Microbiologia_AIRE

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I. INTRODUCCIÓN
En los ambientes exteriores e interiores se encuentra un gran número de partículas de diferente origen, forma y tamaño suspendidas en el aire; ellas constituyen el aerosol atmosférico.
Se pueden clasificar de diferentes formas, teniendo en cuenta el origen (biológico, orgánico, inorgánico), la localización (marina, continental, rural, industrial, urbana) y el efecto que pueden causar sobre las superficies en que se depositan (químico, tóxico, patogénico, degradativo) (Mandrioli, 2002). Entre las partículas de origen biológico se encuentran bacterias, esporas fúngicas, algas, virus, protozoos, granos de polen, etc.
Los microorganismos pueden ser transportados del aire exterior hacia el interior de los locales a través de la ventilación y los visitantes. El transporte se realiza sobre partículas de polvo, fragmentos de hojas secas, piel, fibras de ropa, en gotas de agua o en gotas de saliva eliminadas al toser, estornudar o hablar. (Gallo etal., 1996; Vaillant & Valentín, 1996). La colonización y el crecimiento sobre la superficie de los objetos que se encuentran en el interior, también pueden ser una importante fuente de contaminación del aire interior (Petushkova & Kandyba, 1999).
En condiciones estándares la microbiota del aire puede coexistir con los objetos y colecciones de valor histórico y con las personas en un ecosistema específico sin causar grandes daños. Sin embargo, en la medida que se produce un cambio inadecuado en las condiciones ambientales, los microorganismos pueden tener efectos negativos en el punto de biodeterioro y patogénico (Florian, 2002 a).
Algunos han creado adaptaciones especializadas que favorecen su supervivencia y permanencia. Los microorganismos dispersados por el aire tienen una gran importancia biológica y económica porque producen enfermedades en plantas, animales y humanos, causan alteraciones en los alimentos y materiales orgánicos y contribuyen al deterioro y corrosión de monumentos y metales.
Este análisis microbiológico del ambiente es muy utilizado en la industria alimentaria porque es importante para determinar el grado de contaminación ambiental, ya que las condiciones higiénicas del lugar de trabajo (utensilios, superficies, etc.) y del propio manipulador van a influir en el número y tipo de microorganismos de alimento.
Asi mismo, se utiliza también como una medida del control del aire en ambientes cerrados, principalmente en los hospitales, industrias farmacéuticas y alimentarias, para saber la cantidad y el tipo de microorganismos que hay en el ambiente en donde se realiza la toma de muestra.
1.1. Objetivos
· Describir el procedimiento de muestreo microbiológico de aire
· Realizar un recuento de microorganismos bacterianos presentes en el criadero de cuyes.
· Realizar un recuento de los tipos de hongos presentes en el criadero de cuyes.
· Identificar los tipos de microorganismos bacterianos presentes en el aire alrededor del criadero de cuyes.
· Reconocer, mediante microcultivo, los tipos de hongos presentes en el aire alrededor del criadero de cuyes.
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. Muestreo microbiológico de aire
Según Infoaire (Ministerio del Ambiente [MINAM, 2017]) menciona que: la calidad del aire se puede conocer a través de mediciones con equipos especializados. Hay muchos factores que afectan la calidad del aire que respiramos como por ejemplo la presencia de sustancias contaminantes como gases o partículas generadas de manera natural o por actividades desarrolladas por el hombre. El crecimiento económico que tiene el país en los últimos años demanda un mayor uso de energía, recursos y servicios por parte de la población e industrias, significando la liberación de contaminantes del aire y gases de efecto invernadero (GEI), que alteran la calidad del aire afectando la salud de la población expuesta, produce daños en el ambiente (flora, fauna y ecosistemas) y el deterioro de bienes como los edificios, monumentos y otras estructuras; es por ello que, en el Perú la calidad del aire se basa en el cumplimiento de los Estándares de Calidad Ambiental de Aire (ECA Aire), que establecen niveles objetivo para la presencia de contaminantes en el aire, de modo que al mantenerse bajo estos niveles no representen riesgo a la salud de la población ni al ambiente.
2.2. Medios de cultivo (de cada uno descripción, incubación, características del medio)
2.2.1. Caldo BHI
El caldo BHI (Infusión Cerebro Corazón), medio de cultivo líquido color ámbar claro sin precipitado cuando el medio está preparado, a un pH 7,4 ± 0,2.
Utilizado principalmente para el cultivo de microorganismos de difícil crecimiento y microorganismos de crecimiento rápido entre los que se incluyen bacterias aerobias y/o anaerobias. 
Es un medio muy rico en nutrientes que proporciona un adecuado desarrollo microbiano. El cultivo BHI está compuesto principalmente por la infusión de cerebro de ternera y la infusión de corazón vacuno y la peptona que son la fuente de carbono nitrógeno y vitaminas. La glucosa es el hidrato de carbono fermentable el cloruro de sodio mantiene el balance osmótico y el fosfato disódico otorga capacidad buffer. 
El agar es el agente solidificante. Se utiliza fosfato disódico como tampón en el medio. El agar cerebro Corazón mantiene los mismos principios que el caldo para el cultivo de estreptococos y otras bacterias exigentes. BRIZUELA M. (2015)
Incubación 
Incubar las placas durante 24 – 48 h para bacterias y Cándida, y hasta un máximo de 5 días para Trichophyton. Las bacterias y Cándida deben incubarse a una temperatura de 35 a 37 °C, y Trichophyton, a 25 – 30 °C.
Según el diagnóstico clínico y los agentes presuntivos causantes de la infección, deben incluirse otros medios. 
2.2.2. Caldo BHI con antibiótico
El medio BHI + Antibióticos a BHI + (inhibidor de hongos saprófitos) es un medio selectivo, no es diferencial. se utiliza generalmente en el aislamiento selectivo de hongos patógenos. Para el aislamiento de hongos de muestras potencialmente contaminadas, se debe inocular un medio selectivo junto con uno no selectivo. MURRAY P.R.,1999
Incubación
Incubar las placas a 25 – 30 °C en posición invertida con humedad aumentada. Para el aislamiento de hongos que causan micosis sistémicas y el aislamiento de Actinomycetales aerobia, deben inocularse dos conjuntos de medios: uno debe incubarse a 25 – 30 °C y el otro equivalente, a 35 – 37 °C. Todos los cultivos deben examinarse al menos semanalmente para detectar crecimiento y deben mantenerse durante varias semanas antes de notificarlos como negativos
2.2.3. Agar Cled
CLED (Cysteine-Lactose-Electrolyte-Deficient) es un medio de cultivo diferencial preparado para la recuperación, aislamiento y diferenciación de especies de microorganismos Gram-positivos y Gramnegativos, se utiliza principalmente para el recuento de UFC en muestras de orina permitiendo la diferenciación de microorganismos lactosa positivos y lactosa negativos. NASH P, KRENZ.MM, 1991)
Es deficiente en electrolitos lo cual permite controlar parcialmente el fenómeno de “Swarming” de diferentes especies de Proteus
Fórmula g/l
· Gelatina de digestión pancreática		4.0 g
· Caseína de digestión pancreática		4.0 g
· Extracto de carne					.3.0 g
· Lactosa						10.0 g
· L-Cysteina						128.0 mg
· Azul de bromotimol					0.02 g
· Agar							15.0 g
Incubación
Incubar las placas en posición invertida a 37°C en aerobiosis. Al término de 24 -48 horas de incubación examinar el cultivo y determinar los estudios a seguir según las características de las colonias.
