Parasitologia Veterinária: Capítulo 8

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Rodríguez Vivas, R.I., Ojeda-Chi, M.M., Bolio González, M.E., Pérez de León,
A.A. (2015). Capítulo 8: Pulgas de importancia veterinaria. En: Técnicas para el
diagnóstico de parásit...
Chapter · May 2015
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Torque Teno Virus and Leptospira spp. in rodents from Yucatán, México View project
Roger Ivan Rodriguez Vivas
Universidad Autónoma de Yucatán
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TÉCNICAS PARA EL 
DIAGNÓSTICO DE 
PARÁSITOS CON 
IMPORTANCIA EN SALUD 
PÚBLICA Y VETERINARIA 
2015 
 
 
Roger Iván Rodríguez Vivas 
Editor 
 
 
AMPAVE 
 
 
 
 
 
~ I ~ 
 
 
 
TÉCNICAS PARA EL DIAGNÓSTICO DE 
PARÁSITOS CON IMPORTANCIA EN SALUD 
PÚBLICA Y VETERINARIA 
 
 
 
 
 
Roger Iván Rodríguez Vivas MVZ, MSc, PhD. 
Editor de la edición 
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Campus de Ciencias 
Biológicas y Agropecuarias, Universidad Autónoma de Yucatán, 
Laboratorio de Parasitología 
 
 
 
~ II ~ 
 
Técnicas para el 
diagnóstico de parásitos con 
importancia en salud pública 
y veterinaria 
 
Primera edición electrónica, Vol. Único. 
20 de mayo del 2015 
Inscrito en el Registro Público del Derecho de Autor. 
CD-ROM Certificado: 03-2015-052012064400-01 
 
 
“Prohibida la reproducción total o parcial por cualquier medio sin la autorización 
escrita del titular de los derechos patrimoniales” 
 
Impreso y hecho en México. 
 
 
Diseño de portada y diseño editoral: Dr. Roger Iván Rodríguez Vivas 
 
Integración electrónica: Dr. Carlos Agustín Vega y Murguía 
 
 
Editor: Dr. Roger Iván Rodríguez Vivas. Profesor titular de tiempo completo de la 
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias, Universidad Autónoma de Yucatán. Miembro del Sistema Nacional 
de Investigadores de México, nivel III. 
 
 
 
 
 
El contenido de cada capítulo es responsabilidad de 
sus autores 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
~ III ~ 
 
 
 
 
 
 
 
AUTOR INSTITUCIÓN DE AFILIACIÓN 
Dr. Armando Aguilar Caballero Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. 
Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de 
Yucatán. 
Dra. Yazmín Alcalá Canto Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. Miguel Ángel Alonso Díaz Centro de Enseñanza, Investigación y 
Extensión en Ganadería Tropical. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. Jesús Antonio Álvarez Martínez Centro Nacional de Investigación Disciplinaria 
en Parasitología Veterinaria. Instituto Nacional 
de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias. 
Dr. Manuel Emilio Bolio González Departamento de Salud Animal y Medicina 
Preventiva. Facultad de Medicina Veterinaria y 
Zootecnia. Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de 
Yucatán. 
M. en C. José Israel Chan Pérez Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. 
Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de 
Yucatán. 
QFB. María Teresa Corona Souza Laboratorio de Inmunoparasitología, 
Coordinación de Investigaciones 
Inmunológicas. Instituto de Diagnóstico y 
Referencia Epidemiológicos, Secretaría de 
Salud. 
Fecha del boletín 
AUTORES DE LOS CAPÍTULOS 
 
 
 
~ IV ~ 
 
Dra. Irene Cruz Mendoza Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. Carlos Cruz Vázquez División de Estudios de Posgrado e 
Investigación. Instituto Tecnológico El Llano 
Aguascalientes /DGEST-SEP. 
Dr. Jorge Luis de la Rosa Arana Laboratorio de Inmunoparasitología, 
Coordinación de Investigaciones 
Inmunológicas. Instituto de Diagnóstico y 
Referencia Epidemiológicos, Secretaría de 
Salud. 
M. en C. Lisandro Encalada Mena Escuela Superior de Ciencias Agropecuarias. 
Universidad Autónoma de Campeche. 
M. en C. Ismael Escutia Sánchez Dirección General de Inocuidad 
Agroalimentaria, Acuícola y Pesquera 
SENASICA. SAGARPA. 
Dr. Juan Antonio Figueroa Castillo Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. Julio Vicente Figueroa Millán Centro Nacional de Investigación Disciplinaria 
en Parasitología Veterinaria. Instituto Nacional 
de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias. 
MesSV. Cristina Guerrero Molina Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
M. en C. Carlos Jasso Villazul Centro Nacional de Servicios de Constatación 
en Salud Animal. SENASICA, SAGARPA. 
M. en C. Enrique Liébano Hernández† Centro Nacional de Investigación Disciplinaria 
en Parasitología Veterinaria.Instituto Nacional 
de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias. 
Dra. María Eugenia López Arellano Centro Nacional de Investigaciones 
Disciplinarias en Parasitología Veterinaria. 
Instituto Nacional de Investigaciones 
Forestales, Agrícolas y Pecuarias. 
 
 
 
~ V ~ 
 
M. en C. Martín López Rojas Corazón del Camino Blanco, A.C. 
M. en C. Francisco Martínez Ibáñez Centro Nacional de Servicios de Constatación 
en Salud Animal. SENASICA, SAGARPA. 
Departamento de Ectoparásitos y Dípteros. 
Dr. Pablo Martínez Labat Facultad de Estudios Superiores, Cuautitlán. 
Universidad Nacional Autónoma de México. 
QFB. Ana Rosa Méndez Cruz Laboratorio de Inmunoparasitología, 
Coordinación de Investigaciones 
Inmunológicas. Instituto de Diagnóstico y 
Referencia Epidemiológicos, Secretaría de 
Salud. 
MVZ. Salvador Neri Orantes Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y 
Calidad Agroalimentaria. SENASICA, 
SAGARPA. 
M. en C. Melina Maribel Ojeda Chi Laboratorio de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Campus de 
Ciencias Biológicas y Agropecuarias. 
Universidad Autónoma de Yucatán. 
Dra. Nadia Florencia Ojeda Robertos División Académica de Ciencias. Universidad 
Juarez Autónoma de Tabasco. 
Biol. Jorge Osorio Miranda Centro Nacional de Servicios de Constatación 
en Salud Animal. SENASICA, SAGARPA. 
Dr. Adalberto A. Pérez de León Knipling-Bushland U.S. Livestock Insects 
Research Laboratory. ARS, USDA. Kerrville, 
Texas, USA. 
Dra. María Teresa Quintero Martínez Laboratorio de Entomología del Departamento 
de Parasitología. Facultad de Medicina 
Veterinaria y Zootecnia de la Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Biól. Gabriel Ramírez Vargas Centro Nacional de Investigaciones 
Disciplinarias en Parasitología Veterinaria. 
Instituto Nacional de Investigaciones 
Forestales, Agrícolas y Pecuarias. 
 
