los primeros, las membranas de acetato de celulosa poseen 
grandes poros por lo tanto no ejercen un efecto de tamiz. En este caso la separación electroforética 
está basada en la densidad de cargas (relación carga/masa) de las proteínas. Entre los segundos, 
la poliacrilamida es un soporte de tipo restrictivo que se utiliza para estudios donde se requiere alta 
resolución. 
El suero humano contiene más de 125 proteínas identificadas, que cumplen diversas funciones. Los 
componentes proteicos del plasma o suero constituyen casi toda la masa de los solutos del suero 
(aprox. 80 g/l). Se encuentran presentes proteínas transportadoras, anticuerpos, inhibidores 
enzimáticos, factores de la coagulación, etc. El plasma contiene además, fribrinógeno (aprox. 3 g/l), 
proteína que está ausente en el suero. 
La concentración de proteínas séricas totales, o las proporciones de las fracciones proteicas 
individuales, cambian durante una gran variedad de enfermedades por lo que la cuantificación de 
proteínas séricas totales y de fracciones individuales es de valor considerable en el diagnóstico 
clínico. Esta técnica permite identificar entonces, distintas fracciones de un patrón electroforético 
normal y patológico. 
Dado que las proteínas tienen una carga neta a cualquier pH diferente de su punto isoeléctrico, al 
ser sometidas a un campo eléctrico se desplazan a una velocidad que depende de su densidad de 
carga (relación carga/masa). 
La carga eléctrica que manifieste una proteína depende de la ionización de los grupos libres 
disociables existentes en las cadenas laterales de los restos aminoacídicos que las constituyen. La 
magnitud de la carga será proporcional a la diferencia entre el pH del medio y su punto isoeléctrico. 
El punto isoeléctrico (pI) es el pH en el cual existe un equilibrio entre cargas positivas y negativas, 
por lo que la carga neta de la proteína es cero. Si una mezcla de 2 o más proteínas con diferentes pI 
se disuelven en un medio de determinado pH, las diferencias entre este valor de pH y el pI de cada 
proteína serán diferentes y por ello el valor de su carga neta y de su velocidad de migración en el 
campo eléctrico serán también distintos. Este fenómeno es el fundamento del fraccionamiento 
electroforético. 
Para llevar a cabo la separación de proteínas séricas se utiliza la separación electroforética basada 
en la densidad de cargas (relación carga/masa) que utiliza como soporte el acetato de celulosa. Este 
tipo de electroforesis es fácil de manipular y tanto la corrida electroforética en sí como el teñido 
posterior de las bandas proteicas son rápidos. 
Si bien no es un método de alta resolución, los patrones electroforéticos obtenidos de muestras de 
suero humano resultan muy útiles para el diagnóstico de enfermedades. Esta electroforesis se lleva 
a cabo a pH 8,6, pH en el cual las proteínas quedan cargadas negativamente y se obtienen cinco 
bandas principales. El buffer empleado ayuda a mantener un pH constante y asegura que cada 
proteína mantenga una carga constante durante toda la separación. 
La tinción de las proteínas luego de su separación electroforética y su posterior cuantificación es el 
método más común para medir las fracciones proteicas individuales. La cuantificación se realiza por 
densitometría o elución. 
 
A continuación se describe la metodología mostrada en el video de Electroforesis en acetato de 
celulosa (link en PEDCO). 
 
RESUMEN DE MATERIALES Y REACTIVOS UTILIZADOS EN EL VIDEO 
 
Materiales: Cámara electroforética horizontal, fuente de poder, aplicador de 
muestras, cajas de Petri para tinción, decoloración y lavado, Tiras de acetato de celulosa, 
portaobjetos o planchuela de vidrio, estufa de cultivo. 
 
Reactivos: 
1) Solución buffer: Veronal sódico 0,04 M (8,24 g en un litro de agua destilada), pH 8.6 
2) Colorante: 0,5 g de amidoschwartz en 45 ml de metanol + 45 ml de agua + 10 ml de 
ácido acético. 
3) Decolorante: 475 ml de metanol + 475 ml de agua + 50 ml de ácido acético. 
4) Colorante del frente de corrida: azul de bromo fenol (trazas). 
5) Deshidratante: metanol puro. 
6) Transparentizador: 85 ml metanol + 14 ml ácido acético + 1 ml de glicerol. 
7) Material biológico: suero sanguíneo no hemolizado, normal y patológico. 
 
RESUMEN DE LOS PROCEDIMIENTO DE LA TÉCNICA 
1) Se sumergen las tiras de acetato de celulosa por lo menos 10 minutos en solución buffer. 
2) Se deja secar la tira entre dos hojas de papel secante para eliminar el exceso de líquido. 
3) Se coloca la tira, con la parte opaca hacia arriba sobre el soporte de la cuba. La tira 
debe estar bien tiesa y plana, cuidando que los extremos toquen la solución buffer que se ha colocado 
previamente en cada compartimiento de la misma. 
4) Se mezcla el suero con una ínfima cantidad de azul de bromofenol. 
5) Se siembra a un cm del borde aproximadamente 10 μl de suero, haciendo leve presión con el 
aplicador y sacándolo rápidamente para evitar excesos. 
6) Una vez sembradas todas las muestras, se tapa la cuba y se deja pasar 2,5 mA de 
corriente durante una hora. 
7) Se desenchufa y se sacar la tira, colocándola durante 5 minutos en la solución colorante. La 
solución debe cubrir la tira, asegurándose que la parte inferior de las mismas, también esté en 
contacto con el colorante. 
8) Se saca la tira con una pinza, se lava primero con agua corriente hasta eliminar el exceso de 
colorante, luego se sumerge en la solución decolorante 3 ó 4 veces para remover el exceso de 
colorante. 
9) Se deshidrata en metanol 30 segundos 
10) Se Colocan en la solución de transparentización durante 1 minuto. 
11) Se puede colocar la tira sobre un portaobjeto a 37° C durante 10 minutos. 
 
 
BIBLIOGRAFÍA: 
- Blanco A (1995). Química biológica. Editorial El Ateneo. 
- Devlin T. Biochemistry with Clinical correlations (1997). Fourth Edition. Wiley- Liss. 
- García Segura J., Gavilanes J., Martínez del Pozo A., Montero F. Oñaderra M. y Vivanco F. (1999) 
Técnicas Instrumentales de análisis en Bioquímica. Editorial Síntesis, Madrid. 
- Stryer, L. Bioquímica. 7a ed. Editorial Reverté (2016). 
- Voet D, Voet J. Bioquímica. Ediciones Omega. 4ta edición (2016).