Expresión de los resultados
2.2.4. Agar Manitol salado
Medio selectivo para el aislamiento de estafilococos patógenos. Con un pH: 7,4 ± 0,2 a 25ºC. La mayoría de los microorganismos, que no sean estafilococos, son inhibidas por la alta concentración de cloruro de sodio. Por lo general los estafilococos coagulasa positivo fermentan el manitol, haciendo virar el medio al amarillo. BECTON DICKINSON 2013
Composición: (en gramos por litro) 
· Polipeptona			14 g/l
· Cloruro de sodio		75 
· Manitol			10· Rojo de fenol		0,025 
· Agar				13 
Incubación
Colocar en estufa de cultivo a 35-37 ºC durante 18-48 horas, en aerobiosis.
Expresión de los resultados
Microorganismos fermentadores del manitol: colonias amarillas. Microorganismos no fermentadores del manitol: colonias del color del medio, rojas. BRIZUELA M. (2015)
2.2.5. Agar Sabouraud glucosa
Medio utilizado para el aislamiento, identificación y conservación de hongos patógenos y saprófitos. También es útil para el cultivo de levaduras. Fundamento Medio de cultivo recomendado para el aislamiento y desarrollo de hongos y levaduras. MURRAY P.R.1999
En el medio de cultivo, las peptonas y la glucosa son los nutrientes para el desarrollo de microorganismos. El alto contenido de glucosa y el pH ácido (pH 5.6±0.2), inhiben el desarrollo bacteriano y favorecen el crecimiento de hongos y levaduras. El agar es el agente solidificante. Puede ser suplementado con otros agentes selectivos de crecimiento.
Fórmula (en gramos por litro) 
· Peptona de caseína		5.0
· Peptona de carne			5.0
· Dextrosa (+)				40.0
· Agar					15.0 
Incubación
En aerobiosis a 20-25 ºC. El tiempo dependerá del hongo y levadura que se quiera recuperar. Como regla general, incubar en las condiciones descriptas durante 2 a 7 días. En el caso de investigar dermatofitos, incubar durante 5 a 20 días y examinar el cultivo cada 4 a 6 días.
Expresión de los resultados
Observar y describir el color y morfología de las colonias obtenidas.
2.2.6. Agar Mc Conkey
Este medio de cultivo de pH 7.1 ± 0.2 y se utiliza para el aislamiento de bacilos Gram negativos de fácil desarrollo, aerobios y anaerobios facultativos a partir de muestras clínicas, aguas y alimentos. Todas las especies de la familia Enterobacteriaceae desarrollan en el mismo.
En el medio de cultivo, las peptonas, aportan los nutrientes necesarios para el desarrollo bacteriano, la lactosa es el hidrato de carbono fermentable, y la mezcla de sales biliares y el cristal violeta son los agentes selectivos que inhiben el desarrollo de gran parte de la flora Gram positiva. El agar es el agente solidificante. BRIZUELA M. (2011)
Fórmula
· Peptona de carne				1,5 g
· Peptona de gelatina			17.0 g
· Tripteina					1.5 g
· Lactosa					10.0 g
· Mezcla de sales biliares nº3.		1.5 g
· Cloruro de sodio				5.0 g
· Rojo neutro					0.03 g
· Cristal violeta				0.001 g
· Agar						13.5 g
· Agua purificada				1000 ml
Incubación
Un medio selectivo para el aislamiento e identificación de bacterias entéricas Incubar las placas aeróbicamente durante 18 a 40 horas a 35 a 37ºC.
Expresión de los resultados
Por fermentación de la lactosa, disminuye el pH alrededor de la colonia. Esto produce un viraje del color del indicador de pH (rojo neutro), la absorción en las colonias, y la precipitación de las sales biliares.
Los microorganismos no fermentadores de lactosa producen colonias incoloras.
2.2.7. Agar M77
Aislaron en el medio M77 se cogió una sola colonia con el ansa de siembra, se sembró en todos con medios de cultivo diferenciales, dejamos incubar a 37°C por 48 horas
2.3. Recuento de microorganismos
Existen varios métodos en las que se puede realizan el recuento de microorganismos.
2.3.1. Métodos de recuento de microorganismos
2.3.1.1. Métodos de recuento por plaqueo
La técnica de recuento por plaqueo es una de las metodologías más ampliamente usada para la determinación del número de bacterias u hongos presentes en una muestra, aunque esta es una de las más antiguas, los datos obtenidos son muy precisos y aún es usado como método de referencia. Este método consiste en diluir en factor 1:10 a la muestra original hasta la dilución 1:10000000; se colocan 100 µl de cada una de las diluciones en placas independientes que contienen un medio de cultivo gelificado (FISHER et al., 1922).
2.3.1.2. Métodos por goteo en placa
Es una de las técnicas cuyo uso se ha intensificado en nuestros días para el recuento bacteriano, es la técnica de goteo en placa, debido a que ésta es fácil, rápida y económica. En este método también se realizan las diluciones 1:10 a partir de la muestra original, pero a diferencia del método de plaqueo, aquí se colocan tres gotas de 20 µl de cada una de las diluciones seriadas en las placas de medio gelificado (SOMASEGARAN, 2001).
2.3.1.3. Número más probable (NMP)
El método NMP como en otros métodos de recuento, se realizan diluciones 1:10 hasta la dilución 1:10000000 (Figura 5). A partir de cada dilución se toman 100 µl por triplicado o por réplicas de 5 y se siembran en el medio de cultivo donde esperamos ver el crecimiento característico del microorganismo deseado. En algunos casos se desea cuantificar la presencia de algún microorganismo específico difícil de aislar o con un crecimiento que no permite distinguir colonias delimitadas, una alternativa es seguir alguna actividad metabólica característica del microorganismo en cuestión (SOMASEGARAN, 2001).
2.3.1.4. Goteo por sellado en placa masivo (GSPM)
Se basan en realizar diluciones seriadas 1:10 con la ayuda de una pipeta multicanal sobre placas multipozos y además en colocar micro-gotas de cada dilución en el medio de selección. Una de sus ventajas es que no se requiere el uso de puntas para una micropipeta durante la dispensación de las gotas y en referencia al tiempo destinado para dicho goteo también es mucho menor debido a que las gotas se colocan en un solo paso (FISHER et al., 1922).