 
 
~ VI ~ 
 
MVZ. Alberto Ramírez Guadarrama Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia de la 
Universidad Nacional Autónoma de México. 
Dr. Roger Iván Rodríguez Vivas Laboratorio de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Campus de 
Ciencias Biológicas y Agropecuarias. 
Universidad Autónoma de Yucatán 
M. en C. Carmen Rojas Martínez Centro Nacional de Investigaciones 
Disciplinarias en Parasitología Veterinaria. 
Instituto Nacional de Investigaciones 
Forestales, Agrícolas y Pecuarias. 
Dra. Evangelina Romero Callejas Departamento de Parasitología. Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia. Universidad 
Nacional Autónoma de México. 
Dr. José Alberto Rosado Aguilar Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. 
Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de 
Yucatán. 
M. en C. Noé Soberanes Céspedes Lapisa Salud Animal. 
Dr. Juan Felipe de Jesús Torres 
Acosta 
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. 
Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de 
Yucatán. 
Dr. Juan José Vargas Magaña Escuela Superior de Ciencias Agropecuarias. 
Universidad Autónoma de Campeche. 
Dr. Carlos A. Vega y Murguía Centro Nacional de Investigación Disciplinaria 
en Parasitología Veterinaria. Instituto Nacional 
de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias. 
Dr. Santiago Vergara Pineda Facultad de Ciencias Naturales de la 
Universidad Autónoma de Querétaro. 
Dr. Juan José Zárate Ramos Departamento de Parasitología Facultad de 
Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad 
Autónoma de Nuevo León. 
 
 
 
 
~ VII ~ 
 
 
 
 
 
 
 
 
El Comité de Parasitología y Parasiticidas (CPP) del Consejo Técnico Consultivo 
Nacional de Sanidad Animal (CONASA) y la Asociación Mexicana de Parasitólogos 
Veterinarios A.C. (AMPAVE), han tenido a bien publicar el libro "Técnicas para el 
diagnóstico de parásitos con importancia en la salud pública y veterinaria". Este libro 
incluye los procedimientos y la metodología empleados para la identificación de 
parásitos: protozoarios, helmintos y artrópodos de importancia en la salud animal y 
pública. Durante los dos últimos años el CPP del CONASA acordó los temas a incluir e 
invitó a parasitólogos de todo el país, miembros de la AMPAVE a colaborar. A todos 
ellos una felicitación por su esfuerzo que ha concluido con la publicación de este libro 
que estamos seguros será de gran beneficio para la parasitología veterinaria y la salud 
pública del país. 
 
Dra. Consuelo Almazán García, presidenta de la AMPAVE 2010-2014 
 
Dr. Juan Joel Mosqueda, presidente actual de la AMPAVE 
 
PREFACIO 
 
 
 
~ VIII ~ 
 
 
 
 
 
 
La Parasitología es una rama de la Biología que trata el estudio integral del fenómeno 
del parasitismo, las relaciones existentes entre el parásito y el hospedero, así como los 
factores ambientales que influyen sobre esta comunidad. 
El reconocimiento de los parásitos y las enfermedades parasitarias depende en gran 
parte de los procedimientos diagnósticos de laboratorio y de campo que sirven para 
establecer, confirmar o descartar los diagnósticos presuntivos realizados durante el 
examen clínico. El diagnóstico de las enfermedades parasitarias depende 
principalmente del examen de las heces, orina, sangre, esputo y tejidos. Este 
diagnóstico de laboratorio será un elemento para que los profesionistas de la 
Parasitología, junto con los antecedentes y el estudio clínico-epidemiológico del caso, 
establezcan el diagnóstico definitivo que orientará al establecimiento de los programas 
de prevención y control del parasitismo. 
Existen en la literatura Mexicana y a nivel mundial, muchos textos sobre técnicas 
Parasitológicas para el diagnóstico de enfermedades en los animales y en el ser 
humano; sin embargo, muchos de ellos carecen de información actualizada, diagramas, 
ilustraciones, taxonomía, nomenclatura, etc. Por estas razones, en el seno de la 
Comisión de Parasitología y Parasiticidas del Consejo Técnico Consultivo Nacional de 
Sanidad Animal (CONASA), así como de la Asociación Mexicana de Parasitólogos 
Veterinarios, A.C., se gestó la idea de elaborar el presente libro denominado " 
TÉCNICAS PARA EL DIAGNÓSTICO DE PARÁSITOS CON IMPORTANCIA EN 
SALUD PÚBLICA Y VETERINARIA". Este libro tiene como propósito proveer al lector 
una guía estandarizada sobre las técnicas de laboratorio y de campo para el 
diagnóstico de los parásitos internos y externos que afectan a los animales domésticos 
y silvestres. 
En esta edición se cuenta con la aportación de 39 expertos mexicanos de 12 
reconocidas Instituciones. Los autores colaboradores de este libro cuentan con una 
amplia experiencia en el campo de la Parasitología Veterinaria y tienen un destacado 
reconocimiento a nivel nacional e internacional por sus investigaciones y en la 
formación de recursos humanos de alto nivel. Muchas de las técnicas diagnósticas 
presentadas en este libro están basadas en los protocolos establecidos de las 
campañas de control de enfermedades parasitarias en México. 
Mérida, Yucatán, México a Julio de 2014 
Atentamente 
Dr. Roger Iván Rodríguez Vivas 
Coordinador de la edición 
Nombre del trabajo 
Fecha del boletín Volumen 1, nº 1 
ÑLKÑL 
PRÓLOGO PRÓLOGO PRÓLOGO PRÓLOGO 
 
 
 
~ IX ~ 
 
 
 
 
 
 
Un profundo agradecimiento a los autores de los capítulos de este libro, quienes 
vertieron su gran experiencia en cada una de las técnicas diagnósticas presentadas. 
Quisera también agradecer a las Instituciones, revistas científicas y personas que 
proporcionaron esquemas, imágenes y cuadros. 
 
Extiendo mi agradecimiento a los integrantes de la Comisión de Parasitología y 
Parasiticidas del Consejo Técnico Consultivo Nacional de Sanidad Animal (CONASA), 
así como a la Asociación Mexicana de Parasitólogos Veterinarios, A.C., por ser el grupo 
que gestó la idea de este libro y por darme la oportunidad y confianza para ser el 
coordinador general de esta edición. 
 
De igual modo a los colegas, Dr. Rodrigo Rosario Cruz, Dr. Rubén Hernández Ortiz, Dr. 
Alberto Rosado Aguilar, M. en C. MelinaOjeda Chi y M. en C. Luis Carlos Pérez 
Cogollo, quienes me apoyaron en la revisión exhaustiva de los capítulos y en la edición 
final del libro. Al M. en C. Franklin Quiñones Avila por el diseño de los animales en la 
portada. 
 
Quisiera manifestar mi profundo agradecimiento a mi esposa Rossana y a mis hijos 
Lizette e Iván, por el amor y cariño que les tengo, así como por tener la suficiente 
paciencia y comprensión a mi persona y a mi profesión, especialmente cuando me ven 
trabajando en la casa, rebándoles tiempo a la convivencia familiar. Por último, al 
Campus de Ciencias Biológica y Agropecuarias de la Universidad Autónoma de 
Yucatán por darme la oportunidad de trabajar en esta prestigiada Institución y 
proporcionarme las facilidades para la edición de este libro. 
 
