Trabajo de grado

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EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS 
ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium 
anisopliae (Metchnikoff) EN EL CONTROL DE LA GARRAPATA DEL 
GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari: 
Ixodidae) EN SU FASE PARASÍTICA EN LOS ESTADOS LARVAL Y 
NINFAL 
 
 
 
 
 
 
DIANA CAROLINA VALBUENA MORENO 
CRISTIÁN JAVIER ALZATE MARÍN 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA 
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS 
MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA 
BOGOTÁ D.C. COLOMBIA 
 2007 
 
 ii
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Artículo 23 de la Resolución Nº 13 de Julio de 1946 
 
“La universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus 
alumnos en sus trabajos de tesis. Solo velara por que no se publique nada 
contrario al dogma y a la moral católica y por que la tesis no contengan ataques 
personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de 
buscar la verdad y la justicia” 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 iii
EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS 
ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium 
anisopliae (Metchnikoff) EN EL CONTROL DE LA GARRAPATA DEL 
GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari: 
Ixodidae) EN SU FASE PARASÍTICA EN LOS ESTADOS LARVAL Y 
NINFAL 
 
 
 
DIANA CAROLINA VALBUENA MORENO 
CRISTIÁN JAVIER ALZATE MARÍN 
Trabajo de grado presentado como requisito parcial 
para optar por el titulo de Microbiología Agrícola y Veterinaria 
 
DIRECTOR 
EDISON VALENCIA 
Ph. D Entomología 
 
CO-DIRECTOR 
FERNANDO CRUZ 
Biólogo 
Laboratorio LST 
 
ASESOR 
 
VICTOR ORTEGA 
 Medico Veterinario 
 
 
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA 
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS 
MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA 
BOGOTÁ D.C. COLOMBIA 
 2007 
 iv 
 
 
EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS 
ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium 
anisopliae (Metchnikoff) EN EL CONTROL DE LA GARRAPATA DEL 
GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari: 
Ixodidae) EN SU FASE PARASÍTICA EN LOS ESTADOS LARVAL Y 
NINFAL 
 
 
AUTORES: 
 
DIANA CAROLINA VALBUENA MORENO 
CRISTIÁN JAVIER ALZATE MARÍN 
 
 
APROBADO 
 
 
 
____________________ ____________________ 
 Edison Valencia Fernando Cruz 
 Ph. D Entomología Biólogo- Laboratorio LST 
 DIRECTOR DE TESIS CO- DIRECTOR 
 
 
 
 
 
____________________ ____________________ 
 Amanda Varela Jesús Cortés 
Bióloga- Microbióloga Ph. D. Medico Veterinario, M.Sc 
 JURADO JURADO 
 
 
 
 v 
EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD DE LOS HONGOS 
ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium 
anisopliae (Metchnikoff) EN EL CONTROL DE LA GARRAPATA DEL 
GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari: 
Ixodidae) EN SU FASE PARASÍTICA EN LOS ESTADOS LARVAL Y 
NINFAL 
 
 
AUTORES: 
 
DIANA CAROLINA VALBUENA MORENO 
CRISTIÁN JAVIER ALZATE MARÍN 
 
 
APROBADO 
 
 
 
 
 
 
 
 
____________________ ____________________ 
 Ángela Umaña Muñoz Janeth Arias Palacios 
 M. Phil. Bióloga Bacterióloga M.Sc 
 Decana Académica Directora de Carrera 
 
 
 
 
 
 
 
 vi 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Los seres humanos somos perezosos, nos olvidamos d e todo, no 
queremos razonar, no queremos pensar. Muchas veces nos olvidamos del 
esfuerzo mental, esfuerzo que utilizamos para crea r ideas y su valor es 
mucho mayor; hay seres humanos que se olvidan del o rgullo, necesito 
estar solo porque al platicar conmigo mismo, me enc uentro, me ubico, 
razono y veo todo con mayor claridad. Ofrezco mi al ma a los que la 
necesitan, me siento feliz por lo que pienso y por lo que hago, y vivo por 
cumplir mis sueños. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Martín Maestro Marcín. 
 
 
 
 
 
 
 
A la memoria de Bárbara Jutinico. 
 
 
 
 
 
 
 vii 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
Al doctor Edison Valencia Pizo, Por ser un gran maestro y director de tesis, por su 
apoyo y orientación en la realización de este trabajo de investigación, al igual que por 
su amistad, dedicación y respaldo en todo momento. 
 
Al médico veterinario Jesús Cortés. Director del Laboratorio de Parasitología de la 
Universidad Nacional de Colombia, por su incondicional apoyo, orientación y respaldo 
durante el tiempo de realización de este trabajo. 
 
A los doctores Esperanza Morales y Fernando Cruz de la empresa LST (Live 
Systems Technology) S.A . Por su colaboración y acertada orientación técnica en el 
manejo de los insumos microbiales. 
 
Al señor Eliécer Vivas, por su oportuna e invaluable colaboración y apoyo para la 
realización de este trabajo de investigación. 
 
Al médico veterinario Víctor Ortega, propietario de la finca la Pradera, por su 
incondicional apoyo, amistad y orientación, principalmente en el manejo de los 
animales utilizados para esta investigación. 
 
Al señor Juan Hernández y Familia, gracias por su colaboración durante los 
montajes de los ensayos en campo, por su hospitalidad y amabilidad. 
 
Al doctor Bernardo Chávez de la Universidad Nacional, por su orientación y 
colaboración en el manejo de la parte estadística de la tesis. 
 
Al biólogo Alfredo Fajardo , por su oportuna colaboración en el desarrollo de la 
estadística de nuestro proyecto de investigación. 
 
A la doctora María Mercedes Martínez, gracias por su incondicional apoyo y por 
creer en éste proyecto. 
 
A nuestros compañeros del CIAA, Luz Stella Fuentes, Luís Alejandro Arias, Ligia 
Espinosa y Nancy Niño por su oportuno apoyo en la realización de este trabajo a 
demás de su amistad. 
 
A nuestros padres especialmente, gracias por su apoyo emocional y económico, 
que nos permitieron llevar a cabo nuestro proyecto, buscando siempre no defraudar su 
confianza 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 viii 
 
TABLA DE CONTENIDO 
 Página 
1. RESUMEN 1 
 
ABSTRACT 
2 
 
2. 
 
INTRODUCCIÓN 
 
3 
 
3. 
 
OBJETIVOS 
 
 5 
 
4. 
 
FORMULACIÓN DEL PROBLEMA 
 
6 
 
5. 
 
JUSTIFICACIÓN 
 
7 
 
6. 
 
HIPÓTESIS DE TRABAJO 
 
9 
 
7. 
 
REVISIÓN DE LITERATURA 
 
10 
 
7.1. 
 
HONGOS ENTOMOPATÓGENOS 
 
10 
 
7.2. 
 
CARACTERÍSTICAS FISIOLÓGICAS 
 
12 
 
7.3. 
 
PROCESO DE INFECCIÓN 
 
13 
 
7.3.1. 
 
ADHESIÓN 
 
14 
 
7.3.2. 
 
GERMINACIÓN 
 
16 
 
7.3.3. 
 
PENETRACIÓN 
 
17 
 
7.3.4. 
 
CRECIMIENTO 
 
19 
 
7.3.5. 
 
DISPERSIÓN 
 
 
19 
 
7.4. 
SISTEMA INMUNE DE INSECTOS CONTRA LOS HONGOS 
ENTOMOPATÓGENOS. 
22 
 
7.5. 
 
FACTORES QUE INFLUYEN EN EL ESTABLECIMIENTO Y 
ACCIÓN DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS 
 
24 
 
7.5.1. 
 
HÚMEDAD RELATIVA (HR) 
 
24 
 
7.5.2. 
 
TEMPERATURA AMBIENTAL 
 
25 
 
7.5.3. 
 
MICROAMBIENTE 
 
25 
 
7.5.4. 
 
RADIACIÓN SOLAR 
 
26 
 
7.6. 
 
LOS AGROQUÍMICOS Y SU INTERACCIÓN CON HONGOS 
ENTOMOPATÓGENOS 
 
27 
 
 
 
 
 
 
 ix 
 
7.7. 
 
GENERALIDADES DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS 
Beauveria bassiana Y Metarhizium anisopliae. 
 
 
27 
7.7.1. Beauveria bassiana (Bassi, 1837) 28 
7.7.2. Metarhizium anisopliae (Metschnikoff, 1879) 29 
 
7.8. 
 
TAXONOMÍA DEBeauveria bassiana (Bassi, 1837) Y Metarhizium 
anisopliae (Metschnikoff, 1879) 
 
30 
 
7.9. 
 
ANTECEDENTES DE LA UTILIZACIÓN DE Beauveria bassiana Y 
Metarhizium anisopliae EN EL CONTROL BIOLÓGICO DE LA 
GARRAPATA DEL GANADO Rhipicephalus (Boophilus) microplus 
 
31 
 
7.10. 
 
FORMULACIÓN DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS 
 
32 
 
7.11. 
 
INSECTICIDAS BIORRACIONALES 
 
33 
 
8. 
 
GARRAPATA Rhipicephalus (Boophilus) microplus 
 
35 
 
8.1. 
 
GENERALIDADES 
 
35 
 
8.2. 
 
TAXONOMÍA DE LA GARRAPATA Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus 
 
37 
 
8.3. 
 
DISTRIBUCIÓN 
 
38 
 
8.4. 
 
MORFOLOGÍA 
 
 
41 
8.5. MECANISMOS DE SUPRESIÓN DE LA RESPUESTA INMUNE 
POR PARTE DE Rhipicephalus (Boophilus) microplus 
 44 
8.6. CICLO DE VIDA DE LOS IXÓDIDOS 46 
8.7. HABITOS Y ECOLOGÍA 49 
8.8. HUÉSPEDES 50 
8.9. IMPORTANCIA SANITARIA 51 
8.10. CONTROL INTEGRADO DE GARRAPATAS 53 
8.10.1. CONTROL QUÍMICO 54 
8.10.1.1 Placas en orejas 55 
8.10.1.2 Acaricidas sistémicos 56 
8.10.1.3. Feromonas 56 
8.10.1.4. Baños de inmersión 56 
8.10.1.5. Baños de aspersión 57 
8.10.2. CONTROL CULTURAL 57 
8.10.2.1 Rotación de praderas 57 
 x 
8.10.2.2 Quema dirigida de potreros 58 
8.10.2.3 Inundación de Potreros 58 
8.10.2.4. Labores de preparación y/o conservación de potreros. 59 
8.10.2.5. Pastos antigarrapata 59 
8.10.3. CONTROL BIOLÓGICO 60 
8.10.3.1. Hongos entomopatógenos para el control de garrapatas 61 
8.10.3.2. Control biológico mediante el uso de depredadores 
 
 61 
8.11. RESISTENCIA DE LAS GARRAPATAS A LOS ACARICIDAS 61 
8.11.1. MECANISMOS DE RESISTENCIA 62 
8.11.2. MANEJO DE LA RESISTENCIA DE Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus. 
63 
 
8.11.2.1. 
 