2.3.1.5. Método por vaciado en placa
El método de vaciado en placa es también ampliamente utilizado es parte de las normativas para la detección de microorganismos y cada vez menos usado en investigación, pero aún hay trabajos reportados con esta metodología. Este método consiste en diluir en factor 1:10 a la muestra original hasta la dilución 1:10000000 Para el método de plateo, se colocan 100 µl de cada una de las diluciones en placas independientes que contienen un medio de cultivo gelificado. La gota de 100 µl de cada placa es extendida (plaqueada) con ayuda de una varilla de vidrio o bien con bolitas de vidrio, en ambos casos el material de vidrio es estéril y frio (MORALES L. 2012).
2.4. Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias
Existe un conjunto de medios de cultivo que son muy usados para la identificación bacterias. La siembre de este conjunto o bacteria de pruebas bioquímicas debe realizarse a partir de colonias aisladas.
2.4.1. Prueba Indol
Es una prueba bioquímica realizada en especies bacterianas para determinar la habilidad del organismo de romper el indol del aminoácido triptófano. Esta división molecular es lograda por una serie de enzimas intracelulares diferentes, un sistema que en conjunto se le llama con frecuencia triptofanasa.
2.4.2. Prueba de Rojo de metilo
a. El rojo de metilo es un indicador de pH. (Fórmula: C15H15N3O2). Actúa entre pH 4,2 y 6,3 variando desde rojo (pH 4,2) a amarillo (pH 6,3). Por lo tanto, permite determinar la formación de ácidos orgánicos que se producen durante la fermentación de un carbohidrato. El microorganismo en estudio se cultiva en un caldo de cultivo con algún carbohidrato fermentable, el más común es la glucosa, aunque se pueden utilizar otros carbohidratos como lactosa, sacarosa, manitol, etc., adicionado con el rojo de metilo como indicador de pH.
 Una reacción positiva, es decir, el viraje del medio a un color rojo, indica que el microorganismo realiza la fermentación de la glucosa por la vía ácido-mixta y el pH del medio se torna hasta 4.2 por la gran cantidad de ácidos orgánico producidos. Una prueba negativa no cambia el color del medio (color amarillo).
2.4.3. Prueba de Voges-Proskauer
Algunos microorganismos producen acetoína o acetil metil carbinol por descarboxilación de dos moléculas de ácido pirúvico (producto final de la glucólisis). La acetoína es un producto intermedio de la fermentación butilén-glicólica, que conduce a la formación de 2, 3 butanodiol.
Tanto la acetoína como el 2,3 butanodiol son productos neutros de la fermentación de la glucosa que llevan el pH del medio a un valor aproximado de 6 o más,y un aumento en la producción de dióxido de carbono, respecto a la prueba Rojo de Metilo.
La acetoína en un medio fuertemente alcalino (NaOH o KOH) y en presencia de Oxígeno se oxida a di acetilo. El di acetilo reacciona con compuestos que contengan núcleos de guanidina, como la arginina, presente en el medio (peptona por ejemplo), y da un compuesto color rojo-rosado-violáceo. Se agrega α-naftol para aumentar la sensibilidad. Esta prueba caracteriza a ciertas especies de las enterobacteriaceae, e indicará que la glucosa es fermentada por la vía butanodiólica.
2.4.4. Utilización del Citrato (Prueba de Citrato de Simmons)
Esta prueba nos permite diferenciar un grupo de bacterias que son capaces de crecer con citrato como única fuente de carbono y sales amónicas inorgánicas como única fuente de nitrógeno, provocando la alcalinización del medio.
El medio a utilizar es agar Citrato de Simons, que contiene citrato de sodio, fosfato de amonio y azul de bromo timol como indicador de pH. Sólo las bacterias capaces de metabolizar el citrato podrán multiplicarse en este medio y liberarán iones amonio lo que, junto con el metabolismo del citrato, generará una fuerte basificación del medio que será aparente por un cambio de color del mismo de verde a azul.
2.4.5. Agar TSI
2.4.5.1. Principio
Determinar la capacidad de un microorganismo para atacar un hidrato de carbono específico incorporado en un medio de desarrollo basal, esta prueba se recomienda para la identificación de patógenos entéricos Gram negativos. Se emplea para detectar la fermentación de lactosa, sacarosa y glucosa, con formación de ácido y gas, y también para determinación de la posible producción de ácido sulfhídrico (H2S) 
2.4.5.2. Reactivos
Cuadro 1. Composición del Agar TSI
	Digerido pancreático de caseína
	10.0 g
	Digerido péptico de tejido animal
	10.0 g
	Cloruro sódico
	5.0 g
	Lactosa
	10.0 g
	Sacarosa
	10.0 g
	Glucosa
	1.0 g
	Sulfato ferroso de amonio
	0.2 g
	Tiosulfato sódico
	0.2 g
	Rojo fenol
	0.025 g
	Agar
	13.0 g
Fuente: Laboratorios BD
*Formula por un litro de agua ** pH 7,3 ± 0,2
2.4.5.3. Bioquímica
Este medio diferencial contiene lactosa con una concentración de 1% y glucosa 0.1%, lo cual permite la observación de la fermentación de uno o ambos carbohidratos por parte de las bacterias, además de la producción de gas y ácido sulfhídrico.
La fermentación es un proceso que se lleva a cabo en condiciones anaeróbicas (pico de flauta) y anaeróbicamente (capa inferior). En el pico de flauta la glucosa (monosacárido) es catabolizada inicialmente por medio del ciclo anaeróbico de Embden-Meyerhof, utilizado tanto para los aerobios como por los anaerobios para dar acido pirúvico y posteriormente este será degradado a través del ciclo de Krebs para dar CO2, H2O y energía.
Por otra parte, la lactosa (disacárido) será primero degradada y sus monosacáridos correspondientes (glucosa y galactosa).
Lactosa Glucosa + Galactosa
Glucosa o galactosa CO2, H2O y energía
Después de haber agotado la cantidad limitada de glucosa, una bacteria con capacidad para utilizar la lactosa o sacarosa comenzara a degradarlas. Como el medio tiene 10 veces menos lactosa que glucosa, las bacterias encontraran sustrato suficiente para continuar la formación de productos finales ácidos. Luego de 18-24 horas de incubación todo el medio TSI permanecerá amarillo esta reacción se denomina acido sobre acido (A/A) y el organismo se identifica como un fermentador de lactosa.
Un TSI inoculado con una bacteria que no fermenta la lactosa al cabo de 18-24 horas de incubación presentara la zona inclinada roja y el fondo del agar permanecerá amarillo debido al metabolismo anaerobio de la glucosa durante la primera etapa. Esta reacción se denomina alcalina sobre acido (K/A).
Las bacterias que fermentan la glucosa también pueden formar productos alcalinos a partir de la utilización de la peptona, sobre la zona inclinada, estas reacciones serán (K/K)
2.4.5.4. Interpretación de la prueba.
· K/A	Fermentación solamente de glucosa.