 
 
 
 
Nombre del trabajo 
Fecha del boletín Volumen 1, nº 1 
ÑLKÑL 
TESTIMONIO DE GRATITUD 
 
 
 
~ X ~ 
 
 
 
 
 
 
 
 
CAPÍTULO 1. MICROSCOPÍA 1 
1.1. Introducción 3 
1.2. Breve reseña histórica 3 
1.3. Consideraciones especiales 5 
 1.3.1. Enfoque interpupilar 5 
 1.3.2. Enfoque ocular 6 
1.4. Partes del microscopio compuesto moderno 6 
 1.4.1. Sistema mecánico del microscopio 6 
 1.4.2. Sistema óptico del microscopio 9 
 1.4.3. Óptica finita y óptica infinita 11 
 1.4.3.1. Estructura de los objetivos 12 
 1.4.3.2. Nomenclatura de los objetivos 12 
 1.4.4. El ocular 14 
 1.4.5. Sistema de iluminación 18 
 1.4.5.1. Fuentes de luz 19 
 1.4.6. Condensador 20 
 1.4.7. Diafragma o iris 22 
1.5. Normas básicas para el cuidado del microscopio 22 
 1.5.1. Frecuencias en el cuidado del microscopio 24 
 1.5.1.1. Cuidados de frecuencia diaria 24 
 1.5.1.2. Cuidados de frecuencia mensual 24 
 1.5.1.3. Cuidados de frecuencia semestral 24 
 1.5.2. Procedimientos de limpieza. 25 
1.6. Identificación y solución de los problemas más comunes 25 
 1.6.1. Sistema de iluminación 26 
 1.6.2. Sistema mecánico 27 
 1.6.3. Sistema óptico 28 
 1.6.4. Sistema operativo 30 
1.7. Técnicas de microscopia. 31 
 1.7.1. Iluminación de Köhler 31 
 1.7.2. Iluminación de campo oscuro 33 
 1.7.3. Iluminación parcial de Rheinberg 34 
 1.7.4. Observación con luz polarizada 35 
 1.7.5. Observación con fluorescencia 36 
 1.7.6. Observación mediante contraste de fases 37 
 1.7.7. Fotomicrografía 38 
 1.7.8. Micrometría 38 
 
Nombre del trabajo 
Fecha del boletín Volumen 1, nº 1 
ÑLKÑL 
CONTENIDO 
Página 
 
 
 
~ XI ~ 
 
CAPÍTULO 2. MUESTRAS BIOLÓGICAS Y MUESTREOS 44 
2.1. Introducción 45 
2.2. Técnica de colección de pasto 46 
2.3. Colecta de muestras de heces compuestas en rumiantes y equinos 48 
2.4. Colecta de muestras para Tritrichomonas foetus y Trichomonas 
gallinae 
50 
2.5. Colecta de ectoparásitos: ácaros, garrapatas, moscas, piojos y 
pulgas 
57 
 
CAPÍTULO 3. EXAMEN COPROPARASITOSCÓPICO 78 
3.1. Introducción 79 
3.2. Examen macroscópico 80 
3.3. Examen microscópico 81 
 3.3.1. Técnica directa 81 
 3.3.2. Técnica de flotación 83 
 3.3.3. Técnica de Faust 90 
 3.3.4. Técnica de sedimentación (sedimentación múltiple, cualitativa) 95 
 3.3.5. Técnica de Graham 99 
 3.3.6. Técnica de McMaster 101 
 3.3.7. Técnica coproparasitoscópica en cama de pollo 106 
 3.3.8. Técnica de Kinyoun 109 
 3.3.9. Técnica de migración larvaria o Baermann 112 
 3.3.10. Técnica de cultivo larvario 115 
3.4. Técnicas para el diagnóstico de larvas infectantes de nematodos 
gastrointestinales 
117 
 3.4.1. Técnica para la limpieza de larvas infectantes de nematodos 
gastrointestinales por gradientes de densidad con sacarosa 
117 
 3.4.2. Identificación de larvas infectantes de estrongilidos de rumiantes 118 
 3.4.3. Características morfológicas de las larvas infectantes de 
rumiantes 
120 
 
CAPÍTULO 4. EXAMEN DE LABORATORIO PARA PARÁSITOS 
 DE LA SANGRE 
129 
4.1. Introducción 130 
4.2. Diagnóstico de hemoparásitos: microfilarias y amastigotes del 
género Leishmania 
130 
4.3. Diagnóstico de microfilarias 131 
 4.3.1. Examen en fresco 131 
 4.3.2. Capa leucoplaquetaria o capa flogística (“Buffy coat”) 132 
 4.3.3. Técnica modificada de Knott (método de sedimentación) 132 
 4.3.4. Técnica de filtración sanguínea 134 
 4.3.5. Identificación e interpretación de microfilarias 135 
4.4. Diagnóstico del género Leishmania 135 
 4.4.1. Diagnóstico de amastigotes de Leishmania spp. 135 
 4.4.1.1. Improntas de tejido 136 
 
 
 
~ XII ~ 
 
 4.4.1.2. Punción de ganglios y médula 136 
 4.4.1.3. Biopsias de piel 137 
 4.4.1.4. Frotis de material subyacente de úlceras 137 
 4.4.1.5. Frotis de líquido abdominal 138 
 4.4.1.6. Identificación e interpretación de amastigotes de 
Leishmania spp. 
138 
4.5. Diagnóstico de hemoparásitos: protozoarios y rickettsias 139 
4.6. Interpretación del examen microscópico de frotis sanguíneo 140 
 
CAPÍTULO 5. RECUPERACIÓN DE HELMINTOS A LA 
 NECROPSIA 
158 
5.1. Introducción 160 
5.2. Técnica para la recuperación de helmintos a la necropsia 161 
 5.2.1. Técnica para recuperar helmintos adultos (nematodos 
gastrointestinales, nematodos pulmonares y trematodos) a la 
necropsia 
161 
 5.2.2. Obtención de nematodos del tracto gastrointestinal 162 
 5.2.3. Obtención de nematodos adultos del sistema respiratorio 163 
 5.2.4. Obtención de trematodos del hígado 165 
 5.2.5. Recuperación de nematodos inmaduros del tracto digestivo 166 
5.3. Técnica para contar nematodos del tracto digestivo, del sistema 
pulmonar y complejo hepático 
167 
 5.3.1. Técnica para contar nematodos del lumen del tracto 
gastrointestinal 
168 
 5.3.2. Conteo de larvas de nematodos tisulares en el tracto 
gastrointestinal 
169 
 5.3.3 Conteo de nematodos del sistema pulmonar y el complejo 
hepático 
170 
5.4. Identificación de nematodos adultos de los rumiantes 170 
 5.4.1. Aspectos generales en la identificación 171 
 5.4.2. Preparación de especímenes 174 
 5.4.3. Claves para determinar el género de los principales nematodos 
gastrointestinales 
175 
 5.4.4. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Trichostrongylidae 
175 
 5.4.5. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Strongylididae 
184 
 5.4.6. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Trichuridae 
185 
 5.4.7. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Chabertiidae 
186 
 5.4.8. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Oxyuridae 
190 
 5.4.9. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Ascarididae 
190 
 
 
 
~ XIII ~ 
 
 5.4.10. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
 Ancylostomatidae 
191 
 5.4.11. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
Dictyocaulidae 
193 
 5.4.12. Claves para identificar géneros importantes de la familia 
 Protostrongylidae 
194 
5.5. Técnica para medir la longitud y contabilizar el número de huevos 
in utero de hembras de nematodos gastrointestinales 
197 
 
CAPÍTULO 6. TÉCNICAS PARA LA FIJACIÓN, PREPARACIÓN Y 
 PRESERVACIÓN DE PARÁSITOS 
200 
6.1. Introducción 201 
6.2. Recolección de parásitos al examen post mortem 201 
6.3. Fijación y conservación de parásitos 202 
 6.3.1. Fijación de trematodos y cestodos para montaje 202 
 6.3.2. Conservación de parásitos 204 
 6.3.3. Aclarantes 205 
 6.3.4. Montaje de parásitos 206 
 6.3.5. Tinciones de parásitos 208 
 
CAPÍTULO 7. PIOJOS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 213 
7.1. Introducción 214 
7.2. Clasificación taxonómica de piojos 214 
7.3. Morfología y ciclo biológico de piojos 214 
7.4. Claves para subórdenes de piojos 217 
7.5. Morfología de las diferentes familias de cada suborden 217 
7.6. Esquemas de piojos de importancia médica veterinaria 218 
7.7. Imágenes fotográficas de algunos piojos 226 
7.8. Clave para la determinación de piojos de interés médico y 
veterinario 
231 
7.9. Recomendaciones finales 234 
 