MANEJO POR MODERACIÒN 
 
63 
 
8.11.2.2. 
 
MANEJO POR SATURACIÒN 
 
64 
 
8.11.2.3. 
 
MANEJO POR ATAQUE MÚLTIPLE 
 
64 
 
8.12. 
 
VACUNAS 
 
65 
 
8.13. 
 
OTRAS ALTERNATIVAS DE CONTROL 
 
66 
 
8.13.1. 
 
Extractos vegetales 
 
66 
 
8.13.2. 
 
Aceites 
 
67 
 
8.13.3. 
 
Resistencia del hospedero 
 
68 
 
9. 
 
MATERIALES Y MÉTODOS 
 
69 
 
9.1. 
 
LOCALIZACIÓN 
 
69 
 
9.2. 
 
FASE DE CAMPO (ESTABLO) 
 
69 
 
9.2.1. 
 
ANIMALES 
 
69 
 
9.2.2. 
RECOLECCIÓN DE TELEOGINAS DE LA GARRAPATA 
Rhipicephalus (Boophilus) microplus 
 
70 
 
9.2.3. 
 
EVALUACIÓN DE LA PATOGENICIDAD Y VIRULENCIA EN 
CAMPO DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria 
bassianaY Metarhizium anisopliae SOBRE NINFAS Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus 
 
70 
 
9.2.4. 
 
OBSERVACIÓN DEL EFECTO DE LOS HONGOS 
ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana (Bassi) Y Metarhizium 
anisopliae (Metchnikoff) EN SU PERÍODO DE PROTECCIÓN 
 
74 
9.3. FASE DE LABORATORIO 75 
 xi 
9.3.1 CONFIRMACIÓN DE ESPECIE DE LA GARRAPATA Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus 
75 
9.3.2 CRÍA DE Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini) (Acari: 
Ixodidae) 
75 
9.3.3. EVALUACIÓN DE CEPAS FORMULADAS Y DESNUDAS DE LOS 
HONGOS ENTOMOPATOGENOS B.bassiana y M.anisopliae 
SOBRE LARVAS DE R. microplus EN CÁMARA HÚMEDA. 
76 
9.3.4. EVALUACIÓN DE CEPAS FORMULADAS Y DESNUDAS DE LOS 
HONGOS ENTOMOPATOGENOS B. bassiana y M. anisopliae 
SOBRE LARVAS DE R.microplus EN CÁMARA SECA 
78 
9.3.5. EVALUACIÓN DE DIFERENTES CONCENTRACIONES DE LOS 
HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana y 
Metarhizium anisopliae SOBRE LARVAS DE Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus 
 78 
9.3.6. EVALUACIÓN DE LA VIRULENCIA DE LAS CEPAS 
REACTIVADAS DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS B. 
bassiana Y M. anisopliae. 
81 
 
9.4. 
 
ANÁLISIS DE RESULTADOS 
 
82 
 
10. 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
83 
 
10.1. 
 
EVALUACIÓN DE LA PATÓGENICIDAD Y VIRULENCIA EN 
CAMPO DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria 
bassiana Y Metarhizium anisopliae SOBRE NINFAS DE R. microplus 
 
83 
 
10.2. 
 
EFECTO DE LOS HONGOS ENTOMOPATÒGENOS Beauveria 
bassiana (Bassi) Y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) EN 
TÉRMINOS DE SU PERÍODO DE PROTECCIÓN EN CAMPO 
SOBRE EL GANADO 
 
90 
 
10.3. 
 
CONFIRMACIÓN DE ESPECIE DE LA GARRAPATA Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus. 
 
92 
 
10.4. 
 
EVALUACIÓN DE CEPAS FORMULADAS Y NO FORMULADAS DE 
LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana y 
Metarhizium anisopliae SOBRE LARVAS DE Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus EN CÁMARA HUMEDA 
 
93 
 
10.5. 
 
EVALUACIÓN DE CEPAS FORMULADAS Y NO FORMULADAS DE 
LOS HONGOS B. bassiana y M. anisopliae SOBRE LARVAS DE R. 
microplus EN CAMARA SECA 
 
100 
 
 
10.6. 
 
EVALUACIÓN DE DIFERENTES CONCENTRACIONES DE LOS 
HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana y 
Metarhizium anisopliae SOBRE LARVAS DE Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus 
 
 
106 
 xii
10.6.1. CONCENTRACIÓN LETAL CINCUENTA Y NOVENTA (CL50 y CL90 ) 113 
 
10.6.2. 
 
TIEMPO LETAL CINCUENTA Y NOVENTA (TL50 y TL90 ) 
 
115 
 
 
10.7. 
 
EVALUACIÓN DE LA VIRULENCIA DE LAS CEPAS 
REACTIVADAS DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS B. 
bassiana Y M. anisopliae. 
 
119 
 
11. 
 
CONCLUSIONES 
 
124 
 
12. 
 
RECOMENDACIONES 
 
126 
 
13. 
 
GLOSARIO 
 
129 
 
14. 
 
REVISIÓN DE LITERATURA 
 
132 
 
15. 
 
ANEXOS 
 
144 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 xiii
LISTA DE FIGURAS 
 Página 
Figura 1. Microscopía electrónica de B. bassiana creciendo con alcanos 
como fuente de carbono. (a) Proyecciones en forma de dedos 
en la membrana, (b) Estructuras membranosas, lameladas, (c) 
Inclusiones del hidrocarburo. 
 
13 
Figura 2. Ciclo infectivo de los hongos entomopatógenos tipo M. 
anisopliae para control de insectos 
 
14 
Figura 3. Crecimiento de B. bassiana en medio PDA, observación 
macroscópica y microscópica. 
 
29 
Figura 4. Microscopia electrónica de las conidios de B. bassiana en el 
proceso de infección de Amblyomma americanum 
 
29 
Figura 5. Características macroscópicas y microscópicas de una cepa 
madura de M. anisopliae. 
 
30 
Figura 6. Distribución mundial de Rhipicephalus (Boophilus) microplus en 
el cinturón tropical del mundo. 
 
38 
Figura 7. Partes bucales de las garrapatas. 43 
Figura 8. Vista dorsal de macho y hembra de Boophilus microplus 
respectivamente. 
 
43 
Figura 9. Ciclo de vida de las garrapatas duras. 47 
Figura 10. Infestaciones de bovinos con Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus. 
 
51 
Figura 11. Cuadrante de medición para el conteo de la garrapata sobre el 
ganado 
 
71 
Figura 12. Corral donde se almacenaron los animales del ensayo. 72 
Figura 13. Puesta de huevos durante la cría de teleoginas de la garrapata 
Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
 
76 
Figura 14. Porcentaje de mortalidad promedio de ninfas de la garrapata 
Rhipicephalus (Boophilus) microplus en cada tratamiento, 
después de la aplicación de los dos hongos entomopatógenos a 
una concentración de 1x108 conidios/ml. 
 
84 
Figura 15. Porcentaje de mortalidad corregida de ninfas de la garrapata 
Rhipicephalus (Boophilus) microplus hallada mediante la formula 
de Henderson y Tilton a una concentración de 1x108 conidios/ml, 
bajo condiciones de campo. 
 
86 
Figura 16. Mortalidad de ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus 
por la aplicación de los tratamientos 1: Control ,2: Control, 3: 
Cepa formulada de M .anisopliae ,4: Cepa no formulada de M 
.anisopliae ,5: Cepa formulada de B. bassiana y 6: Cepa no 
formulada de B. bassiana. Los tratamientos con la misma letra 
88 
 xiv 
no son significativamente diferentes de acuerdo con la prueba 
de contraste de Fisher con un nivel de significancía 0.05. 
 
Figura 17. Box plot de respuesta de mortalidad de larvas de R. microplus 
en la comparación entre las cepas formuladas y desnudas de 
los hongos B, bassiana y M. anisopliae (a) Tratamiento 1: 
control, 2: cepa formula de M. anisopliae y 3: cepa formula de B. 
bassiana (b) 1: control, 2: cepa no formulada de M. anisopliae y 
3: cepa no formulada de B. bassiana. 
 
88 
Figura 18. Efecto de las cepas formuladas y desnudas de los hongos 
entomopatógenosB. bassiana y M. anisopliae después de 30 
días de aplicación sobre la población de ninfas de Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus. 
 
91 
Figura 19. Macho de la garrapata bovina, Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus. 
 
93 
Figura 20. Hembra de la garrapata bovina, Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus 
 
93 
Figura 21. Porcentaje de mortalidad promedio de larvas por la aplicación de 
los hongos entomopatógenos B.bassiana y M.anisopliae con 
respecto al tiempo a una concentración de 1 x 10 8 conidias/ml, 
bajo condiciones de laboratorio en cámara húmeda. 
 
94 
Figura 22. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el 
hongo Beauveria bassiana en cámara húmeda, presencia de 
micelio aéreo a los 12 días. 
 
95 
Figura 23. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el 
hongo Metarhizium anisopliae en cámara húmeda, presencia de 
micelio aéreo a los 12 días. 
 
95 
Figura 24. Respuesta de la mortalidad de ninfas de Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus por la aplicación de los tratamientos 1: 
Control 2: Cepa formulada de M .anisopliae ,3: Cepa no 
formulada de M .anisopliae ,4: Cepa formulada de B. bassiana y 
5: Cepa no formulada de B. bassiana. Los tratamientos con la 
misma letra no son significativamente diferentes de acuerdo con 
la prueba de contraste de Fisher con un nivel de significancía 
0.05. 
 
97 
Figura 25. Porcentaje de mortalidad corregida (Abbott) de larvas de 
Rhipicephalus (Boophilus) microplus por la aplicación de los 
hongos entomopatógenos B.bassiana y M.anisopliae en una 
concentración de 1x108 conidios/ml, bajo condiciones de 
laboratorio en cámara húmeda. 
 