· A/A	Fermentación de glucosa y lactosa.
· K/K	No fermentación de glucosa y lactosa.
2.4.6. Agar LIA
2.4.6.1. Principio
Detecta las enzimas que descarboxilan o desaminan la lisina en bacilos Gram negativos. Adicionalmente detecta enzimas que producen sulfuro de hidrógeno y gas proveniente de la glucosa.
2.4.6.2. Reactivos.
Cuadro 2. Composición del Agar LIA
	Digerido pancreático de gelatina
	5.0 g
	Extracto de levadura
	3.0 g
	Dextrosa
	1.0 g
	L-lisina
	10.0 g
	Citrato férrico de amonio
	0.5 g
	Tiosulfato sódico
	0.04 g
	Púrpura de bromocresol
	0.02 g
	Agar
	13.5 g
Fuente: Laboratorios BD
*Formula por un litro de agua
2.4.6.3. Bioquímica.
Algunos microorganismos son capaces de provocar la descarboxilación de los aminoácidos por inducción de enzimas específicas, el resultado de esta descarboxilación es la producción de una amina (o diamina) y dióxido de carbono. Tal es el caso de la producción de la enzima lisina descarboxilasa la cual al actuar sobre la lisina produce una diamina llamada cadaverina. En el medio LIA se puede detectar la producción de la lisina descarboxilasa ya que se produce una reacción coloreada por un cambio en el pH del medio, que contiene como indicador púrpura de bromocresol. Un cambio del color original del medio (morado) hacia amarillo en el fondo indica una reacción ácida por la fermentación de una pequeña cantidad de glucosa en el medio. Si el microorganismo produce lisina descarboxilasa, la acción de esta enzima sobre la lisina dará lugar a la cadaverina, la cual provocará un cambio de pH hacia la alcalinidad dando un color morado que sobrepasa la acidez debida a la glucosa. Así pues, un fondo amarillo indica que no se produce lisina descarboxilasa y un color morado que si es producida.
2.4.6.4. Interpretación de resultados
· K/K	Descarboxilación de la lisina con producción o no de gas (lisina positiva). / tubo color violeta.
· K/A	Fermentación de la glucosa, no se descarboxiló ni desamino la lisina (lisina negativa). / Tubo color violeta en la superficie y amarillo en el fondo
· K/K+	Descarboxilación de la lisina con producción de H2S (+). / Tubo color superficie violeta, fondo negro.
2.4.7. Utilización de malonato
2.4.7.1. Principio.
El malonato de sodio, es una sal orgánica que es utilizada por las bacterias como única fuente de carbono, si un microorganismo es capaz de utilizar el malonato de sodio como única fuente de carbono, al mismo tiempo que utilizar el sulfato de amonio como fuente de nitrógeno, se produce un aumento de la alcalinidad que se debe a la formación de Hidróxido de sodio (NaOH).
2.4.7.2. Reactivos.
Cuadro 3. Composición Malonato.
	Extracto de levadura
	1.0 g
	Sulfato de amonio
	2.0 g
	Fosfato dipotasico
	0.6 g
	Fosfato monopotasico
	0.4 g
	Cloruro sódico
	2.0 g
	Malonato de sodio
	3.0 g
	Dextrosa
	0.25 g
	Azul de brumotinol
	0.025 g
Fuente: Laboratorios BD
*Formula por un litro de agua
2.4.7.3. Bioquímica
El ensayo pone en evidencia la capacidad de las bacterias de utilizar malonato como fuente de carbono. Las cantidades mínimas de glucosa del medio, permiten el desarrollo de organismos que no pueden usar malonato o sales de amonio, sin embargo esos organismos no pueden mantener un pH alcalino. La producción de ácido por la fermentación de la glucosa impide una posible alcalinización. Solamente los microorganismos que pueden usar simultáneamente malonato de sodio como fuente de carbono y sulfato de amonio como fuente de nitrógeno son capaces de ejercer una acción buffer produciendo hidróxido de sodio.
El aumento de la alcalinidad resultante hace que el azul de bromotimol cambie de verde a azul. Los microorganismos malonato negativos que fermentan glucosa hacen que el indicador cambie de verde a amarillo. La mayoría de las especies de Enterobacter y Klebsiella utilizan malonato de sodio. El ensayo también sirve para separar Salmonella arizonae (+) de otras especies de Salmonella (-).
2.4.7.4. Análisis de resultados.
· Ensayo positivo: Reacción alcalina (azul).
· Ensayo negativo:No hay cambio de color (verde).
· Ensayo negativo: Reacción ácida, sólo fermentación de glucosa (amarillo).
2.4.8. Prueba Ureasa
2.4.8.1. Principio
Algunas bacterias son capaces de emplear la urea como única fuente de nitrógeno. En tal caso la bacteria ha de poseer un enzima, la ureasa, capaz de atacar la urea. Al descomponerse se libera amoniaco que alcaliniza el medio.
2.4.8.2. Reactivos.
Cuadro 4. Composición Agar urea de Christensen.
	Peptona
	1.0 g
	Glucosa
	1.0 g
	Cloruro de sodio
	5.0 g
	Fosfato monopotasico
	2.0 g
	Urea
	20.0 g
	Rojo fenol
	15.0 g
	Agar
	0.25 g
Fuente: Laboratorios BD
*Formula por un litro de agua
2.4.8.3. Bioquímica.
Determina la capacidad de un organismo de desdoblar la urea formando dos moléculas de amoniaco por la acción de la enzima ureasa produciendo un cambio de color rojo en el medio.
El medio de cultivo posee un indicador de pH que vira a un color rojo intenso cuando dicho pH se hace básico; de esta forma podemos detectar la producción de amoniaco y, en última instancia, la presencia del enzima ureasa
Los microorganismos que poseen la enzima Ureasa tienen la capacidad de hidrolizar la urea contenida en el medio con producción de amoniaco, para esta prueba se utiliza el caldo urea de Stuart o agar urea de Christensen. El caldo Stuart está estabilizado con sales de fosfato a un pH de 6.8. El microorganismo en estudio debe producir cantidades relativamente grandes a fin de superar el sistema estabilizador del medio y elevar el pH del medio los suficiente como para virar el indicador (por encima de 8.0)
2.4.8.4. Análisis de resultados.
· Positivo: Color rojo rosado intenso en pico de flauta
· Negativo: Amarillo.
2.5. Microcultivo
El microcultivo es el procedimiento idóneo para la identificación de estructuras fúngicas, pues te permite visualizar al microscopio el micelio en su conjunto no solo una parte del mismo, como ocurre con el método de disociación. Este método consiste en cortar de la placa con medio de Sabouraud con hoja de bisturí, cuadraditos de agar de 0,5 centímetros y colocar un cuadradito en el portaobjetos que está en la placa con el equipo de microcultivo. Sembrar el hongo con la espátula en las cuatro esquinas y en el centro del bloque de agar. Colocar el cubreobjetos sobre el bloque de agar Sabouraud. Verter solución de glicerina por el borde de la placa de Petri, mojando el papel de filtro, para proporcionar una adecuada humedad evitando que se deseque el medio de cultivo debido a lo prolongado de la incubación (RAMIREZ, D. 2008).