CAPÍTULO 8. PULGAS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 237 
8.1. Introducción 238 
8.2. Clasificacióntaxonómica de las pulgas 238 
8.3. Morfología general de las pulgas 239 
8.4. Descripción de las principales pulgas que afectan a los animales 
domésticos 
241 
 8.4.1. Familia Pulicidae 242 
 8.4.1.1. Género Ctenocephalides 243 
 8.4.1.2. Género Spilopsyllus 245 
 8.4.1.3. Género Echidnophaga 246 
 8.4.1.4. Género Pulex 247 
 8.4.1.5. Género Xenopsylla 248 
 8.4.1.6. Género Tunga 250 
 
 
 
~ XIV ~ 
 
 8.4.2. Familia Ceratophyllidae 251 
 8.4.2.1. Género Ceratophyllus 251 
 8.4.2.2. Género Nosopsyllus 252 
 
CAPÍTULO 9. GARRAPATAS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 258 
9.1. Introducción 259 
9.2. Metodología para la identificación de garrapatas 260 
9.3. Definiciones taxonómicas 261 
9.4. Clave para la identificación de la familia Ixodidae 265 
 9.4.1. Taxonomía del género Boophilus spp. 273 
 9.4.2. Taxonomía del género Amblyomma spp. 279 
 9.4.3. Taxonomía del género Dermacentor spp. 287 
 9.4.4. Taxonomía del género Anocentor nitens 292 
 9.4.5. Taxonomía del género Haemaphysalis leporispalustris 295 
 9.4.6. Taxonomía del género Ixodes scapularis 296 
 9.4.7. Taxonomía del género Rhipicephalus sanguineus 298 
9.5. Clave para la identificación de la familia Argasidae 300 
 9.5.1. Taxonomía del género Argas 301 
 9.5.2. Taxonomía del género Ornithodoros 302 
 9.5.3. Taxonomía del género Otobius 303 
 
CAPÍTULO 10. ÁCAROS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 306 
10.1. Introducción 307 
10.2. Clasificación taxonómica de los ácaros 307 
10.3. Morfología general de los ácaros 309 
 10.3.1. Orden Mesostigmata 309 
 10.3.2. Orden Trombidiformes 309 
 10.3.3. Orden Sarcoptiformes 310 
10.4. Descripción de los principales ácaros que afectan a los animales 311 
 10.4.1. Orden Mesostigmata 311 
 10.4.1.1. Familia Macronyssidae 311 
 10.4.1.2. Familia Dermanyssidae 312 
 10.4.2.3. Familia Halarachnidae 313 
 10.4.2. Orden Trombidiformes 313 
 10.4.2.1. Familia Demodicidae 313 
 10.3.2.2. Familia Cheyletidae 316 
 10.4.2.3. Familia Trombiculidae 317 
 10.4.3. Orden Sarcoptiformes 318 
 10.4.3.1. Familia Sarcoptidae 318 
 10.4.3.2. Familia Psoroptidae 322 
 10.4.3.3. Familia Epidermoptidae 326 
 
CAPÍTULO 11. MOSCAS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 333 
11.1. Introducción 334 
11.2. Clasificación taxonómica de las moscas 334 
 
 
 
~ XV ~ 
 
11.3. Morfología general de las moscas 334 
11.4. Descripción de las principales moscas que afectan a los animales 335 
 11.4.1. Moscas del suborden Nematocera 335 
 11.4.1.1. Familia Psychodidae 335 
 11.4.1.2. Familia Ceratopogonidae 336 
 11.4.1.3. Familia Culicidae 337 
 11.4.1.4. Familia Simuliidae 339 
 11.4.2. Moscas del suborden Brachicera 340 
 11.4.2.1. Familia Tabanidae 340 
 11.4.2.2. Familia Calliphoridae 342 
 11.4.2.3. Familia Hippoboscidae 344 
 11.4.2.4. Familia Muscidae 345 
 11.4.2.5. Familia Oestridae 347 
 11.4.2.6. Familia Sarcophagidae 350 
 
CAPÍTULO 12. DIAGNÓSTICO DE RESISTENCIA A LOS 
 ANTIPARASITARIOS EN RUMIANTES 
355 
12.1. Introducción 356 
12.2. Pruebas para determinar la resistencia antihelmíntica 358 
 12.2.1. Diagnóstico de campo para determinar la resistencia de los 
nematodos gastrointestinales a los antihelmínticos (prueba 
de reducción en el conteo de huevos en heces) 
358 
 12.2.2. Pruebas in vitro para el diagnóstico de la resistencia hacia los 
antihelmínticos 
364 
 12.2.2.1. Prueba de inhibición de la eclosión de huevos 364 
 12.2.2.2. Prueba de inhibición de la migración larval 371 
12.3. Diagnóstico de laboratorio para determinar la resistencia de las 
garrapatas a los ixodicidas 
379 
 12.3.1. Prueba de paquete de larvas 380 
 12.3.2. Prueba de inmersión de larvas 384 
 12.3.3. Prueba de inmersión de larvas modificada (ivermectina) 387 
 12.3.4. Prueba de inmersión de adultas 390 
12.4. Diagnóstico de resistencia a los insecticidas en las moscas 
Haematobia irritans 
392 
 
 
CAPÍTULO 13. CULTIVO Y MANTENIMIENTO DE PARÁSITOS 
 VIVOS 
404 
13.1. Introducción 405 
13.2. Protozoarios 405 
 13.2.1. Cultivo de Eimeria ninakohlyakimovae en células epiteliales 
intestinales caprinas 
405 
 13.2.2. Cultivo de Babesia spp 410 
 13.2.3. Cultivo del Trypanosoma theileri 416 
 13.2.4. Cultivo y mantenimiento de Tritrichomonas foetus 421 
 
 
 
~ XVI ~ 
 
13.3. Helmintos 428 
 13.3.1. Cultivos de nematodos gastrointestinales v.gr. Haemonchus 428 
 13.3.2. Coprocultivos del nematodo pulmonar Dictyocaulus viviparus 438 
13.4. Artrópodos 440 
 13.4.1. Colonias de garrapatas 440 
 13.4.2. Colonias de dípteros (moscas) 446 
 
 
CAPÍTULO 14. TRIQUINOSCOPÍA Y DIGESTIÓN ARTIFICIAL 
 EN TEJIDO PARA EL DIAGNÓSTICO DE TRICHINELLA 
461 
14.1. Introducción 462 
14.2. Triquinoscopía 462 
 14.2.1. Fundamento de la triquinoscopía 463 
 14.2.2. Materiales y equipo 463 
 14.2.3. Procedimiento 464 
 14.2.4. Interpretación de los resultados 465 
 14.2.5. Consideraciones 465 
14.3. Digestión artificial 466 
 14.3.1. Fundamento de la digestión artificial 466 
 14.3.2. Materiales y equipo 467 
 14.3.3. Procedimiento 468 
 14.3.4. Interpretación de los resultados 470 
 14.3.5. Consideraciones 470 
 
APÉNDICE - PREPARACIÓN DE SOLUCIONES PARA 
 ESTUDIOS PARASITOLÓGICOS 
473 
15.1. Introducción 475 
15.2. Conservadores y fijadores 475 
 15.2.1. Alcohol etílico al 70% 475 
 15.2.2. Alcohol etílico glicerinado 476 
 15.2.3. Dicromato de potasio al 2% 476 
 15.2.4. Alcohol metílico absoluto 476 
 15.2.5. Bouin 476 
 15.2.6. Bouin alcohólico 477 
 15.2.7. Formol o formalina 477 
 15.2.8. Formol-aceto-alcohol (F.A.A.) 477 
 15.2.9. Formol amortiguado al 10% 477 
 15.2.10. Formol neutro al 4% 478 
 15.2.11. Schaudinn 478 
 15.2.12. Solución de mentol 479 
15.3. Aclarantes 479 
 15.3.1. Cloral lactofenol de Amann 479 
 15.3.2. Lactofenol 479 
 15.3.3. Xilol fenicado 480 
 15.3.4. Xilol fenicado creosotado 480 
 