98 
Figura 26. Porcentaje de mortalidad de larvas por la aplicación de los 
hongos entomopatógenos B. bassiana y M. anisopliae con 
respecto al tiempo a una concentración de 1 x 10 8 conidios/ml, 
bajo condiciones de laboratorio en cámara seca. 
 
101 
 xv 
Figura 27. Respuesta de la mortalidad de ninfas de Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus por la aplicación en cámara seca de los 
tratamientos 1: Control 2: Cepa formulada de M .anisopliae ,3: 
Cepa no formulada de M .anisopliae ,4: Cepa formulada de B. 
bassiana y 5: Cepa no formulada de B. bassiana. Los 
tratamientos con la misma letra no son significativamente 
diferentes de acuerdo con la prueba de contraste de Fisher con 
un nivel de significancía 0.05. 
 
101 
Figura 28. Porcentaje de mortalidad corregida (Abbott) de larvas por la 
aplicación de los hongos entomopatogenos B. bassiana y M. 
anisopliae con respecto al tiempo a una concentración de 1 x 10 
8 conidios/ml, bajo condiciones de laboratorio en cámara seca. 
 
103 
Figura 29. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el 
hongo Beauveria bassiana en cámara seca, presencia de 
micelio aéreo a los 12 días. 
 
105 
Figura 30. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el 
hongo Metarhizium anisopliae en cámara húmeda, presencia de 
micelio aéreo a los 12 días. 
 
105 
Figura 31. Desviación estándar y prueba de contraste de Fisher para los 
tratamientos: (1) control absoluto (2)control comparativo (3)M. 
anisopliae 1x106conidios/ml, (4) M. anisopliae 1x107conidios/ml, 
(5) M. anisopliae 1x108conidios/ml, (6) M. anisopliae 
5x108conidios/ml, (7) M. anisopliae 1x109conidios/ml, (8) B. 
bassiana 1x106conidios/ml, (9) B. bassiana 1x107 conidios/ml 
(10) B. bassiana 1x108conidios/ml (11) B. bassiana 
5x108conidios/ml (12) B. bassiana 1x109conidios/ml. Barras con 
la misma letra no difieren significativamente. 
 
107 
Figura 32. Porcentaje de mortalidad promedio de larvas de Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus en el tiempo, por la aplicación de 
Beauveria bassiana a concentraciones de 1x106,1x107 ,1x108, 
5x108 y 1x109 conidios/ml. 
 
108 
Figura 33. Porcentaje de mortalidad absoluta de larvas de Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus en el tiempo, por la aplicación de 
Metarhizium anisopliae concentraciones de 1x106,1x107 ,1x108, 
5x108 y 1x109 conidios/ml. 
 
110 
Figura 34. Tiempo letal 50 para las concentraciones probadas del hongo M. 
anisopliae sobre larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
 
116 
Figura 35. Tiempo letal 90 para las concentraciones probadas del hongo M. 
anisopliae sobre larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
 
116 
Figura 36. Tiempo letal 50 para las concentraciones probadas del hongo B. 
bassiana sobre larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
 
117 
Figura 37. Tiempo letal 90 para las concentraciones probadas del hongo B. 
bassiana sobre larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
 
118 
 xvi 
Figura 38. Aislamientos realizados y purificados de los hongos 
entomopatógenos B. bassiana y M. anisopliae a partir de larvas 
infectadas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
119 
Figura 39. Porcentaje de mortalidad de larvas de Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus a partir de inóculos realizados de B. bassiana y M. 
anisopliae, reaislados de larvas tratadas en el laboratorio, a una 
concentración de 1x108 conidios/ml. 
 
120 
Figura 40. Porcentaje de mortalidad corregida (Abbott) de larvas de 
Rhipicephalus (Boophilus) microplus a partir de inóculos 
realizados de B. bassiana y M. anisopliae, reaislados de larvas 
tratadas en el laboratorio, a una concentración de 1x108 
conidios/ml. 
 
122 
Figura 41. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el 
hongo B. bassiana. 
 
126 
Figura 42. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus infectadas por el 
hongo M. anisopliae. 
 
126 
Figura 43. Larvas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus en el tratamiento 
control. 
126 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 xvii
 
 
 
 
LISTA DE TABLAS 
 Página 
Tabla 1. Principales hongos entomopatógenos utilizados comercialmente 
para el control de insectos plaga. 
11 
 
Tabla 2. 
 
Especies de la familia Ixodidae encontradas en Colombia. 
 
39 
 
Tabla 3. 
 
Número de especies de garrapatas encontradas en Colombia, en 
Latinoamérica y en todo el mundo 
 
40 
 
Tabla 4. 
 
Interacción respuesta hospedero-garrapata 
 
45 
 
Tabla 5. 
 
Duración de la fase en el ciclo de vida parasitaria de 
Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
 
46 
 
Tabla 6. 
 
Tratamientos evaluados por la aplicación de cepas formuladas del 
laboratorio LST y desnudas de los hongos entomopatógenos 
Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae sobre los animales 
para el control de ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
 
 
73 
Tabla 7. Tratamientos realizados para la comparación de cepas formuladas 
y cepas desnudas sobre larvas de la garrapata Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus en cámara húmeda. 
77 
 
Tabla 8. 
 
Tratamientos probados para evaluar diferentes concentraciones 
de B. bassiana y M. anisopliae bajo condiciones de campo. 
 
79 
 
Tabla 9. 
 
Tratamientos para la aplicación de las cepas reactivas de los 
hongos B. bassiana y M. anisopliae sobre larvas de Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus 
 
82 
 
Tabla 10. 
 
Análisis del Probit para el hongo entomopatógeno Metarhizium 
anisopliae en el día final de evaluación. 
 
114 
 
Tabla 11. 
 
Análisis del Probit para el hongo entomopatógeno Beauveria 
bassiana en el día final de evaluación 
 
114 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 xviii 
 
 
 
 
LISTA DE ANEXOS 
 
 
 
 Página 
Anexo 1. FICHAS TECNICAS DE LOS PRODUCTOS FORMULADOS 144 
Anexo 2. MODELO ESTADISTICO 146 
 
Anexo 3. 
 
ESTADÍSTICA CAMPO: COMPARACIÒN ENTRE 
CONTROLES Y CEPAS FORMULADAS Y DESNUDAS DE 
LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS Beauveria bassiana 
y Metarhizium anisopliae 
 
147 
 
Anexo 4. 
 
EFECTO DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS 
ATRAVEZ DEL TIEMPO (PERIODO DE PROTECCIÓN). 
 
154 
 
Anexo 5. 
 
COMPARACIÓN DE LAS CEPAS DE LOS HONGOS B. 
bassiana Y M. anisopliae EN CÁMARA HÚMEDA 
 
156 
 
Anexo 6. 
 
PORCENTAJE DE MORTALIDAD DE LARVAS DE 
Rhipicephalus (Boophilus)microplus EN CÁMARA HÚMEDA 
 
157 
 
Anexo 7. 
 
COMPARACIÓN DELAS CEPAS DE LOS HONGOS B. 
bassiana Y M. anisopliae EN CÁMARA SECA 
 
158 
 
Anexo 8. 
 
ESTADÍSTICA DE LABORATORIO: COMPARACIÓN DE 
LAS CINCO CONCENTRACIONES EVALUADAS DE LOS 
HONGOS ENTOMOPATÓGENOS B. bassiana Y. M 
anisopliae 
 
 
160 
Anexo 9. ANALISIS PROBIT- PORCENTAJES DE MORTALIDAD 
CORREGIDA EN LA EVALUACIÓN DE LAS 
CONCENTRACIONES PARA LOS HONGOS B. bassiana Y 
M. anisopliae 
165 
 
Anexo 10. 
 
TIEMPO LETAL CINCUENTA Y NOVENTA (CL50 y CL90 ) 
 
170 
 
Anexo 11. 
 
TIEMPO LETAL 50 Y 90, MORTALIDAD ACUMULADO 
METODO DE REED AND MUENCH 
 
171 
 
Anexo 12. 
 
FÓRMULA DE ABBOTT (1925) PARA MORTALIDAD 
CORREGIDA EN MUESTRAS CON IGUAL NÚMERO DE 
POBLACIÓN. 
 
176 
 
Anexo 13. 
 
FÓRMULA DE HENDERSON Y TILTON PARA MUESTRAS 
CON DIFERENTE NÚMERO DE POBLACIÓN 
 
177 
 
 
 
 
 
 xix 
 
 
 
 
 1 
1. RESUMEN 
 
Las garrapatas son una de las principales limitantes en la explotación bovina, 
debido a que causan enfermedades, pérdida de peso, baja producción de leche y carne, 
daño de las pieles además de los costos requeridos para su control y la resistencia 
adquirida por la aplicación de productos químicos acaricidas. Por esta razón es necesario 
implementar nuevas estrategias para el control de garrapatas. 
 
El objetivo de este estudio fue evaluar la patogenicidad y virulencia de los hongos 
entomopatógenos Beauveria bassiana (Bassi) y Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) 
para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su fase 
parasitica, por medio de ensayos en laboratorio y campo con larvas y ninfas de la 
garrapata del ganado. Los ensayos en campo se realizaron sobre infestaciones naturales 
en ganado Cebú, en la finca La Pradera en Sabanalarga, Casanare. Estos hongos 
entomopatógenos demostraron una alta eficacia sobre larvas y ninfas de Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus. El análisis Probit de las concentraciones letales (CL50 y CL90) 
indicó que presentan una mayor eficacia a una mayor concentración, siendo para ambos 
hongos la concentración mínima con mayor eficacia 5x108 conidios/ml a los 9 días de 
evaluación. En la evaluación de la patogenicidad en campo de las cepas no formuladas y 
las cepas formuladas de los hongos entomopatógenos B. bassiana y M. anisopliae 
mostraron que la cepa formulada de M. anisopliae presentaba una mayor eficacia con 
una mortalidad promedio del 69%. 
 