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación del área de estudio
La presente practica se realizó en dos ámbitos: en las instalaciones internas de la granja de crianza de cuyes de la Facultad de Zootecnia de la Universidad Nacional Agraria de la Selva - Tingo María y en el laboratorio de Microbiología General, de la Universidad Nacional Agraria de la Selva, ambos políticamente ubicados en la ciudad de Tingo María, distrito de Rupa Rupa, provincia de Leoncio Prado, Región Huánuco.
Figura 1. Ubicación de la UNAS (Campus Universitario), en el círculo anaranjado se ubica la zona de muestreo, granja de cobayas y la flecha azul nos indica la ubicación del laboratorio de Microbiología.
3.2. Ubicación geográfica
Tanto Nuestra zona de muestreo y nuestra zona de ejecución del análisis, zona de granja de cobayas de la facultad de Zootecnia y el laboratorio de Microbiología General, se encuentran Ubicados dentro del campus universitario de la Universidad Nacional Agraria de la Selva, la cual está ubicado en las coordenadas UTM (E: 390552 m. y N: 8970269 m.).
3.3. Descripción del lugar de estudio
La granja de cobayas de la facultad de Zootecnia es un ambiente amplio, rodeado de mallas protección la cual permite una adecuada circulación de aire, costa de dos ambientes amplio de crianza distribuidos en dos columnas de corrales cada uno. Se observó que no existe un adecuado manejo de excrementos de los animales, las cuales se encuentran regados en el suelo de concreto, creando un ambiente con un olor no agradable, esto se debe a que las excretas de los animales se secan y se esparcen por el aire, por lo cual vimos conveniente realizar el análisis de calidad microbiológica del aire en este ambiente.
3.4. Lugar de ejecución
Nuestro lugar de ejecución del análisis de calidad microbiológica de aire, se realizó en los ambientes del Laboratorio de Microbiología General, en el cual tuvimos el apoyo y la supervisión tanto del profesor del curso y del técnico del laboratorio.
3.5. Aspectos ambientales
Ecológicamente de acuerdo con la clasificación de zonas de vida o formaciones vegetales del mundo y el diagrama bioclimático, Tingo María se encuentra en la formación vegetal bosque muy húmedo Pre-montano Tropical bmh-PT, y de acuerdo a las regiones naturales del Perú corresponde a Rupa Rupa o Selva Alta, ubicado entre los 650 y 1,200 m.s.n.m. Hidrográficamente pertenece a la cuenca del río Huallaga; el comportamiento climático es variable, con una precipitación anual promedio de 3328.9 mm. Las mayores precipitaciones se producen entre los meses de septiembre a abril y alcanza un máximo extremo en el mes de febrero con un promedio mensual de 608.4 mm. (HOLDRIDGE, 1987). La temperatura media anual es de 22° y 25°C; las temperaturas máximas absolutas 33° y 36°C, y la mínima entre 8° y 15°C.
3.6. Materiales
3.6.1. Medios de cultivos
Los medios de cultivos utilizados en la presente práctica pre profesional fueron los siguientes: caldo BHI (Brain Heart Broth), Agar CLED (Cistina-Lactosa Deficiente en Electrolitos), Agar glucosa al 4% según Sabouraud, Agar Mac Conkey, Agar M77, Agar Plate Count, Agar Manitol Salado.
3.6.2. Medios de cultivo para pruebas bioquímicas
Para la realización de las pruebas bioquímicas se utilizó los siguientes caldos y agares:
· Caldos: Caldo peptona 0.1%, caldo Rojo de Metilo y Voges-Proskauer (RMVP),Caldo Malonato.
· Agares: Agar Sulfuro Indol Movilidad (SIM), Agar Hierro – triple azúcar (TSI), Agar Lisina Hierro (LIA), Agar Citrato de Simmons, Agar Urea.
3.6.3. Reactivos
Reactivo de Indol según Kovacs, Rojo de metilo, Hidróxido de sodio al 4% (NaOH), Alfa naftol, Cristal Violeta, Lugol, Alcohol Acetona, Azul lactofenol-glicerol.
3.6.4. Materiales de laboratorio
Matraces Erlenmeyer, placas Petri, tubos de ensayo, algodón, pipetas, jeringas de 60 ml, pinzas, varillas de vidrio, porta objetos, cubre objetos, mechero de bunsen, mechero de alcohol, gradillas para tubos de ensayo, asa de siembra, lanza micológica, espátulas, papel mantequilla, guantes quirúrgicos, mascarillas, plumón indeleble
3.6.5. Equipos
Autoclave, baño maría, balanza, microscopio, termómetro en forma horizontal, estufa, cámara fotográfica, Incubadora.
3.7. Metodología
3.7.1. Muestreo
3.7.1.1. Muestreo para bacterias
Con una jeringa estéril se aspiró 50 cc de aire contaminado seguidamente acercando al calor del fuego del mechero se descargó dentro del matraz con el caldo BHI previamente preparado, este proceso se repitió por 20 veces hasta llegar a los 1000 cm3.
3.7.1.2. Muestreo para fungi
Con una jeringa estéril se aspiró 50 cc de aire contaminado lo cual seguidamente acercando al calor del fuego del mechero se descargó en el matraz con el caldo BHI + antibiótico previamente preparado, este proceso se repitió por 20 veces hasta llegar a los 1000 cm3.
3.7.2. Recuento de microorganismos
3.7.2.1. Recuento de bacterias
Del matraz con caldo BHI, previamente ya introducido la muestra de aire, se saco 1 ml de muestra y se hizo diluciones hasta 10-3 de donde se saco 1 ml y se hizo un sembrío por el método de placa vacía donde seguidamente se agregó Agar Plate Count para luego llevarlo a incubar a 37 oC por 48 hr.
Luego de 48 hr se procedió a hacer el conteo visual del número de colonias bacterianas. Para determinar el número de bacterias por ml de muestra se usó la siguiente formula:
3.7.2.2. Recuento de fungí
Del matraz con caldo BHI + Antibiótico, previamente ya introducido la muestra de aire, se hizo las respectivas diluciones hasta llegar a 10-3 de dondese sacó 0.1 ml de muestra y se sembró por diseminación sobre una placa con Agar Sabouraud para luego llevar a incubar a To ambiente por 5 días.
Luego de 5 días se realizó el conteo del número de colonias, con la ayuda del aparato contador de colonias. Para determinar el número de fungí por ml de muestra se usó la siguiente formula:
3.7.3. Identificación de microorganismos
Se prepararon dos matraces con diferentes medios, el primer matraz fue para las determinar las bacterias que se encuentran en el aire de muestreo, el medio utilizado para este matraz fue el caldo BHI, el segundo matraz fue para determinar los hongos que se encuentran en el aire de muestreo el medio utilizado para este matraz fue el caldo BHI+ antibiótico.