 
 
~ XVII ~ 
 
15.4. Colorantes 480 
 15.4.1. Azul de lactofenol 480 
 15.4.2. Azul de metileno 481 
 15.4.3. Carmín acético 481 
 15.4.4. Carmín acético según Rausch 481 
 15.4.5. Carmín–bórax 482 
 15.4.6. Carmín de Semichon 482 
 15.4.7. Carmín propiónico 483 
 15.4.8. Fucsina ácida de Gag 483 
 15.4.9. Fucsina básica 483 
 15.4.10. Giemsa 484 
 15.4.11. Hematoxilina de Delafield 484 
 15.4.12. Hemalumbre de Mayer 485 
 15.4.13. Horen 485 
 15.4.14. Paracarmín de Mayer 486 
 15.4.15. Rojo neutro 486 
 15.4.16. Tricrómica de Gomori 486 
 15.4.17. Verde brillante 487 
 15.4.18. Wright 487 
 15.4.19. Ziehl-Neelsen modificada 487 
15.5. Medios de montaje 488 
 15.5.1. Bálsamo de Canadá 488 
 15.5.2. Gelatina glicerinada 488 
 15.5.3. Líquido de Hoyer 489 
15.6. Otras soluciones 489 
 15.6.1. Alcohol etílico ácido 489 
 15.6.2. Alcohol etílico alcalino 489 
 15.6.3. Dilución de bilis con solución salina fisiológica 489 
 15.6.4. Jugo gástrico artificial 490 
 15.6.5. Solución de ácido sulfúrico al 0.1 normal 490 
 15.6.6. Solución de ácido sulfúrico al 10% 490 
 15.6.7. Solución de flotación con sacarosa 491 
 15.6.8. Solución de flotación con cloruro de sodio saturado 491 
 15.6.9. Solución de flotación con nitrato de sodio 491 
 15.6.10. Solución de flotación con sulfato de magnesio 491 
 15.6.11. Solución de flotación con sulfato de zinc 492 
 15.6.12. Solución de hidróxido de potasio al 10% 492 
 15.6.13. Solución de hidróxido de sodio al 5% 492 
 15.6.14. Solución de lugol (solución madre) 493 
 15.6.15. Solución salina fisiológica al 0.85% 493 
 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 237 ~ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CONTENIDO 
8.1. Introducción 
8.2. Clasificación taxonómica de las pulgas 
8.3. Morfología general de las pulgas 
8.4. Descripción de las principales pulgas que afectan a los animales domésticos 
8.4.1. Familia Pulicidae 
8.4.1.1. Género Ctenocephalides 
8.4.1.2. Género Spilopsyllus 
8.4.1.3. Género Echidnophaga 
 8.4.1.4. Género Pulex 
8.4.1.5. Género Xenopsylla 
8.4.1.6. GéneroTunga 
8.4.2. Familia Ceratophyllidae 
8.4.2.1. Género Ceratophyllus 
8.4.2.2. Género Nosopsyllus 
 
 
Dr. Roger Iván Rodríguez Vivas1 
M. en C. Melina Maribel Ojeda Chi1 
Dr. Manuel Emilio Bolio González1 
Dr. Adalberto A. Pérez de León2 
1Laboratorio de Parasitología. Campus de Ciencias Biológicas y 
Agropecuarias. Universidad Autónoma de Yucatán. 2Knipling-Bushland U.S. 
Livestock Insects Research Laboratory, ARS-USDA* 2700 Fredericksburg 
Road, Kerrville, TX 78028, EE.UU.A. 
 
*El Departamento de Agricultura de los EE.UU.A. ofrece igualdad de oportunidades en el 
empleo. 
PULGAS DE IMPORTANCIA VETERINARIA 
 
Capítulo 8 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 238 ~ 
 
8.1. INTRODUCCIÓN 
 
Sifonáptera es un término taxonómico en griego que quiere decir tubo sin alas, el cual 
se usa para designar al grupo de insectos que incluye a las pulgas. Como insectos 
holometábolos, la metamorfosis completa de las pulgas comprende las fases de huevo, 
larva, pupa, y adulto. Además de carecer de alas, las pulgas adultas tienen un cuerpo 
aplanado lateralmente y son parásitos obligatorios alimentándose de sangre de 
mamíferos (~94% de las especies) o aves (~6%). A nivel mundial existen alrededor de 
2,500 especies y subespecies de sifonápteros (Taylor et al., 2007; Whiting et al., 2008). 
En México se conocen cerca de 141 especies de pulgas (Gutiérrez-Velázquez, 2006). 
 
A nivel mundial, las pulgas son los ectoparásitos de mayor prevalencia en los animales 
de compañía (Krämer y Mencke, 2001). Las pulgas amenazan la salud de humanos y 
animales debido a las reacciones ocasionadas por su mordedura y por los agentes que 
transmiten, tales como Dipylidium caninum (dipilidiasis), Rickettsia typhi (tifus murino) y 
Yersinia pestis (peste) (Mullen y Durden, 2009). En Medicina Veterinaria las pulgas son 
la principal causa de una dermatitis conocida como dermatitis alérgica a la picadura de 
pulga. En áreas endémicas, se cree que las pulgas causan más del 50% de las 
dermatitis observadas en estos animales (Rodríguez-Vivas et al., 2012). Aunque 
algunas características morfológicas externas de las larvas pueden ser relevantes 
taxonómicamente, la clasificación de las pulgas está prácticamente fundamentada en la 
morfología de los adultos (Pilgrim, 1991). Para la correcta identificación de las pulgas es 
necesario la obtención de los insectos adultos y la observación de las características 
morfológicas usando guías taxonómicas las cuales en general se basan en la forma y 
estructura compleja de los órganos genitales externos, o la presencia y distribución de 
cerdas y espinas (Whiting, 2002). El presente capítulo tiene como objetivo describir las 
características morfológicas de las pulgas de mayor importancia veterinaria y usarla 
como herramienta de diagnóstico en el campo de la Parasitología Veterinaria. 
 
 
 
8.2. CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA DE LAS PULGAS 
 
En general se considera que existen 15 o 16 familias de pulgas distribuidas en 239 
géneros (Taylor et al., 2007; Whiting et al., 2008). La mayoría de las especies de 
importancia Médica y Veterinaria pertenecen a las familias Pulicidae y Ceratophyllidae 
(Cuadro 8.1). 
 
 
 
 
 
 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 239 ~ 
 
 
 
 
Cuadro 8.1. Principales grupos taxonómicos de pulgas de importancia Médica y 
Veterinaria. 
 
 
 Superfamilia* Familia Género Hospedero 
Pulicoidea Pulicidae Ctenocephalides Perros, gatos, primates, 
desdentados, roedores 
lagomorfos, marsupiales, 
y ungulados. 
 Spilopsyllus Conejos, perros y gatos. 
 Echidnophaga Aves, gatos, perros y 
humanos. 
 
Pulex Cerdos, gatos, perros, 
otros animales domésti-
cos y humanos. 
Xenopsylla Ratones, perros, gatos y 
humanos. 
 
Tunga Humano, cerdo, bovinos 
y mandriles. 
Ceratophylloidea Ceratophyllidae Ceratophyllus Aves y roedores. 
 Nosopsyllus Ratones, tuzas y 
humanos. 
 
*Lewis, 1993. 
 
 
8.3. MORFOLOGÍA GENERAL DE LAS PULGAS 
 
Las pulgas adultas son relativamente pequeñas (1-6 mm), ápteras y con cuerpo 
comprimido lateralmente y altamente quitinizado, su color puede variar de tonos de café 
hasta el negro, y el cuerpo está armado con espinas (Rodríguez-Vivas y Cob-Galera, 
2005). 
 