Estos resultados indican que estos hongos podrían ser incluidos como bioacaricidas en 
programas de Manejo Integrado de Garrapatas (MIG) en fincas ganaderas de Colombia, 
siendo una buena alternativa para el manejo de la resistencia que han adquirido estos 
ácaros a la aplicación masiva de algunos compuestos químicos sintéticos. Se recomienda 
hacer mayor énfasis en la evaluación de formulaciones de productos comerciales 
biológicos para el control de garrapatas, cuya base sean las esporas de B. bassiana y M. 
anisopliae, debido a que uno de los mayores inconvenientes encontrados durante la fase 
de campo con estos microorganismos fue el efecto inhibitorio causado por las 
condiciones ambientales y corporales del animal, especialmente su temperatura externa. 
Es importante realizar algunos estudios que evalúen el impacto ecotoxicológico que 
puedan tener estos microorganismos biocontroladores sobre otros organismos benéficos 
y sobre la población humana que puedan estar en contacto directo con los conidios de 
estos hongos. 
 
 
 2 
ABSTRACT 
 
The ticks are one of the principal limitations on the farm, because they cause disease, 
weight loss, low production of milk and meat, hides damage to the other costs required for 
their control and the acquired resistanceby the application of chemicals acaricides. For 
this reason is necessary to implement new strategies for the control of ticks. 
 
The objective of this study was to evaluate the pathogenicity and virulence of the 
entomopathogenic fungus Beauveria bassiana (Bassi) and Metarhizium anisopliae 
(Metchnikoff) for the control of tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus in its parasitic 
phase, by means of tests in laboratory and under field conditions with larvae and nymphs 
of the cattle tick. The essays in field were realized on natural infestations in Zebu cattle, in 
the farm The Pradera in Sabanalarga Casanare. These entomopathogenic fungi showed 
a high efficiency on larvae and nymphs of Rhipicephalus (Boophilus) microplus. Probit 
analysis of lethal concentrations (LC50 y LC90) indicated that presents greater efficiency to 
a greater concentration, for both fungi being the minimum concentration fungi more 
effectively 5x108 conidia / ml to the 9 day evaluation. In evaluating the pathogenicity in 
field of no formulation strains and formulation commercial strains of entomopathogenic 
fungi B. bassiana and M. anisopliae showed that the formulation strain by M. anisopliae 
had greater efficiency with a mortality average of 69%. 
 
These results indicate that these fungi might be included like bioacaricidas in programs of 
Integrated pest Management of Ticks (IMT) in cattle farms of Colombia, being a very good 
alternative for managing the resistance that these ticks have acquired to the massive 
application of synthetic chemical compounds. One recommendation is to make more 
emphasis in the evaluation of commercial formulations of biological products for the ticks 
control, which base must be the spores of B. bassiana and M. anisopliae, because one of 
the major disadvantages found during the field phase with these microorganisms was the 
inhibitory effect caused by the environmental and corporal conditions of the animals, 
specially its external temperature. It is important to perform some studies that evaluate the 
ecotoxicological impact that could have these biocontrol microorganisms on other 
beneficial organisms and on the human population that could be in direct contact with 
conidia of these fungi during or after the applications 
 
 
 
 
 3 
2. INTRODUCCIÓN 
 
La ganadería en Colombia y en el mundo se ha visto afectada por la infestación de 
garrapatas, debido a que es una de las principales limitantes en la explotación bovina 
trayendo un impacto económico negativo, causando la disminución en la producción de 
leche y carne, dificultad en la adaptación de razas, mayor tiempo de engorde, daño de 
pieles, muerte de animales, debilitamiento y como consecuencia retardo de crecimiento 
debido a la transmisión de enfermedades causadas por Babesia bovis, Babesia bigemina, 
Anaplasma marginale. En Colombia se han estimado pérdidas que superan los 
$10.000.000 al año a causa de las enfermedades que transmiten, además de los gastos 
anuales generados en la adquisición de productos químicos para su control (Moreno, 
2001). 
 
La garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus es un ectoparásito perteneciente a la 
familia Ixodidae. Actualmente ésta especie es la mas común en el ganado bovino debido 
a su amplia distribución mundial, encontrándose desde el nivel del mar hasta 2.700 m de 
altitud a temperaturas que oscilan entre 15ºC a 34°C (Moreno, 2001). El ciclo biológico 
de R. (Boophilus) microplus se divide en dos fases, la fase no parasítica que inicia 
cuando la garrapata adulta hembra ingurgitada (teleogina) se desprende del bovino y la 
fase parasítica, ésta inicia cuando la larva ataca un hospedero alimentándose de su 
sangre. 
 
La estrategia para el control de garrapatas se ha basado casi exclusivamente en la 
aplicación de productos químicos acaricidas sobre el cuerpo de los animales infestados a 
intervalos específicos, los cuales están determinados por la región ecológica, la raza, la 
especie a la que se va a combatir y por la eficacia residual del producto químico. Estos 
productos han sido utilizadoscon gran éxito para el control de garrapatas, sin embargo, el 
uso irracional de estos compuestos ha ocasionado la generación de cepas de garrapatas 
resistentes además de ser una estrategia de control costosa. Por esto, es de gran 
importancia la creación de estrategias de control biológico, acompañado de un esquema 
de manejo integrado de plagas (MIP) , que sean ambientalmente amigables como la 
implementación de hongos entomopatógenos como Beauveria bassiana y Metarhizium 
anisopliae, con el fin de realizar un manejo sostenible de la garrapata, conservando un 
equilibrio ecológico y evitando problemas de contaminación ambiental; además de la 
reducción de costos por la aplicación de productos químicos, que muchas veces son 
poco específicos contra el organismo blanco, y que en algunas ocasiones afectan 
poblaciones benéficas presentes en el ecosistema ganadero (Parra et al.,1999). 
 4 
 
Debido al gran impacto económico que ocasionan las garrapatas a nivel nacional, este 
proyecto tiene como objetivo evaluar la patogenicidad de cepas de Beauveria bassiana y 
Metarhizium anisopliae para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus bajo condiciones de laboratorio y campo, enfocándose específicamente en la 
fase parasítica en estado larval y ninfal, debido a que ya existe una cultura de control de 
garrapatas en esta fase, con la utilización plaguicidas químicos principalmente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 5 
 
 3. OBJETIVOS 
 
3.1. Objetivo General 
 
Evaluar la patogenicidad y virulencia de los hongos entomopatógenos Beauveria 
bassiana y Metarhizium anisopliae sobre la garrapata del ganado Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus (Acari: Ixodidae), en su fase parasítica (larva y ninfa) bajo 
condiciones de laboratorio y campo (establo), como una base para un esquema de 
control biológico. 
 
3. 2. Objetivos Específicos 
 
3.2.1. Calcular los porcentajes de mortalidad de ninfas de Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus sobre el ganado, bajo condiciones semi-controladas en campo, después de la 
aplicación de las cepas de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y 
Metarhizium anisopliae para la evaluación de la virulencia de las formulaciones 
comerciales. 
 
3.2.2. Determinar la concentración letal (CL50 y CL90) de los hongos entomopatógenos 
Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae sobre larvas de la garrapata Rhipicephalus 
(Boophilus) microplus bajo condiciones de laboratorio. 
 
3.2.3. Determinación del tiempo letal 50 (TL50) y 90 (TL90) de los hongos 
entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae sobre larvas de la 
garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 6 
4. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA 
En Colombia y en muchos países se han considerado las pérdidas económicas 
ocasionadas por las garrapatas al ganado bovino. Springell (1974) señaló que al 
incrementar la infestaciòn por garrapatas, disminuye la ganancia de peso del bovino y 
concluyó que se produce una pérdida de 0.28 Kg por cada garrapata. Springell (1974), 
también dedujo que la infestación de una garrapata Boophilus microplus, causa la pérdida 
de 450 g de peso de un bovino al año, además de las pérdidas ocasionadas por la 
transmisión de enfermedades por su parasitismo. Ante las anteriores consideraciones, 
cada día es más urgente disponer de medidas efectivas de control para las garrapatas. 
Una estrategia es la utilización del manejo integrado de plagas, que implica el uso de 
diversos métodos de control, integrados de tal forma que los costos de cada uno sean 
reducidos y que en combinación produzcan un mayor efecto. Esto debido a que la 
disponibilidad de productos químicos para el control de garrapatas es cada vez menor, 
por los altos costos para su desarrollo, la aparición de resistencia y la contaminación 
ambiental que producen. 
Por lo anterior es importante desarrollar estudios que evaluen la patogenicidad de 
hongos entomopatógenos como Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae para el 
control microbiano de la garrapata del ganado Rhipicephalus (Boophilus) microplus. La 
utilización de hongos entomopatógenos para el control de insectos plaga es una 
alternativa viable desde el punto de vista económico, ya que se pueden reproducir a gran 
escala y en pequeñas cantidades. Es necesario llevar a cabo programas de control que 
puedan ser implementados en el sector pecuario, lo cual implica la generación de 
estrategias de manejo integrado de garrapatas, adecuadas a las condiciones del país, 
mediante un control microbiano de la plaga, disminuyendo de esta forma el impacto 
negativo ocasionado en la explotación bovina por causa de las garrapatas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 7 
 
5. JUSTIFICACIÓN 
 
Las garrapatas, son los ectoparásitos de mayor importancia económica para el país. En 
Colombia las pérdidas están representadas por la disminución de la producción de leche, 
carne, daño en las pieles, muerte de animales, dificultad en la adaptación de razas 
susceptibles importantes en el comercio internacional y la adaptación de las mismas a 
cambios climáticos (Parra et al., 1999). 
 
En Australia se ha comprobado que en animales con una infestación mediana e intensa 
se pueden perder cerca de 166 ml diarios de sangre, conllevando a una pérdida de 60 
litros por año y que un promedio de 50 garrapatas Rhipicephalus (Boophilus) microplus 
causan una pérdida anual de 0.76 Kg por garrapatas, o sea aproximadamente 4 
toneladas de carne por cada 100 bovinos. El departamento de Agricultura de los Estados 
Unidos ha calculado que vacas con infestación media y alta bajan su producción de leche 
en un 18.6% y un 42.4%, respectivamente (FAO, 2004). La FAO estima que en países 
con buen sistema de control, las pérdidas ocasionadas por garrapatas alcanzan del 10 al 
20% del valor total de la producción del año y que en países con sistemas de control 
deficientes, el porcentaje oscila entre un 30 y un 40% del valor anual de la producción 
(FAO, 2004). 
 