3.7.3.1. Enumeración de colonias bacterianas y fúngicas
Para realizar la enumeración de las colonias bacterianas se extrajeron 0.1ml del caldo BHI con ayuda de una micropipeta luego se procedió a sembrarlo en una placa al vacío, seguidamente se adicionaron 10 ml de Agar Plate Count tibio luego para homogenizar la muestra se realizaron suaves movimientos en forma de 8 con cinco repeticiones de este movimiento, se esperó a que el agar se solidifique para incubarlo a 37°c con un tiempo de 48 horas y después del tiempo de incubación completo se realizó el recuento de las bacterias incubadas en la placa Petri.
Para realizar la enumeración de las colonias fúngicas se extrajeron 0.1ml del caldo BHI+antibiótico con ayuda de una micropipeta luego se procedió a sembrarlo en una placa que contenía Agar sabourand, seguidamente con el asa bacteriológica se procedió a la diseminación de la muestra, esta muestra fue incubada a temperatura ambiente por tres días. y después del tiempo de incubación completo se realizó el recuento de las bacterias incubadas en la placa Petri.
Con la ayuda de un contador de colonias se realizó el conteo de las colonias bacterianas y las colonias fúngicas. Para realizar la enumeración de bacterias se utilizó la siguiente formula:
M.O./g de aire= # colonias x inoculo de siembra y factor de disolución.
El inoculo de siembra en esta práctica fue de 103.
3.7.3.2. Preparación de medios de cultivos para el crecimiento de bacterias
Para poder usar la medida correcta de los Agares es necesario que se lean las indicaciones de los envases de cada Agar. Se utilizaron los siguientes preparados para el crecimiento bacteriano y posteriormente se vertieron en placas Petri para su uso. 
· 18 gramos de Agar Cled con 500 ml de agua destilada.
· 400 ml d agua destilada con Agar Manitol Salado.
· 26 gramos de agar Mc Conkey con 500 ml de agua destilada.
· 400 ml de agua destilada con agar M77.
3.7.3.3. Preparación de medios de cultivo para el crecimiento de hongos
Se utilizó el siguiente preparado para el crecimiento fúngico.
· 32.5 gamos de Agar Sabouraud con 500 ml de agua destilada.
3.7.3.4. Aislamiento de colonias bacterianas en placa Petri
Del matraz para bacterias con medio BHI ya incubado se extrajeron muestras con un asa bacteriológica y posteriormente se procedió a sembrar en las placas petri por medio del método de siembra por estrías.
Se sembraron las muestras en las placas petri que contenían medios de Agar CLED, MANITOL SALADO, M77 CONKEY y MAC. Se procedió a llevar a incubación a las placas durante 48 horas con una temperatura de 37°c.
3.7.3.5. Aislamiento de colonias puras de hongos
Del medio de cultivo para hongos se es necesario aislar las colonias de hongos existentes por lo tanto se realizó un aislamiento de cultivo puro y se sembró la muestra en un tubo de ensayo con Agar Sabouraud.
Posteriormente con esta muestra se realizará el microcultivo de hongos.
3.7.3.6. Realización de pruebas bioquímicas
Luego de haber incubado las placas Petri usadas para el crecimiento bacteriano se procedió a realizar las pruebas bioquímicas.
Para poder identificar a las bacterias se usó el método de las pruebas bioquímicas, por lo cual se utilizaron 9 pruebas las cuales son las siguientes:
· Indol
· SIM
· Rojo de metilo
· Voges-proskauer (VP)
· Citrato de Simmons
· TSI
· LIA
· Malonato
· Urea
Se usaron las pruebas bioquímicas para poder aislar un solo tipo de bacteria en cada prueba.
Luego de haber realizado las pruebas bioquímicas, para poder identificar la diversidad de géneros bacterianos se utilizó una tabla de pruebas bioquímica y así se identificó la diversidad bacteriana de la muestra.
3.7.3.7. Microcultivo en fungis
Para realizar el microcultivo se necesitaron los siguientes materiales:
· Placa Petri.
· Soporte de vidrio en forma de v.
· Porta y cubre objetos.
· Agar Sabouraud.
En una placa petri se vertió Agar Sabouraud en estado líquido, se esperó a que el agar se solidifique y seguidamente de dibujaron cuadritos en la placa petri para poder extraer con una espátula un cubito de agar.
Se preparó una placa petri con el soporte de vidrio, porta y cubre objetos debidamente esterilizados y en el portaobjetos se colocó el cubito de agar, posteriormente con un asa se tomó una muestra del cultivo aislado de hongos y se lo colocó al cubito de agar, se procedió a tapar el cubito y la muestra con el cubreobjetos.
Por último, se colocó un trozo de algodón húmedo en la placa petri que contiene el cubito de agar para que asi el medio se encuentre húmedo y los hongos se puedan desarrollar, la placa se llevó a incubación por 4 días a temperatura ambiente.
3.7.3.7.1. Identificación de las colonias fúngicas
Luego 4 días después de haber realizado el microcultivo, se retiró la placa petri de la incubadora y con los implementos de seguridad debidamente puestos, se procedió a retirar el cubre objeto y se lo coloco en un portaobjeto limpio se eliminaron cuidadosamente el microcultivo utilizado para evitar contaminación, ya en el cubreobjeto limpio se colocaron 2 gotas de azul de lacto glicerol y se limpiaron los excesos de este colorante, para poder sellar la muestra se usó esmalte transparente sellando cada lado del cubreobjeto. Posteriormente se observó la muestra en el microscopio. 
Para la identificación de géneros fúngicos se usó el manual genera of imperfect fungi.
IV. RESULTADOS
4.1. Recuento de colonias
Recuento de bacterias sembradas por estría en agar Plate Count, incubado a 37 °C por 48h.
	N° de colonias identificadas: 8
Recuento de fungi sembrado por estría en agar Sabouraud glucosa, incubado a temperatura ambiente por 5 días.
	N° de colonias identificadas: 3
4.2. Identificación de microorganismos
4.2.1. Identificación de bacterias
Cuadro 5. Resultados de las pruebas bioquímicas realizadas para la identificación de bacterias presentes en el criadero de cuyes.
	PRUEBA BIOQUIMICA
	RESULTADO
	Indol
	-
	SIM
	+
	RM
	-
	VP
	+
	CS
	+
	TSI
	+
	LIA
	+
	Malonato
	-
	Urea
	-
La bacteria identificada de la muestra de aire del criadero de cuyes ha sido la bacteria Gram negativa del género Enterobacter.
4.2.2. Identificación de hongos
El hongo identificado de la muestra de aire del criadero de cuyes ha sido del género Geotrichum spp.