Como todos los insectos su cuerpo se divide en: cabeza, tórax y abdomen. La cabeza 
es estrecha y redondeada. La forma de la cabeza varía entre especies, por lo que se 
emplea para su identificación. La porción ventral de la parte anterior de la cabeza se 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 240 ~ 
 
denomina gena; está se extiende hacia atrás formando un lóbulo genal, que 
desemboca en la fosa antenal (Figura 8.1) (Wall y Shearer, 2001; Zajac y Conboy, 
2012). 
 
Muchas especies tienen uno o más peines o ctenidia, cada uno apareciendo como una 
fila de espinas esclerotizadas agrandadas. Un peine en el margen ventral de la cabeza 
se llama ctenidia genal mientras que uno en el margen posterior del protórax se conoce 
como ctenidia pronotal. Ctenidias adicionales cefálicas y abdominales pueden 
observarse en algunas pulgas. La naturaleza de las ctenidia y la especialización de las 
cerdas asociadas a la ctenida con frecuencia reflejan el hábito del hospedero. Estas 
estructuras ayudan a que la pulga no se despegue y caiga del pelo o plumas del 
hospedero. Además, las ctenidas también protegen las articulaciones flexibles. La 
presencia de las ctenidias en la cabeza o en los primeros segmentos torácicos también 
son empleados para la identificación taxonómica (Mullen y Durden, 2009; Zajac y 
Conboy, 2012). 
 
Las pulgas adultas, especialmente las especies que parasitan animales diurnos, tienen 
ojos bien desarrollados, que en realidad son una conglomeración de ocelos. Las pulgas 
de especies que parasitan animales que habitan en nidos pueden carecer de ojos y si 
estos están presentes tienden a ser simples y localizados frente a las antenas. Las 
antenas son tri-segmentadas y se encuentran en el interior de ranuras protectivas 
llamadas fosas antenales situadas a cada lado de la cabeza, lo que evita su daño 
mientras la pulga se mueve entre el pelaje del animal (Wall y Shearer, 2001; Mullen y 
Durden, 2009). 
 
Otra estructura importante de las pulgas adultas es el sensilio (o pigidio). Este órgano 
sensorial detecta movimiento de aire, vibraciones, variaciones de temperatura y en 
algunas especies asiste en la cópula. Este órgano tiene un papel importante en la 
detección del hospedero y en la respuesta de escape. En ambos sexos de pulgas el 
sensilio se encuentra en la superficie dorsal de la porción terminal del abdomen (tergo 
abdominal 9 ó 10) (Figura 8.1) (Wall y Shearer, 2001; Mullen y Durden, 2009). 
 
Las partes bucales de las pulgas adultas están bien adaptadas para penetrar la piel y 
chupar sangre. Ventralmente la pulga posee un par de gruesos lóbulos maxilares y 
unos largos palpos maxilares; debajo de estas estructuras están las estructuras bucales 
denominadas estiletes o fascículos. Los tres estiletes constituyen dos lacinias maxilares 
laterales, en forma de hoja o navaja y la epifaringe central. La lacinia penetra la piel del 
hospedero y la punta de la epifaringe entra al capilar del hospedero. Un canal de 
alimentación salivar se forma entre las superficies de las dos lacinias (Figura 8.2). Un 
canal alimentario se forma de la confluencia entre las lacinias y la epifaringe. Los palpos 
labiales sensoriales, situados a cada lado de las lacinias, ayudan a localizar el lugar 
adecuado para la alimentación (Wall y Shearer, 2001; Mullen y Durden, 2009). 
 
Las pulgas tienen tres segmentos torácicos esclerotizados (pronoto, mesonoto y 
metanoto) y en cada uno existe un par de patas (Lewis, 1999; Zajac y Conboy, 2012). 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 241 ~ 
 
El abdomen de las pulgas estádividido en 10 segmentos, pero los tres últimos están 
modificados en la porción terminal del abdomen. Cada uno de los ocho segmentos 
visible tiene un par de espiráculos. La forma del abdomen sirve también para distinguir 
los machos de las hembras. En las hembras, la superficie ventral y dorsal son 
redondeadas, mientras que en el macho la superficie dorsal es relativamente aplanada 
y la superficie ventral es curva (Wall y Shearer, 2001). 
Los órganos reproductivos del macho son morfológicamente complejos. Las estructuras 
más conspicuas son los “claspers”, situados en el segmento 8 y 9 del abdomen; estos 
ayudan a asegurar a la hembra durante la cópula, de forma que haya conexión con el 
aedeagus (pene). De interés taxonómico en el aedeagus son las formas variadas de los 
lóbulos, la presencia y forma del crochet, y la forma y adornos del tubo esclerotizado 
interno. Las estructuras más importantes de la hembra son la vagina, el ducto 
espermático, y la espermateca (Mullen y Durden, 2009). 
Los huevos de pulgas son pequeños con una longitud de 0.1 a 0.5 mm, ovalados y de 
color blanco perla. Las larvas son blancas, alargadas, ápodas, con cabeza bien 
desarrollada y sin ojos, tienen numerosas setas en todo el cuerpo, pero especialmente 
en la región del abdomen (Pilgrim, 1991). La cápsula cefálica contiene mandíbulas para 
morder y un par de glándulas de seda mandibulares. La mayoría de las larvas son 
pequeñas y muy activas. Estas atraviesan por tres estadios larvarios hasta alcanzar un 
tamaño de aproximadamente 6 mm. En condiciones adecuadas, la fase larvaria dura de 
6 a 8 días. Aunque es difícil identificar a la especie de una larva de pulga, la mayoría se 
pueden clasificar a nivel de familia dependiendo del arreglo de las papilas de la cabeza, 
setas y órganos sensoriales (Blagburn, 2000; Mullen y Durden, 2009; Bitam et al., 
2010). 
 
Las pupas de pulgas tienen apéndices externamente visibles y envueltas en un capullo 
de seda secretada durante el último estadio larval. La seda ayuda con el camuflaje de la 
pupa por ser pegajosa y permitir la adhesión de material en el substrato. Muchas pulgas 
adultas poseen un tubérculo frontal en la cabeza que asiste en liberarlas del capullo al 
momento de emerger. En algunas especies, el tubérculo frontal se desprende luego de 
que la pupa emerge del capullo (Mullen y Durden, 2009). Si el adulto recién emergido 
no recibe un estímulo de emergencia puede permanecer en letargo dentro del capullo 
por varias semanas y hasta por un año, hasta que un hospedero se encuentre 
disponible. Esta fase permite a la pulga extender su período de vida lo que hace que 
sea un problema su control. Sin embargo, existen pupas de pulgas que no requieren de 
estímulo para emerger como adultas (Bitam et al., 2010). 
 
8.4. DESCRIPCIÓN DE LAS PRINCIPALES PULGAS QUE AFECTAN A 
LOS ANIMALES DOMÉSTICOS 
 
Las ~2,500 especies de pulgas descritas están agrupadas en 246 géneros y 15-16 
familias. Una gran proporción de las especies (94%) parasitan mamíferos. La mayoría 
de las pulgas de importancia en Medicina Veterinaria pertenecen a las familias 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 242 ~ 
 
Pulicidae o Ceratophyllidae. El resto del capítulo destaca aspectos veterinarios 
relevantes de estos insectos parasíticos hematófagos que en casos específicos también 
operan como vectores de agentes infecciosos patógenos. 
 
 
 
 
 
 
Figura 8.1. Partes anatómicas que conforman una pulga. 
 