Los datos anteriores fundamentan la necesidad de controlar las poblaciones de 
garrapatas para evitar daños mayores en la economía de los países, por los altos costos 
que ocasionan, implementando nuevas alternativas como el uso de reguladores 
biológicos, manejo integrado de plagas (MIP) y el uso de productos ambientalmente 
amigables (Parra, et al., 1999). 
 
Un aspecto importante por el cual se requiere la búsqueda de nuevas alternativas para el 
control de ectoparásitos en animales, es la resistencia que han adquirido estos 
artrópodos debido al uso constante y excesivo de compuestos químicos (acaricidas 
sintéticos). La estrategia más utilizada durante muchos años para el control de la 
garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus, ha sido la aplicación de sustancias 
químicas acaricidas sobre el cuerpo de los bovinos parasitados, a intervalos 
específicos. El historial del uso de acaricidas en el mundo ha incluido a los arsenicales, 
organoclorados, organofosforados, carbamatos, piretroides, amidinas, endectocidas 
(lactonas macrocíclicas) y fenilpirazoles, entre otros. Sin embargo, la aparición de 
resistencia ha constituido una limitante para la utilización de estos químicos. La dificultad 
 8 
para poder pronosticar que los mecanismos establecidos en las cepas resistentes puedan 
afectar la eficacia de nuevos acaricidas, incluyendo aquellos con nuevas estructuras 
químicas, sumado a los altos costos del desarrollo de nuevas moléculas, hace más 
sombrío el panorama para el futuro control de las garrapatas (Suthers et al., 1989). 
 
Teniendo en cuenta que los ganaderos reaccionan frente al ataque de garrapatas con el 
uso indiscriminado de acaricidas químicos y si bien éstos han permitido un control eficaz, 
se ha establecido que este tipo de compuestos pueden ser perjudicialespara la salud 
humana y los ecosistemas, además de la resistencia adquirida de la plaga a algunos 
productos. Por la gran preocupación que esto ha generado, se pretende limitar la 
aplicación de estos productos y promover un manejo integrado. 
 
Dentro del manejo integrado de garrapatas se presenta un control microbiano como una 
nueva alternativa para el control, utilizando cepas patogénicas de algunos hongos 
entomopatógenos como Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae, Paecilomyces sp y 
Lecanicillium lecanii. De esta forma se busca disminuir el impacto ecotoxicológico que 
ocasionan algunos productos químicos que son utilizados convencionalmente para el 
control de este ectoparásito, y mejorar la inocuidad del producto final (carne y leche), 
además de la posibilidad de disminuir los costos de producción. Este último aspecto es 
muy importante, pensando en la expansión de la industria ganadera nacional hacia los 
mercados internacionales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 9 
6. HIPÓTESIS DE TRABAJO 
6.1. FASE DE CAMPO 
 
Ho 1: No existen diferencias estadísticamente significativas entre los controles no 
tratados, las cepas formuladas y las cepas no formuladas de los hongos 
entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae evaluados bajo 
condiciones de campo para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus en su estado de ninfa. 
 
Hi 1: Al menos una de las cepas evaluadas de los hongos entomopatógenos Metarhizium 
anisopliae y Beauveria bassiana presenta diferencias estadísticamente significativas en 
comparación con los controles no tratados, bajo condiciones de campo para el control de 
la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su estado de ninfa. 
 
6.2. FASE DE LABORATORIO 
 
Ho 2: No existen diferencias estadísticamente significativas entre los controles no 
tratados, las cepas formuladas y las cepas no formuladas de los hongos 
entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae evaluados bajo 
condiciones de laboratorio para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) 
microplus en su estado larval. 
 
Hi 2: Al menos una de las cepas evaluadas de los hongos entomopatógenos Metarhizium 
anisopliae y Beauveria bassiana presenta diferencias estadísticamente significativas en 
comparación con los controles no tratados bajo condiciones de laboratorio para el control 
de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su estado larval. 
 
Ho 3: No existen diferencias estadísticamente significativas entre las concentraciones 
probadas de los hongos entomopatógenos Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae 
para el control microbiológico de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su 
estado larval bajo condiciones de laboratorio, en comparación con los controles no 
tratados. 
 
Hi 3: Al menos una de las concentraciones evaluadas bajo condiciones de laboratorio 
para el control de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus en su estado larval 
presenta diferencias estadísticamente significativas en comparación con los controles no 
tratados. 
 10 
7. REVISIÓN DE LITERATURA 
7.1. HONGOS ENTOMOPATÓGENOS: 
 Un gran número de hongos son parásitos letales de artrópodos, y pueden infectar su 
hospedero en cualquier estado de su ciclo de vida. El estudio de los organismos causales 
de enfermedades en insectos fue preconizado desde siglos atrás por los egipcios por su 
importancia para regular las poblaciones de plagas. El primer hongo descubierto fue 
Beauveria bassiana (muscardina blanca) en 1835 por Agostino Bassi, a partir de las 
observaciones sobre la muscarina blanca del gusano de seda Bombyx mori ocasionada 
por el hongo Beauveria bassiana. En 1879 el ruso Elías Metchnikoff, utiliza Metarhizium 
anisopliae (muscardina verde) para controlar las abundantes poblaciones de Anisoplia 
austriaca, desde ese momento se han realizado muchas investigaciones, que han 
permitido la implementación de estos microorganismos en un Manejo Integrado de 
Plagas (MPI) (Bittencourt, et al, 1994). 
 
Los hongos entomopatógenos constituyen un único grupo de microorganismos patógenos 
de insectos en que la ingestión por el hospedero no es un prerrequisito para llevar a cabo 
el proceso de infección, debido a que hay una penetración directa de la cutícula. Sus 
conidios germinan sobre la cutícula del insecto, debido a que la superficie de estas 
conidios consiste de una capa hidrofobica que interactúa con la epicutícula para llevar a 
cabo el proceso de adhesión, luego desarrollan un tubo germinativo para penetrar y un 
micelio dentro del hospedero para colonizar, y por último esporular en su superficie 
(Carrillo, 2003). 
 
Los hongos se describen como uno de los primeros agentes patógenos de los artrópodos 
registrados en la historia. La mortalidad causada por las infecciones producidas por 
hongos se debe a la destrucción mecánica de los tejidos, la eliminación de agua y la 
actividad de las micotoxinas. Estos atacan al insecto a través de la cutícula, lugar donde 
germinan las esporas, las cuales producen hifas invasoras que penetran los tejidos del 
hospedero. Las hifas se ramifican por crecimiento del hongo, colonizan y llegan hasta la 
cavidad hemocélica, donde se produce micelio, y se liberan las toxinas que están 
implicadas en el bloqueo del desarrollo fisiológico del insecto (Bircher et al., 1990). 
 
El potencial que tienen los hongos entomopatógenos como agentes de control, al 
constituir un grupo con más de 750 especies de casi 100 géneros que pueden infectar 
insectos, ha sido reconocido (Vilcinskas et al., 1996). La mayoría de estos hongos 
pertenecen a las divisiones Zigomicota (entomophorales), Deuteromicota (hifomicetos) y 
 11 
Ascomycota, encontrándose comúnmente en la naturaleza. Sin embargo, sólo algunos 
hongos entomopatógenos han sido estudiados a fondo y son utilizados comercialmente 
(Tabla 1), y están ahora siendo reproducidos a gran escala industrial mediante medios 
artificiales con el fin de desarrollar inóculos con los cuales puedan atender la demanda 
producida por las grandes pérdidas que generan estos insectos y artrópodos plaga en el 
sector agropecuario (Kendrick, 1992), dentro de los mas importantes se mencionan, 
Metarhizium spp, Beauveria spp, Aschersonia spp, Entomopthora spp, Zoophthora spp, 
Erynia spp, Eryniopsis spp, Akanthomyces spp, Fusarium spp, Hirsutella spp, 
Hymenostilbe spp, Paecelomyces spp y Lecanicilliun spp, pertenecientes a la clase 
Zygomycetes e Hyphomycetes (Pucheta et al., 2006). 
 
Los hongos entomopatógenos son de gran importancia dentro de los agroecosistemas 
por su capacidad natural para degradar y descomponer materia orgánica y por su 
potencial para regular las poblaciones de insectos, la cual depende de la susceptibilidad 
del hospedero o de la asociación patógeno-hospedero. En este último caso, el insecto 
hospedero puede ejercer una presión de selección que favorezca a pocos genotipos del 
patógeno; es decir, hay una selección natural de estos microorganismos en términos de 
especialización con respecto al hospedero (Pucheta et al., 2006). Los hongos 
entomopatógenos son buenos reguladores de plagas en la naturaleza por su alta 
virulencia, patogenicidad, amplia dispersión y capacidad de penetrar al hospedero por su 
cutícula (Gindin et al., 2001). 
 
Tabla 1. Principales hongos entomopatógenos utilizados comercialmente para el control de 
insectos plaga (Wraight et al., 1998) 
 
 
Especie 
 
 
 