V. DISCUSIÓN
Según JACOB et al., (2002) cada región geográfica presenta una flora fúngica atmosférica diferente, el cual depende en gran medida de los factores climáticos; así, el Penicillum, Cladosporium, aspergilla y el getrichum son los géneros más abundantes en ambientes interiores, los cuales provocan afecciones negativas principalmente en la salud. En nuestros resultados se identificó el género Geotrichum sp. el cual produce geotricosis (micosis causada por hongos levaduriformes oportunistas, que afecta pulmones e intestino); siendo un género fúngico típico de aire donde se crían especies como: Gallus gallus domesticus, Cavia porcellus, etc. En nuestro caso se tomó muestra de aire en granja de la Facultad de Zootecnia.
Las especies del género Aspergillus sp. y Geotrichum se aislaron con mayor frecuencia debido a que las esporas de estos microorganismos son livianas y esto permite que sean fácilmente transportadas por el aire. En estudios de la aeromicota en ambientes exteriores, se reportó que el género Aspergillus y Geotrichum es elde mayor frecuencia de aislamiento y el de mayor número de especies identificadas (ESQUIVEL et al SOSA, 2003).
Asimismo, SEMPSPH (1999) menciona que el género Geotrichum, es un hongo que por su detección accesible y su vinculación a la contaminación aérea se les puede otorgar carácter de indicadores de riesgo biológico aéreo por lo que indica que la obtención del Aspergillus en el área de muestreo existe un riesgo biológico dentro del área donde se tomó la muestra.
BOVALLIUS et al., 1978 nos menciona que los fungí son típicamente más abundantes en verano que en el resto del año, mientras que las bacterias son más abundantes en primavera y otoño debido a factores como la temperatura, humedad relativa del aire, exposición a la luz solar, etc. Es por ello que este factor puede ser uno de las explicaciones del por qué se debieron encontrar varias especies de fungí en la práctica el cual no fue así debido a que cuando se recolecto la muestra de aire ya radiación solar no estaba en pleno apogeo.
VI. CONCLUSIONES
Al realizar la practica llegamos a la conclusión que el método más fácil y practico de realizar el muestreo de aire es con el uso una jeringa, el cual consiste en succionar la muestra de aire y seguidamente depositar en el matraz con el medio previamente preparado.
Realizamos distintos métodos de siembras como también diferente agar, obteniendo resultados con la muestra sembrada por estría en agar Plate Count, incubado a 37 °C por 48h, y dando un numero de 8 colonias identificadas.
Obtuvimos el resultado de la siembra por estría en agar Sabouraud glucosa, incubado a temperatura ambiente por 5 días, y dando un numero de 3 colonias identificadas.
Tras varias muestras analizadas y con los resultados obtenidos, concluimos que en el ambiente del aire del criadero de cuyes de la facultad de zootecnia hay presencia de la bacteria Gram negativa del género Enterobacter.
Con los resultados obtenidos, podemos concluir que en el ambiente del aire del criadero de cuyes de la facultad de zootecnia hay presencia del hongo Geotrichum spp.
VII. RECOMENDACIONES
Se recomienda tener los implementos básicos para ir del criadero de cuyes.
Límites para agentes biológicos que muestren el nivel de contaminación de acuerdo a la concentración de bacterias y hongos en el aire.
Se recomienda la limpieza de las estancias del criadero de cuyes, para evitar que la contaminación de aire.
Es de suma importancia y prioridad ampliar la investigación con respecto a la identificación de bacterias y hongos en los ambientes, tales como programas contra los microorganismos que son prejuiciosos. 
Implementar un plan de mejora continua de acuerdo al protocolo de descontaminación microbiológica
VIII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
BAILON.L.L, CRUZ GONZALES.M.R, CERVANTES.S.A. (2003). Atlas de Pruebas Bioquímicas para Identificar Bacterias, UNAM, México. [En línea] https://microbitos.files.wordpress.com/2010/06/atlasmicrobiologia1.pdf Revisado el 13 de julio, 2018.
BECTON DICKINSON Laboratorio 2013 Instrucciones De Uso de Medios En Placa Listos Mannitol Salt Agar.
BECTON, DICKINSON AND COMPANY. 2007. BBL Malonate Broth, Ewing Modified. Información del producto. USA. [En Línea] http://www.bd.com/europe/regulatory/Assets/IFU/US/L007466%2808%29%280107%29_ES.pdf Revisado el 13 de julio 2018.
BOVALLIUS, A.; BUTCH, B.; ROFFEY, R., Y ANAS, P. 1978. Three-year investigation of the natural airborne bacterial flora at four locations in Sweden. Applied and Environmental Microbiolgy, 35, pp.847-852.
BRIZUELA M. (2015). Manual de Instrucción Manitol Sal Agar. Laboratorios W. Brizuela S.A. Argentina.
BRIZUELA M. (2011). Manual de Instrucción Mac Conkey Agar. Laboratorios W. Brizuela S.A. Argentina.
ESQUIVEL, P., MANGIATERRA, M., GIUSIANO, G., SOSA M. 2003. Microhongos anemófilos en ambientes abiertos de dos ciudades del nordeste argentino. Argentina. Boletín Micológico [En Línea]: (http://revistas.uv.cl/index.php/Bolmicol/article/viewFile/376/34, 15 de julio 2018)
FISHER R.A., H.G. THORNTON, W.A. MACKENZIE. (1922). The accuracy of the plating method of estimating the density of bacterial populations, Annals of Applied Biology.
J.MACFADDIN.F. (2003). Pruebas Bioquímicas para la Identificación de Bacterias de Importancia Clínica. Editorial Médica, Panamericana. 3ra Edición. Montevideo
JACOB, B., RITZ B., GEHRING U., KOCH A., BISCHOF W., WICHMANN HE., HEINRICH J. 2002. Exposición en interiores a mohos y sensibilización alérgica. Perspectivas de salud ambiental; 110: pp. 647-653.
M. CAFFER. I, R. TERRAGNO, N.BINSZTEIN. (2008). Manual de procedimientos diagnóstico y caracterización de salmonella spp. identificación y caracterización bioquimica de salmonella spp. Revisado el 12 de julio 2018. [En Línea] http://bvs.panalimentos.org/local/File/Manual_Salmonella_2008.pdf 
MINAM. (2016). Ministerio del Ambiente Perú. Índice de calidad del aire Resolución Ministerial. Lima. Perú. [En línea] http://www.minam.gob.pe/wpcontent/uploads/2016/07/RM-N°-181-2016-MINAM.pdf. 24, junio, 2018
MORALES L. (2012). Cuantificación de bacterias cultivables mediante el método de Goteo en Placa por Sellado (o estampado) Masivo, Revista Colombiana de Biotecnología. 
MURRAY P.R., BARON, PFALLER, TENOVER Y YOLKEN. (1999). Manual de clínica microbiología, 7ma ed. Sociedad Americana de Microbiology, Washington, D.C
NASH P, KRENZ.MM. (1991). Medios de cultivo. Capítulo 121. Pg 1226-1228 en :. Manual de Microbiología Clínica, Trad por Balows A, Hauser WJ, Jr, Herrmann KL, Quinta Ed. Am Soc Microbiol. Washington DC.