 
8.4.1. Familia Pulicidae 
 
La familia Pulicidae consta de 27 géneros y 182 especies; se distribuye a nivel mundial 
y varias especies parasitan a un gran número de mamíferos. Los géneros más 
importantes son: Ctenocephalides, Spilopsyllus, Echidnophaga, Pulex, Xenopsylla y 
Tunga. A continuación se describirán las características morfológicas más importantes 
de estos géneros y especies. 
 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 243 ~ 
 
 
 
 
Figura 8.2. Vista lateral de la cabeza de Ctenocephalides felis felis. Partes bucales, 
ctenidios, antena y ojo. 
 
 
8.4.1.1. Género Ctenocephalides 
 
Dentro de la familia Pulicidae, el género Ctenocephalides incluye 13 especies y 
subespecies (Beaucournu y Launay, 1990; Menier, 1998), pero sólo dos, C. canis, la 
pulga del perro, y C. felis felis, la pulga del gato son cosmopolitas (Krämer y Mencke, 
2001). Aunque el género no es nativo de América, la expansión geográfica de las 
especies de Ctenocephalides en este continente se facilitó por el proceso de 
colonización Europea desde el siglo XV. Ctenocephalides felis felis es la más adaptable 
de las dos especied, ya que infesta a más especies animales y por lo tanto, se ha 
establecido en más áreas (Linardi y Santos, 2012). Especies del género 
Ctenocephalides infestan a gran variedad de especies: carnívoros, desdentados, 
lagomorfos, marsupiales, primates, roedores y ungulados, y también se puede 
encontrar en los nidos, madrigueras y lugares de descanso de sus hospederos, así 
como en interiores, donde su población puede alcanzar miles de pulgas. 
Ctenocephalides felis y C. canis se diferencian por lo general de acuerdo a la forma de 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 244 ~ 
 
la cabeza, la longitud de la primera espina de los peines genales, número de cerdas en 
la zona metanotal lateral y el número de cerdas, cortas y robustas en el intervalo entre 
las cerdas postmedias y apicales del margen dorsal de la tibia (Linardi y Guimaraes, 
2000). Ctenocephalides canis y C. felis felis son vectores del cestodo Dipylidium 
caninum en perros y gatos (Rodríguez-Vivas et al., 1996; Bolio-González et al., 2012). 
Ctenocephalides felis felis Bouché, 1835 
 
C. felis felis es parásito de amplio rango de mamíferos silvestres y domésticos. La 
cabeza cae en una pendiente; posee los ctenidios genal y pronotal (Figura 8.3). Esta 
especie se diferencia de Cediopsylla porque los dientes del ctenidio genal corren de 
forma paralela al eje largo de la cabeza. Además, el ctenidio genal está compuesto por 
7-8 espinas, mientras que el pronotal tiene 16 espinas. Otra característica de C. felis 
felis es que pone sus huevos sobre el hospedero. Las hembras miden 2.5 mm y los 
machos 1 mm. Tiene una o dos cercas en la zona metanotal lateral. Las tibias de todas 
las patas tienen de 5 a 6 muescas (Linardi y Santos, 2012; Marrugal et al., 2013). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8.3. Cabeza y pronoto de Ctenocephalides felis felis. La base de los dientes 
discurre paralelamente al eje longitudinal de la cabeza. 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 245 ~ 
 
 
Ctenocephalides canis Curtis, 1826 
 
La pulga del perro C. canis (Figura 8.4) comparte una morfología similar a C. felis felis. 
Ctenocephalides canis tiene una cabeza fuertemente convexa hacia adelante y también 
tiene los ctenidios genal y pronotal. Pero a diferencia de C. felis felis, la primera espina 
del ctenidio genal es más corta que las otras. Presenta tres espinas en la zona 
metanotal lateral de machos y hembras. La tibia posterior tiene ocho muescas a lo largo 
del margen dorsal y presenta dos espinas simples, cortas y fuertes que están situadas 
entre la espina postmedial y apical de la tibia posterior (Figura 8.5). Los machos tienen 
el “clasper” dilatado hacia su ápice. La espermateca se observa en el extremo posterior 
de las hembras (Linardi y Santos, 2012; Marrugal et al., 2013). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8.4. Ctenocephalides canis colectada de un perro con la ayuda de un peine. 
 
 
 
8.4.1.2. Género Spilopsyllus 
 
Este género afecta con mayor frecuencia a conejos de Europa y regiones del 
Mediterráneo y subregiones del Paleártico (Brinck-Lindroth y Smit, 2007). Rara vez 
afecta animales de laboratorio.Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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Spilopsyllus cuniculi Dale, 1878 
 
La pulga del conejo, S. cuniculi, normalmente afecta las orejas de los conejos, pero 
también puede afectar a los gatos y ocasionalmente a los perros. Es una de las 
especies más sedentarias y puede mantener sus partes bucales dentro del hospedero 
por largos periodos. Tiene el ctenidio genal (compuesto de cinco espinas) y pronotal 
(12-17 espinas). Las pulgas adultas son café obscuro y las hembras miden 1 mm de 
largo. Los ojos están presentes y la frente de la cabeza es redonda y tiene un tubérculo 
frontal (Figura 8.6). Tiene dos espinas gruesas bajo los ojos. Las lacinias están 
toscamente cerradas (Wall y Shearer, 2001). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8.5. Cabeza y pronoto de Ctenocephalides canis. El primer diente de la ctenidia 
genal es más corto que el segundo. 
 
 
8.4.1.3. Género Echidnophaga 
 
Echidnophaga sp se distribuye a nivel mundial en las regiones tropicales y 
subtropicales. Afecta a aves de corral, pero también puede afectar a perros, gatos, 
conejos, caballos y humanos en América subtropical. 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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Echidnophaga gallinacea Westwood, 1875 
 
Echidnophaga gallinacea es conocida como la pulga firme de las aves de corral. Las 
hembras miden 2 mm y los machos 1 mm. Esta especie tiene cabeza pequeña y 
angular, carece del ctenidio genal y pronotal, y los escleritos dorsales del tórax son muy 
estrechos (Figura 8.7). Los espiráculos están presentes en el segundo y tercer 
segmento abdominal. El aparato bucal se alarga delante de la coxa, proyectándose 
conspicuamente en la cabeza. Las lacinias maxilares son gruesas y cerradas. La coxa 
tiene tres espinas en forma de cerdas (Wall y Shearer, 2001; Boughton et al., 2006; 
Bitam et al., 2010; Bowman, 2011). 
 
 
Figura 8.6. Cabeza y pronoto de Spilopsyllus cuniculi. 
 
 
8.4.1.4. Género Pulex 
 
Estas pulgas parasitan cerdos, tejones, perros, gatos, ratas, cobayos, cabras y al 
humano. Cinco de las seis especies ocurren en zonas Neotropicales y el sureste del 
Neoártico. Pulex irritans es cosmopolita (Brinck-Lindroth y Smit, 2007). 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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Figura 8.7. Hembra de Echidnophaga gallinacea. Se puede apreciar el marcado ángulo 
de la frente. 
 
Pulex irritans Linnaeus, 1758 
 
El hospedador original fue el cobayo en Sudamérica y eventualmente parasitó a 
humanos localmente y globalmente a través de actividades intercontinentales (Buckland 
y Sadler, 1989; Panagiotakopulu, 2004). Esta pulga se alimenta de sangre de humanos 
y es capaz de transmitir patógenos de importancia médica. La cabeza está ligeramente 
redondeada. Los adultos no tienen ctenidos genal y pronotal. Tiene una cerda ocular 
debajo del ojo (Figura 8.8). Además carece de varilla mesotorácica (He et al., 1997; 
Wall y Shearer, 2001; Christodoulopoulos et al., 2006; García et al., 2007; Millan et al., 
2007; Mullen y Durden, 2009). 
 