Insecto plaga 
 
 
Beauveria bassiana Langostas, chapulines, áfidos, escarabajos, 
mosca blanca. 
Beauveria brogniartii Moscas, escarabajos. 
Metarhizium anisopliae Termitas, chapulines, gallina ciega, langostas, 
picudos del chile y algodón, escarabajos. 
Paecilomyces fumosoroseus Mosca blanca. 
Lecanicillium (Verticillium) lecanii Áfidos, trips, mosca blanca. 
 12 
7.2. CARACTERÍSTICASFISIOLÓGICAS 
Para que la manifestación epizoótica de los hongos entomopatógenos tenga lugar, los 
factores bióticos y abióticos tienen una enorme influencia. Entre los factores abióticos que 
afectan la viabilidad y la persistencia de los hongos entomopatógenos en campo se 
encuentran los rayos ultravioleta, la temperatura, la humedad relativa, pH y los fungicidas 
(López et al., 1995). La susceptibilidad y la relación con los hospederos se relacionan 
con los nutrientes presentes en los insectos, que son el medio para la propagación, 
dispersión y persistencia de los hongos. Los conidios de los entomopatógenos tienen 
requerimientos específicos de agua y temperatura, así como de otros factores 
ambientales que en conjunto funcionan como inductores para la activación de receptores 
presentes en el patógeno y que les permiten llevar a cabo el proceso infectivo sobre el 
hospedero (Pucheta et al., 2006). 
La germinación de los conidios de los hongos entomopatógenos esta influenciada 
críticamente por los factores ambientales, especialmente temperatura y humedad. 
Específicamente estos hongos requieren de una atmósfera saturada de humedad 
equivalente a una humedad relativa entre 85 a 92% y una temperatura optima de 
crecimiento en el rango de 25C° a 30°C, son mesófi los, mínima de 10C° y máxima de 
32°C. Estudios realizados por Hallsworth (1999), de muestran un crecimiento óptimo de 
Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae a una temperatura de 25°C y 30°C, y una 
actividad de agua (aw) de 0,90 y 0,998 respectivamente. Condiciones que son críticas 
para el desarrollo de un hongo biocontrolador, debido a que en el caso de la humedad 
relativa, esta es un factor abiótico indispensable para los procesos de germinación de 
esporas, crecimiento e infección. Estos hongos son poco exigentes para su crecimiento 
en el laboratorio sobre medios de cultivos artificiales como Agar Sabouraud y PDA (Agar 
Papa Dextrosa). 
Los hongos entomopatógenos realizan interacciones bioquímicas con la epicutícula (capa 
mas externa de la cutícula, la cual es muy delgada y presenta un alto contenido lipidico) 
de sus insectos hospederos, cuya capa mas externa esta compuesta por lípidos, 
principalmente compuestos altamente estables y de cadena larga (20-40 carbonos), 
características que le permiten ser mas resistente a la degradación enzimática (Pedrini et 
al., 2006). Definitivamente una fuente de carbono es necesaria para la germinación de los 
conidios de los hongos, estudios han demostrado que la quitina y ciertos ácidos grasos 
presentes en la cutícula de los insectos son eficientemente utilizados como fuente de 
 13 
carbono, indicando que los hongos entomopatógenos deben usar nutrientes presentes en 
el integumento de los insectos. Otros estudios realizados por Napolitano y Juárez (1997) 
encontraron que las fracciones lipidicas de la epicuticula de Ostrinia nubilalis 
(Lepidóptero), Melolantha melolontha (Coleóptero) sirven como fuente de energía 
favorable para la germinación de Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae. Por otro 
lado, cuando la fuente de carbono fue solo un extracto de hidrocarburos epicutícular de 
Triatoma infestans (Hemiptera), la producción de conidios fue dos veces mas alta que la 
obtenida con un extracto epicutícular no hidrocarbonado. Datos preliminares 
demostraron que los Hyphomicetos entomopatógenos son viables consumiendo 
hidrocarburos alifáticos de cadena media como esteroles y glicerol. Estos también 
incluyen n-alcanos y n-alquenos, los primeros han sido encontrados en por lo menos 100 
especie de insectos plaga (Figura 1) (Nelson y Blomquist, 1995). Demostrándose con 
esto, la habilidad de los hongos entomopatógenos para degradar hidrocarburos alifáticos 
presentes en la epicuticula de insectos y utilizarlos para la producción de energía, 
mediante reacciones de oxidación, e incorporación en sus componentes celulares. 
 
 
Figura 1. Microscopia electrónica de B. bassiana creciendo con alcanos como fuente de carbono. 
(a) Proyecciones en forma de dedos en la membrana, (b) Estructuras membranosas, lameladas, 
(c) Inclusiones del hidrocarburo alifático (Nelson y Blomquist, 1995). 
 
7.3. PROCESO DE INFECCIÓN: 
Una serie de eventos definidos son necesarios para el contacto entre el patógeno y el 
organismo blanco. La secuencia de estos eventos corresponde a la adhesión de conidios 
sobre la cutícula del artrópodo, germinación, interacción con la cutícula estimulando o 
inhibiendo componentes, formación del apresorío en algunas especies, penetración, 
crecimiento dentro del hemocele y la interacción con el sistema inmune, producción de 
toxinas y muerte del hospedero (Valencia , 2002). 
 
 14 
Bajo condiciones favorables los hongos siguen creciendo dentro del cadáver del 
hospedero y eventualmente producirán muchos conidioforos, los cuales pueden infectar 
nuevos hospederos de insectos o artrópodos (Valencia, 2002). 
Los hongos entomopatógenos inician su proceso infectivo cuando las esporas viables son 
retenidas en la superficie del integumento donde se realiza la asociación de patógeno y 
hospedero, donde se inicia la formación del tubo germinativo, comenzando el hongo a 
excretar enzimas como las proteasas, quitinasas, quitobiasas, lipasas y lipooxigenasas 
(Figura 2). Estas enzimas degradan la cutícula del insecto y coayudan con el proceso de 
penetración por presión mecánica iniciado por el apresorio, que es una estructura 
especializada formada en el tubo germinativo, una vez dentro del artrópodo, el hongo se 
desarrolla cuerpos hifales que se van diseminando (Pucheta et al., 2006). 
 
Figura 2. Ciclo infectivo de los hongos entomopatógenos tipo M. anisopliae para control de 
insectos (Kershaw et al., 1999). 
7.3.1. ADHESIÓN: 
Los conidios se adhieren para infectar al hospedero, aunque esto depende del número 
que sea capaz de germinar y penetrar en el artrópodo y el numeró de propagulos capaz 
de permanecer adheridos en el integumento del artrópodo hospedero después del 
contacto inicial. Además, en la naturaleza la probabilidad para que inicie el contacto 
artrópodo y hongo entomopatógeno será dependiente de las capacidades fisiológicas del 
hongo de producir conidios oportunamente y dispersarse por mecanismos adecuados, 
 15 
según Fargues (1984), reporto que los cambios electrostáticos contribuían a la primera 
interacción física entre el conidio y la cutícula y en segundo lugar la hidrofobicidad de los 
conidios (Khachantourians et al., 2000). 
El evento inicial es el ataque del conidio, desde aquí se determinan todos los eventos 
subsecuentes de la infección. El conidio ataca los artrópodos sobre la cutícula, la cual 
involucra dos pasos: El primero son las interacciones no específicas mediadas por 
fuerzas electrostáticas e interacciones hidrofobicas, y la segunda, son las interacciones 
específicas debido a la presencia sobre la superficie del conidio proteínas (glicoproteínas) 
como las adhesinas y lectinas. Estas reconocen específicamente glicolipidos o 
glicoproteinas de la cutícula del hospedero (Valencia, 2002). Observaciones preliminares 
sugieren que la hidrofobicidad de las conidioesporas de Beauveria bassiana pueden ser 
modificada por tratamientos a diferentes concentraciones de Tween 20 y 80, esto indica 
que la aplicación de cepas inducidas a una alta hidrofobicidad pueden llegar a ser mas 
virulentas que las cepas nativas (Valencia, 2002). 
Para penetrar el integumento externo del hospedero, la conidiospora debe adherirse a la 
superficie cutícular. La interacción entre los conidios y la cutícula depende de las 
sustancias mucilaginosas que rodena el conidio, de las enzimas y de la conformación 
morfológica del integumento, la cual favorece la germinación del conidio. Las conidios 
pueden adherirse al azar de acuerdo a los pliegues íntersegméntales o a la rugosidad de 
la superficie de la cutícula (Vargas et al., 2000). 
Se ha sugeridoque iones divalentes como el Ca+2 y el Mg+2 reducen las fuerzas de 
repulsión electrostática de la superficie del artrópodo, por lo que pueden afectar su 
hidrofobicidad y promover la adhesión de la pared celular fúngica a la cutícula, creando 
condiciones favorables para el establecimiento de la espora y la subsecuente invasión del 
hospedero (Pucheta et al., 2006). La principal importancia de la utilización de la 
hidrofobicidad en las cepas de los hongos entomopatógenos, se refiere a la posibilidad 
de incrementar el número de esporas que podrían permanecer atacando la cutícula del 
insecto, después de la aplicación. 
El manejo de la hidrofobicidad de las conidiosporas de hongos entomopatógenos 
aislados puede ser una nueva alternativa para el desarrollo, selección y formulación de 
bioplaguicidas. 
 
 
 16 
7.3.2. GERMINACIÓN: 
 La germinación de la espora o conidio se inicia con el hinchamiento de la misma, que es 
favorecido por una humedad alta (70% durante 14 horas); la germinación es disparada 
por mensajeros que generalmente son carbohidratos individuales o complejos de 
carbohidratos y proteínas presentes en la cutícula del insecto o artrópodo (Pucheta et al, 
2006). La hidratación del conidio es favorecida por la acción antidesecante de su cubierta 
mucilaginosa, que además funciona como protector ante la presencia de polifenoles 
tóxicos y enzimas degradativas, secretadas por sistema inmune del artrópodo. Después 
del hinchamiento de la espora tiene lugar la formación del tubo germinativo mediante el 
proceso de polarización típico del crecimiento apical de los hongos, que estimula la 
síntesis de la pared celular (Pucheta et al., 2006). 
Los iones H+ y Ca2+ entran en la punta de la hifa a través de un mecanismo de transporte 
pasivo y son expulsados por mecanismos dependientes de energía. Este flujo 
transcelular permanece constante y mantiene el desarrollo del tubo germinativo y la 
formación del apresorío, una estructura especializada formada en el tubo germinativo, el 
cual recorre y reconoce la superficie del artrópodo para la localización de sitios 
receptores, habilitando de ésta forma a la hifa para la penetración de la cutícula (Vargas 
et al .,2000). El apresorío sirve para el anclaje de la espora o conidio y ejerce una presión 
hacia el interior del artrópodo. Paralelamente, el hongo excreta una gran cantidad de 
enzimas entre las que se incluyen proteasas, quitinasas, quitobiasas, lipasas, 
lipooxigenasas y otras enzimas hidrolíticas, que van degradando la cutícula y 
proporcionan a su vez nutrientes al hongo (Pucheta et al.,2006). El hongo 
entomopatógeno Metarhizium anisopliae presenta un alto contenido de aminopeptidasas 
e hidrofobina, las cuales favorecen la acción de enzimas extracelulares sobre la cutícula 
del artrópodo para el proceso de infección. Sin embargo, se han encontrado esterasas y 
proteasas en conidios no germinados, lo que sugiere una modificación de la superficie 
cutcular previa a la germinación, ya que durante la hidratación del conidio no solo 
absorbe agua, sino también nutrientes (Pucheta et al., 2006). 
La germinación de los conidios del hongo puede ser inducida por componentes químicos 
presentes en la cutícula del hospedero. Por ejemplo, la germinación de conidioforos de 
Paecilomyces esta estimulada por esteroles y diacilgliceroles extraidos de su hospedero 
Anticarsia gemmatalis (Boucias et al., 1988). Componentes como lípidos y ceras 
presentes en la cutícula de algunos insectos, como por ejemplo Bemisia tabaci (mosca 
blanca), se reporta que estos son potencialmente exitosos, debido a que estimulan la 
gemación del conidio del hongo entomopatógeno. Los eventos tempranos de la infección 
 17 
son críticos debido a que tiene lugar fuera del artrópodo, así exponiendo al hongo a 
factores ambientales no favorables. Por esta razón, la selección de cepas de hongos con 
una alta velocidad de desarrollo es un criterio promisorio para una buena selección de 
aislamientos de hongos para el control de plagas (Khachatourians et al., 2000). 
 