RAMIREZ, D. (2008). Microcultivo de hongos. [en linea] Academia.edu. Disponible en: http://www.academia.edu/21781951/Microcultivo_de_hongos [accedido 12 jul. 2018].
SEMPSPH (Sociedad Española de Medicina Preventiva, Salud Pública e Higiene) y el INSALUD: 1999. Recomendaciones para la verificación de la bioseguridad ambiental respecto a hongos oportunistas. Med Prev, 1: 15- 20.
SOMASEGARAN, (2001). Comparison of the pour, spread, and drop plate methods for enumeration of Rhizobium spp. in inoculants made from presterilized peat, Applied and Environmental Microbiology.
ANEXOS
Figura 2. Toma de muestreo de microorganismos del corral de cuyes de la Facultad de Zootecnia.
Figura 3. Microcultivo de bacterias.
Figura 4. Muestras de aire en CLED, Mack Conkey, Manitol Salado Y M77.
Figura 5. Diferenciación en los resultados de las pruebas bioquímicas (parte I).
Figura 6. Diferenciación en los resultados de las pruebas bioquímicas (parte II).
Figura 7. Micro cultivo de FUNGI.
Figura 8. Enterobacter observados al microscopio con aumento de 10X
Figura 9. Geotrichum observados al microscopio con aumento de 10X.
ÍNDICE GENERAL
CONTENIDO									 Pág.
I.	INTRODUCCIÓN	1
1.1.	Objetivos	2
II.	REVISIÓN DE LITERATURA	3
2.1.	Muestreo microbiológico de aire	3
2.2.	Medios de cultivo (de cada uno descripción, incubación, características del medio)	3
2.2.1.	Caldo BHI	3
2.2.2.	Caldo BHI con antibiótico	5
2.2.3.	Agar Cled	5
2.2.4.	Agar Manitol salado	7
2.2.5.	Agar Sabouraud glucosa	8
2.2.6.	Agar Mc Conkey	9
2.2.7.	Agar M77	10
2.3.	Recuento de microorganismos	11
2.3.1.	Métodos de recuento de microorganismos	11
2.3.1.1. Métodos de recuento por plaqueo	11
2.3.1.2. Métodos por goteo en placa	11
2.3.1.3. Número más probable (NMP)	11
2.3.1.4. Goteo por sellado en placa masivo (GSPM)	12
2.3.1.5. Método por vaciado en placa	12
2.4.	Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias	12
2.4.1.	Prueba Indol	13
2.4.2.	Prueba de Rojo de metilo	13
2.4.3.	Prueba de Voges-Proskauer	13
2.4.4.	Utilización del Citrato (Prueba de Citrato de Simmons)	14
2.4.5.	Agar TSI	14
2.4.5.1. Principio	14
2.4.5.2. Reactivos	15
2.4.5.3. Bioquímica	15
2.4.5.4. Interpretación de la prueba.	17
2.4.6.	Agar LIA	17
2.4.6.1. Principio	17
2.4.6.2. Reactivos.	17
2.4.6.3. Bioquímica.	17
2.4.6.4. Interpretación de resultados	18
2.4.7.	Utilización de malonato	18
2.4.7.1. Principio.	18
2.4.7.2. Reactivos.	19
2.4.7.3. Bioquímica	19
2.4.7.4. Análisis de resultados.	20
2.4.8.	Prueba Ureasa	20
2.4.8.1. Principio20
2.4.8.2. Reactivos.	20
2.4.8.3. Bioquímica.	21
2.4.8.4. Análisis de resultados.	21
2.5.	Microcultivo	21
III.	MATERIALES Y MÉTODOS	23
3.1.	Ubicación del área de estudio	23
3.2.	Ubicación geográfica	24
3.3.	Descripción del lugar de estudio	24
3.4.	Lugar de ejecución	24
3.5.	Aspectos ambientales	24
3.6.	Materiales	25
3.6.1.	Medios de cultivos	25
3.6.2.	Medios de cultivo para pruebas bioquímicas	25
3.6.3.	Reactivos	26
3.6.4.	Materiales de laboratorio	26
3.6.5.	Equipos	26
3.7.	Metodología	26
3.7.1.	Muestreo	26
3.7.1.1. Muestreo para bacterias	26
3.7.1.2. Muestreo para fungi	27
3.7.2.	Recuento de microorganismos	27
3.7.2.1. Recuento de bacterias	27
3.7.2.2. Recuento de fungí	27
3.7.3.	Identificación de microorganismos	28
3.7.3.1. Enumeración de colonias bacterianas y fúngicas	28
3.7.3.2. Preparación de medios de cultivos para el crecimiento de bacterias	29
3.7.3.3. Preparación de medios de cultivo para el crecimiento de hongos	29
3.7.3.4. Aislamiento de colonias bacterianas en placa Petri	29
3.7.3.5. Aislamiento de colonias puras de hongos	30
3.7.3.6. Realización de pruebas bioquímicas	30
3.7.3.7. Microcultivo en fungis	31
IV.	RESULTADOS	33
4.1.	Recuento de colonias	33
4.2.	Identificación de microorganismos	34
4.2.1.	Identificación de bacterias	34
4.2.2.	Identificación de hongos	34
V.	DISCUSIÓN	35
VI.	CONCLUSIONES	37
VII.	RECOMENDACIONES	38
VIII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS	39
ÍNDICE DE CUADROS
CUADRO										 Pág.
Cuadro 1. Composición del Agar TSI	15
Cuadro 2. Composición del Agar LIA	17
Cuadro 3. Composición Malonato.	19
Cuadro 4. Composición Agar urea de Christensen.	20
Cuadro 5. Resultados de las pruebas bioquímicas realizadas para la identificación de bacterias presentes en el criadero de cuyes.	34
ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURAS										 Pág.
Figura 1. Ubicación de la UNAS (Campus Universitario), en el círculo anaranjado se ubica la zona de muestreo, granja de cobayas y la flecha azul nos indica la ubicación del laboratorio de Microbiología.	23
Figura 2. Toma de muestreo de microorganismos del corral de cuyes de la Facultad de Zootecnia.	42
Figura 3. Microcultivo de bacterias.	42
Figura 4. Muestras de aire en CLED, Mack Conkey, Manitol Salado Y M77.	43
Figura 5. Diferenciación en los resultados de las pruebas bioquímicas (parte I).	43
Figura 6. Diferenciación en los resultados de las pruebas bioquímicas (parte II).	44
Figura 7. Micro cultivo de FUNGI.	44
Figura 8. Enterobacter observados al microscopio con aumento de 10X	45
Figura 9. Geotrichum observados al microscopio con aumento de 10X.	45
	BETA- GALACTOSIDASA
CICLO DE KREBS