 
8.4.1.5. Género Xenopsylla 
 
El género Xenopsylla se distribuye principalmente en la Región Afrotropical y con menor 
frecuencia en el Paleártico Sur, el Oriente y Australia. Este género está representado 
por 11 especies y de éstos sólo X. gratiosa se asocia con las aves, mientras que todas 
las demás especies están asociadas con hospederos mamíferos (X. cheopis) 
(Beaucournu y Launay, 1990). 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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Figura 8.8. Pulex irritans, la pulga humana, parasita a un amplio rango de hospederos. 
 
 
 
Xenopsylla cheopis Rothschild, 1903 
 
Xenopsylla cheopis es común en muchos ambientes tropicales y templados alrededor 
del mundo, a pesar de que probablemente evolucionó originalmente en África 
nororiental. Esta pulga es común en ratas domésticas, aunque, también se alimenta de 
humanos, perros, gatos, aves y otros hospederos. Es vector principal de la peste 
bubónica y del tifus murino en las zonas tropicales y subtropicales del mundo. Está 
especie no tiene ctenidios genales y pronotales (Figura 8.9). La cabeza está 
ligeramente redondeada y difiere de Pulex en que tiene una estructura en forma de 
bastón o varilla en el mesotórax. Estas pulgas tienen una coloración ambar; los ojos 
están presentes, una seta ocular pasa frente al ojo e inmediatamente después de los 
ojos se encuentran dos pequeñas antenas (Wall y Shearer, 2001; Bitam et al., 2006; 
Brouqui y Raoult, 2006; Bowman, 2011). 
 
 
 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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Figura 8.9. Xenopsylla cheopis, pulga de la rata. 
 
 
8.4.1.6. Género Tunga 
 
El género incluye ahora 13 especies divididas en los grupos caecata y penetrans de 
acuerdo a caracteres morfológicos y afinidad de hospedador (de Avelar et al., 2013). 
Las 7 especies en el grupo caecata parasitan a roedores en la región Neotropical, 
China y Japón (de Avelar, 2012). 
 
Las especies T. penetrans, T. trimamillata, y T. hexalobulata del grupo penetrans 
parasitan animales domésticos y humanos (Pampiglione et al., 2009; de Avelar et al., 
2013). Este ectoparásito hematófago representa la pulga más pequeña conocida (1 
mm) en su fase no parasítica encontrándose ampliamente distribuida en países de 
Sudamérica, el Caribe y zonas de África tropical, lugares en los que la enfermedad es 
endémica y estrechamente relacionada con la pobreza. La forma de presentación 
aislada generalmente corresponde a turistas que viajaron a zonas endémicas y 
posteriormente desarrollaron la enfermedad. Esta pulga penetra la piel del hospedero 
homeotermo (hombre, perros, cerdos, aves, etc.) para copular allí; la hembra fertilizada 
sigue alimentándose y aumenta su tamaño enormemente formándose así el neosoma 
para eventualmente ovipositar y expulsar los huevos al medio ambiente (Ugbomoiko et 
al., 2007; Heukelbach et al., 2007; Vergara et al., 2009). 
Tunga penetrans Linnaeus, 1758 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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En su forma adulta el macho mide de 0.6 a 1.2 mm y la hembra fecundada de 5 a 7 
mm. Comúnmente conocida como nigua, esta pulga está aplanada lateralmente, es de 
color pardo rojizo o rojizo amarillento, presenta una cabeza triangular oblicua hacia 
abajo y delante, pelos cortos en la frente y un par de pequeños ojos negros. El rostro 
posee dos mandíbulas rudimentarias, un par de palpos tetra-articulados, un labio 
superior, un par de mandíbulas largas, anchas y dentadas; con las piezas bucales 
preparadas para perforar la piel y succionar la sangre. El tórax compacto tiene seis 
patas, el último par adaptadas al salto. El abdomen se subdivide en siete segmentos 
presentando una forma puntiaguda en el macho y ovalada en la hembra. Carece de 
ctenidios (Bowman, 2011; Tapia et al., 2011). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8.10. Representación morfológica del macho de Tunga penetrans. 
 
8.4.2. Familia Ceratophyllidae 
 
Esta familia está conformada por 30 géneros y aproximadamente 520 especies y 
subespecies. La mayoría de las especies ocurren en el hemisferio norte y están 
asociadas principalmente con pequeños roedores aunque el 20% de ellas son parásitos 
de aves. Los géneros de importancia veterinaria son Ceratophyllus y Nosopsyllus 
(Taylor et al., 2007). 
 
8.4.2.1. Género Ceratophyllus 
 
Este género está conformado por 62 especies y se distribuye a lo largo de holoártico. 
Los hospederos primarios son las ardillas y los roedores. En Norteamérica se reportan 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
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22 especies que son todas parásitos de aves. Las dos especies de importancia 
veterinariase alimentan de aves particularmente gallinas. 
 
Ceratophyllus gallinae Schrank, 1803 
 
Afecta a más de 75 especies de aves domésticas (gallinas) y silvestres, y algunos 
mamíferos. Se distribuye mundialmente. Las pulgas adultas miden 2.0-2.2 mm y 
carecen de fosa antenal. Los ojos están presentes. El ctenidio pronotal está presente 
con 24 dientes. Estas pulgas carecen de ctenidio genal. No tiene espinas en la sección 
basal de las patas. 
 
Ceratophyllus niger Fox, 1908 
 
La pulga de la gallina occidental se distribuye en el occidente de EU., Canadá y Alaska. 
Morfológicamente estas pulgas carecen del ctenidio genal, pero tienen el pronotal, que 
está compuesto por más de 24 espinas. Los ojos están presentes y tienen tres fuertes 
setas debajo de estos. Su cuerpo es elongado, mide 4 mm, y es más larga que C. 
gallinae. La larva de esta especie fue descrita por Pilgrim y Galloway (2000). 
 
8.4.2.2. Género Nosopsyllus 
 
Este género establecido por Jordan en 1933 se distingue por la reducción extrema en el 
tamaño de la placa esternal VIII sin cerdas del macho (Ewing y Fox, 1943). N. fasciatus 
y N. londiniensis son especies originarias de Europa que eventualmente arribaron a 
Norteamérica (Ewing y Fox, 1943). El conocimiento de la biología de este grupo de 
pulgas sigue aumentando conforme nuevas especies se van descubriendo (Beaucournu 
et al., 2012). 
 
Nosopsyllus fasciatus Bosc, 1800 
 
La pulga de la rata del norte es común en la especie Rattus norvegicus. Se pasa más 
tiempo en el nido del hospedero y es muy probable que ocurra en las ratas con 
madrigueras subterráneas. N. fasciatus infesta ocasionalmente otros mamíferos, 
incluyendo ratones, ratas de campo, ardillas terrestres, carnívoros, y ocasionalmente 
humanos. Esta especie es considerada como un vector relativamente pobre de la peste 
bubónica. La pulga está implicada en el mantenimiento y la transmisión de Salmonella 
enteritidis y Trypanosoma lewisi (Crooks et al., 2004; Visser et al., 2006; Bitam et al., 
2010). 
 
Las pulgas adultas miden de 1-9 mm, tienen bien desarrollado el ctenidio pronotal pero 
carecen del ctenidio genal (Figura 8.10). N. fasciatus tiene bien desarrollados los ojos. 
Las hembras se diferencian de otras especies porque en el canto posterior de la 
séptima esternita tiene un contorno sinuoso. En los machos el dedo móvil del clasper es 
planoconvexo, corto y ancho (Mullen y Durden, 2009; Palazzo, 2013). 
 
 Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria 
 
 
~ 253 ~ 
 
 
 
 
Figura 8.11. Cabeza de Nosopsyllus fasciatus. 
 
 
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