Otro aspecto de significante importancia en la patogenicidad y especificidad de los 
hongos entomopatógenos es la utilización de substratos de la cutícula del hospedero 
(Hegedus y Khachatourians, 1995; Fargues, 1984) como ácidos grasos que se 
encuentran sobre las cutículas de algunos insectos como son ácido linoléico, acido 
palmitito, etc. Como resultado la presencia o ausencia de estos componentes en la 
cutícula, pueden bien determinar la rapidez y la extensión del crecimiento micelial y de la 
virulencia que puede producir el hongo sobre el patógeno. La importancia de la utilización 
de lípidos para la germinación y crecimiento de hongos entomopatógenos, confirma la 
presencia de lipooxigenasas las cuales son enzimas envueltas en el metabolismo de 
componentes lipidicos necesarios para el crecimiento del hongo, como demostró Kerwin y 
Washino (1984), donde la conidiogenesis del hongo Erynia variabilis es regulado 
directamente por los lípidos extraídos de adultos y pupas de las moscas Fania 
canicularis. En adición a los nutrientes, la cutícula de los insectos usualmente presenta 
una diversidad de inductores e inhibidores de componentes (Lecuona et al, 1992; 
Khachatourians, 1996), Los cuales están regulando la germinación y el crecimiento de 
hongos entomopatógenos. 
 
7.3.3. PENETRACIÓN: 
 
La penetración a la cutícula del hospedero es un paso crítico durante el proceso de 
infección. La penetración es un fenómeno que resulta de la combinación de dos factores 
principales: actividad enzimática y fuerzas físicas hidrostaticas por la hifa (Hegedus y 
Khachatourians, 1995; Howard et al, 1991) Para algunas cepas de Metarhizium 
anisopliae, la penetración puede ser ayudada por la formación de apresorio, una 
estructura hinchada mucilaginosa que libera enzimas sobre una area reducida de la 
cutícula para facilitar la adhesión, así la adhesión y penetración son eficientes. Sin 
embargo no todos los hongos entomopatógenos forman apresorio, epecies como 
Beauveria bassiana rara vez es capaz de formar esta estructura (Bidochka y 
Khachatourians, 1991). El principal factor requerido para la penetración de la cutícula por 
todos los hongos entomopatógenos estudiados, son las enzimas hidroliticas. Estas 
enzimas son de gran importancia para el patógeno, no solo por que tienen la posibilidad 
 18 
de romper la cutícula sino también por que proveen de nutrientes y oxígeno al hongo para 
su crecimiento (Khachatourians, 1991). 
 
Las enzimas hidroliticas pueden estar dentro de tres categorías: Proteasas, quitinasas y 
lipasas, las cuales son sintetizadas en una combinación de interacciones relacionadas 
con la estructura y componentes de la cutícula del insecto. Notablemente la actividad de 
estas enzimas puede ser inducida in Vitro cuando el hongo patógeno esta en crecimiento 
y sintetiza componentes mediante las enzimas (Bidochka y Khachatourians, 1991). 
 
La actividad de muchos tipos de lipasas es el primer requerimiento para la degradación 
de la cutícula de los insectos. La importancia de las lipasas del hongo depende de las 
interacciones específicas con el insecto o artrópodo. Las enzimas pueden ser muy 
importantes para la infección de artrópodos plaga y para la selectividad de los hongos 
entomopatógenos, a organismos no objetivo y benéficos (Valencia, 2002). 
 
Las enzimas proteasas secretadas por los hongos pueden ser inhibidas, debido a la 
presencia de inhibidores de proteasas dentro del insecto hospedero. Por ejemplo 
estudios realizados por Boucias y Pendland, 1987, demostraron que la germinación y el 
crecimiento de N.rileyi es interrumpida por los inhibidores identificados dentro de la 
hemolinfa de los estados inmaduros de A. gemmatalis. 
 
La quitina se deriva de monomeros, incluyendo la quitobiasa, glucosamina y n-
acetilglucosamina, que son inductores generales deldesarrollo de muchos hongos 
entomopatógenos (Bidochka y Khachatourians, 1991). La deficiencia de quitina al igual 
que la deficiencia de proteasas disminuye la virulencia del hongo entomopatogeno (Paris 
et al., 1985). Otras enzimas como las amilasas y glucoamilasas son también importantes 
para la infección, encontrando que cepas hipervirulentas de Metarhizium anisopliae son 
capaces de elevar los niveles de amilasa durante el proceso de infección. Estas enzimas 
son requeridas para la utilización de glucogenos y otros carbohidratos presentes en los 
tejidos grasos y otros compartimentos del insecto (Hopkins, 1999). 
 
El modo de acción de los hongos entomopatógenos es una relación de la actividad de 
enzima hidroliticas como proteasas, quitinasas y lipasas. Estas enzimas tienen la 
habilidad de degradar la cutícula y proveer de nutrientes al hongo para su creciemiento 
inicial (Khachatourians, 1991).A través de la combinación de la actividad de diferentes 
enzimas hidroliticas, se produce por completo la degradación de la cutícula; se ha 
encontrado que la deficiencia de proteasa en una cepa mutada de Beauveria bassiana 
 19 
representaba una significativa reducción de la virulencia contra chapulines o saltamontes 
al ser comparado con una cepa nativa, esto se debe a que la virulencia es un proceso 
multifuncional (Valencia, 2002). La actividad hidrolitica de las enzimas prueba ser un 
factor limitante de la infección, el aumento de esta actividad puede contribuir a mejorar el 
efecto de contacto y la virulencia de los hongos entomopatógenos. 
 
7.3.4. CRECIMIENTO: 
 
Una vez dentro del insecto o artrópodo, el hongo prolifera formando cuerpos hifales 
secundarios, que se ramifican en la procutícula conformada principalmente de fibrillas, 
lameladas, de quitina embebidas en una matriz proteínica que actúa como cubierta física 
protectora ante las secreciones extracelulares del patógeno. Posteriormente, los cuerpos 
hifales se encuentran con la capa epidérmica y con su respectiva membrana basal y se 
diseminan a través del hemocele (Pucheta et al. ,2006). Así, invaden diversas estructuras 
como tejidos musculares, cuerpos grasos, tubos de malpighi, mitocondrias, hemocitos, 
retículos endoplásmicos liso y rugoso y membrana nuclear, ocasionando la muerte del 
insecto después de 3 a 14 días de iniciada la infección, dependiendo de la virulencia del 
hongo y del estado de desarrollo y susceptibilidad del insecto o artrópodo. 
 7.3.5. DISPERSIÓN: 
Una vez muerto el artrópodo, y ya agotados muchos de los nutrientes, el hongo inicia un 
crecimiento micelial secundario e invade todos los tejidos muertos del hospedero. 
Finalmente, las hifas penetran la cutícula desde el interior del artrópodo y emergen a la 
superficie, donde en condiciones ambientales apropiadas inician la formación de nuevos 
conidios (Vilcinskas et al., 1996; Vargas et al.,2000). 
Cabe destacar que durante la penetración del hongo desde la cutícula del insecto o 
artrópodo hasta el hemocele, la hifa queda inmersa en proteínas, quitina, lípidos, 
melanina, difenoles y carbohidratos; algunos de ellos se comportan como nutrientes pero 
otros pueden inhibir su crecimiento, ya que el hospedero activa su sistema inmune a 
través de procesos como la melanización, fagocitosis, nodulación y encapsulación. Sin 
embargo, los hongos desarrollan una serie de respuestas fisiológicas y bioquímicas que 
les permiten evadir este tipo de defensas, tales como cambios en la pared celular y 
producción de sustancias inmunomodulatorias o toxinas fúngicas (Pucheta et al., 2006). 
 20 
El ataque de hongos entomopatógenos ocasiona la ocurrencia de algunos síntomas; en 
la fase infectiva de una la larva enferma, aparece la pérdida de apetito, decoloración del 
integumento, hinchazón, flacidez, falta de movilidad hasta la parálisis, la muerte y la 
momificación. Las larvas de lepidópteros y coleópteros que son afectadas en los últimos 
estados de desarrollo larval, enpupan en actitud de defensa antes de cumplir el ciclo. Sin 
embargo el hongo sigue su desarrollo hasta causarle la muerte. Luego crece el micelio y 
esporulan a través de la pupa (Matthews, 2003). 
Los síntomas que desarrollan los insectos o artrópodos se comienzan a visualizar a los 4 
a 5 días después del contacto con el hongo, donde las larvas pierden actividad y dejan de 
alimentarse; generalmente se observan manchas oscuras localizadas indistintamente en 
la cutícula del insecto enfermo (Pucheta et al., 2006). Aunque los coleópteros adultos 
infectados por el hongo se retiran del lugar donde se están alimentando un 
comportamiento que a la larga, ofrece algún nivel de protección adicional a su especie. 
Este comportamiento lo acompaña con una segregación de feromonas de alerta 
informantes que evitan que otros adultos de su especie, lleguen al sitio y sean infectados. 
Los hongos entomopatógenos usualmente presentan mayor virulencia frente algunos 
estados de desarrolló del hospedero, siendo los estados jóvenes los más susceptibles. 
Muchos hongos son de amplio espectro pero B. bassiana y M. anisopliae han demostrado 
tener un buen nivel de especificidad dependiendo de la cepa seleccionada, los cuales 
tienen un bajo impacto en insectos benéficos y enemigos naturales (EN) de la plaga 
(Pucheta et al., 2006). 
 
El hongo entomopatógeno Metarhizium anisopliae es un saprófito facultativo pudiéndose 
desarrollar en el suelo o como parásito facultativo de algunos insectos. Cuando éste 
hongo atraviesa la cutícula y entra a la hemolinfa del insecto debe adaptarse a diferentes 
condiciones internas de su hospedero, para ello hay expresión de diferentes genes 
involucrados en mecanismos de percepción, metabolismo de carbohidratos, proceso de 
proteólisis de compuestos de la cutícula del insecto o artrópodo y síntesis de metabolitos 
tóxicos. Estos genes de patogenicidad pueden codificar compuestos inductores que 
interactúan directamente con su hospedero o con moléculas reguladoras que controlan 
su expresión. El análisis de las ESTs (Expressed sequence tag) de M. anisopliae 
creciendo sobre la cutícula del insecto mediante la técnica de PCR, demostró la 
presencia de un gran número de genes involucrados en la interacción con su hospedero y 
su respuesta inmune. Estudios realizados mediante comparación de secuencias sugieren 
que el 50% de las ESTs de M. anisopliae codifican para enzimas y toxinas 
 21 
principalmente, estas últimas son las encargadas de la disminución de la fecundidad y la 
viabilidad de los huevos de insectos (Chengshu et al., 2005). 
 
La expresión de estos genes que interactúan con el hospedero permite que este hongo 
pueda adaptarse al ambiente de la cutícula y la hemolinfa en insectos y a los exudados 
producidos por las raíces de las plantas, cuando se encuentran como saprófitos en el 
suelo. Actualmente, mediante técnicas de hibridación demostró la presencia de 
subtilisinas (enzimas que hidrolizan proteínas) en algunos análisis de M. anisopliae 
creciendo sobre la cutícula de la garrapata Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Dutra et 
al., 2004). Así mas adelante se demostró que en un estado temprano del proceso de 
infección producido por algunos hongos entomopatógenos, las subtilisinas y tripsinas son 
requeridas para solubilizar la cutícula de los insectos. Sin embargo, la liberación de estas 
sustancias por los hongos, produce una estimulación del sistema de defensa de los 
insectos mediado por el sistema de las profenoloxidasas (PPOs), las cuales provocan 
una disminución en el crecimiento y reproducción del hongo entomopatogeno (Bagga et 
al., 2004). 
 
Para la mayor parte de los hongos entomopatógenos y para el caso de B. bassiana, la 
adherencia es un paso previo necesario para su acción patogénica. La adhesión entre el 
hongo (agente patógeno) y el hospedero tiene lugar por medio de moléculas de superficie 
del patógeno, llamadas adhesinas,que se unen a receptores complementarios que 
existen en las células del hospedero. 
 
La mayor parte de estas moléculas estudiadas son glucoproteinas, mientras que los 
receptores de las células del hospedero son generalmente azucares como la manosa. 
Las adhesinas de diferentes cepas de la misma especie pueden variar en su estructura. 
Diferentes tipos de células del hospedero pueden tener diferentes tipos de receptores 
(Castellanos et al., 1999). Lecuona y colaboradores (1990) estudiaron las alteraciones de 
la epicutícula del insecto (broca del café) al ser infectado por 147 cepas diferentes de 
Beauveria bassiana y 6 cepas de B. brongniartii. Con ayuda de microscopía electrónica, 
encontraron que los conidios se adhieren específicamente a los receptores de naturaleza 
polisacárida del hospedero por intermedio de una particular segregación azucarada del 
hongo. Después de cruzar la cutícula del artrópodo el conidio se transporta por el 
hemocele hasta el momento de la muerte del hospedero, desarrollándose en presencia 
de sustancias producidas por el hospedero para su defensa. Como parte de la reacción 
de defensa cerca de las esporas son producidos granulomas (Narayanan, 2004). 
 
 22 
 Los hongos entomopatógenos como Beauveria bassiana producen toxinas que son 
capaces de destruir los granulomas, las cuales permiten a las blastosporas invadir la 
hemolinfa. El hongo Beauveria bassiana al producir una toxina depsipéptida cíclica 
(beauvericina) tiene un mecanismo de acción similar a las toxinas del hongo 
Metarhizium, como las destruxinas aisladas por Kondo y Naganawa (1975). Estudios 
realizados por Zizka y Weiser (1993), demostraron el efecto del beauvericin sobre la 
ultraestructura de la larva de Culex pipiens, los cuales establecieron que con 
concentraciones de hasta 0,1mg/ml de toxina se obtiene una mortalidad del 44% en 48 
horas. El principal síntoma de la intoxicación fue la vacuolización generalizada. El efecto 
toxico se concentro en las mitocondrias, las cuales se inflaron y tomaron aspecto de 
vacuolas esféricas. La cromatina de los núcleos se concentró en forma de gránulos 
alargados a lo largo de la membrana nuclear. 
7.4. SISTEMA INMUNE DE INSECTOS CONTRA LOS HONGOS 
ENTOMOPATÓGENOS: 
La primera respuesta de la hemolinfa de los insectos y artrópodos frente a una infección 
está medida por los hemocitos circulantes, los cuales son muy eficaces a la hora de 
eliminar sustancias o partículas extrañas a través de dos procesos principalmente, la 
fagocitosis y la formación de nódulos o granulomas (Leucona, 1990). Luego como 
respuesta secundaria a la infección aparece la inmunidad humoral, representada por la 
secreción de una gran cantidad de enzimas antibacterianas y antifungicas, como las 
cecropinas, atacinas, defensinas y diptericinas. 
La fagocitosis es una forma de endocitosis en la cual bacterias y hongos, son 
internalizadas por los hemocitos en grandes vesículas (fagosomas) que se funden con los 
lisosomas, en donde las bacterias y hongos son destruidos y digeridos por la acción de 
las enzimas lisosomales, generalmente de tipo proteasa. Mientras que la formación de 
nódulos consiste en la agregación de los hemocitos con bacterias, esporas o partículas 
abióticas cuando estas sobrepasan una determinada cantidad, esta acción ha sido 
suprimida por sustancias liberadas por algunos hongos entomopatógenos como la 
beauvericina, sintetizada por Beauveria bassiana y las destruxinas producidas por 
Metarhizium anisopliae, las cuales destruyen estas agregaciones de los hemocitos 
(Leucona, 1990). Cambios en el número de hemocitos circulantes han sido reportados 
por algunos autores, cuando los insectos son atacados por algunos microorganismos, 
demostrando que las infecciones por Beauveria bassiana han resultado en una supresión 
gradual de la fagocitosis y alteraciones tanto en el conteo total como diferencial de los 
hemocitos circulantes en ácaros, demostrándose nuevamente la capacidad que 
 23 
presentan los hongos entomopatógenos para evadir los mecanismos de defensa 
desarrollados por sus hospederos (Narayanan, 2004). 
El proceso de infección esta dado por el rompimiento de la cutícula por enzimas 
hidroliticas y el crecimiento inicial de micelio, posteriormente la hifa penetra la cavidad 
del cuerpo y eventualmente busca la hemolinfa. Aquí se encuentra la primera interacción 
con el sistema inmune del insecto, que consiste en una defensa que puede ser celular y 
humoral, las cuales interactúan neutralizando la actividad de invasión del patógeno 
(Hegedus y Khachatourians, 1995). La cutícula intacta de los insectos y artrópodos es 
una barrera contra la invasión de agentes patógenos, esta al romperse o tener heridas 
representa una oportunidad de invasión para algún patógeno. En general el sistema 
inmune del insecto realiza una rápida coagulación de la hemolinfa donde ha sido 
infectado por el patógeno en este caso por el hongo, un fenómeno llamado homeostasis 
(Hegedus y Khachatourians, 1995). 
 
Componentes liberados por los cistocitos y granulocitos, producen la coagulación de la 
hemolinfa y una suspensión del sangrado, mediante la respuesta. Muchos hemocitos 
pueden migrar al sitio de lesión para fagocitar al organismo invasor (Ratclife y Rowley, 
1987). La patogenicidad de los hongos entomopatógenos esta dada por la evasión del 
sistema inmune del insecto. 
 
Los plasmocitos son células fagocíticas, que junto con granulocitos y cistocitos 
contribuyen en el proceso de defensa del insecto. La eficiencia esta limitada dependiendo 
del número de microorganismos invasores, para lo cual requiere otros mecanismos de 
defensa adicionales (Hegedus y Khachatourians, 1995). Uno de estos mecanismos es la 
formación de nódulos, estas estructuras se forman cuando partículas grandes están 
unidas a una capa mucilaginosa haciendo que los granulocitos y cistocitos se unan por 
los plasmocitos. La formación de nódulo ha sido característica de Melanoplus 
sanguinipes contra los conidios de Beauveria bassiana, esta caracterizado por estar 
rodeado de mucopolisacaridos, los cuales absorben el conidio y otros granulocitos 
(Bidochka y Khachatourians, 1991). La infección de la larva del mosquito confirma la 
hipótesis, que la superficie de cutícula de algunos insectos, puede reconocer los 
propagulos del hongo a través de sus receptores (carbohidratos) y estimular la liberación 
de células fagocíticas (Boucias y Pendland, 1988). Por otro lado la actividad de 
hemoaglutinación esta inducida por la hemolinfa de lepidópteros, como resultado de la 
infección del hongo. 
 
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La respuesta celular del insecto o artrópodo es mediada por diferentes procesos, como la 
encapsulación, que es su última defensa contra el agente patógeno (Hegedus y 
Khachatourians, 1995). La encapsulación esta mediada por el sistema de profenoloxidas 
(PPOs), a través de la melanización de las partículas formadas sobre el insecto 
hospedero. El sistema de las profenoloxidas se encuentra en el interior de los gránulos de 
los hemocitos que pueden ser liberados por la presencia de los péptidoglicanos, B-
glucanos o lipopolisacáridos presentes en la pared celular de muchos microorganismos. 
Una vez liberado el contenido granular por degranulación, el sistema de profenoloxidasa 
es activado en fenoloxidasa. La fenoloxidasa es la enzima responsable de la 
melanización observada en insectos (Söderhäll et al., 1996). Esta última es responsable 
de la oxidación de fenoles en quinonas los cuales se polimerizan en melanina. La 
melanina es un pigmento pardo-negro al cual, se le adjudican diversas propiedades 
biológicas tal como la inhibición de la actividad de enzimas bacterianas y fúngicas 
(Söderhäll et al., 1996). 
 
7.5. FACTORES QUE INFLUYEN EN EL ESTABLECIMIENTO Y ACCIÓN DE LOS 
HONGOS ENTOMOPATÓGENOS: 
 
Los factores ambientales cumplen una función esencial en la iniciación y