Busqueda-de-posible-actividad-herbicida-en-extractos-organicos-de-propoleos-mexicanos

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
FACULTAD DE QUÍMICA 
 
 
BÚSQUEDA DE POSIBLE ACTIVIDAD HERBICIDA 
EN EXTRACTOS ORGÁNICOS DE PROPÓLEOS 
MEXICANOS 
 
 
 
 T E S I S 
QUE PARA OBTENER EL TITULO DE 
 QUÍMICA FARMACÉUTICA BIÓLOGA 
 P R E S E N T A 
GABRIELA NATALIA CANO RODRÍGUEZ 
 
 
 
 
 MÉXICO, D. F. 2011 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
Jurado Asignado: 
Presidente Dr. Blas Lotina Hennsen 
Vocal Dra. María Isabel Aguilar Laurents 
Secretario Dr. José Fausto Rivero Cruz 
1er. Suplente Dra. Laura Carmona Salazar 
2°. Suplente M. en C. Beatriz King Díaz 
Sitio de realización de la tesis: 
 
LABORATORIO 115 DEL DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA, CONJUNTO “E”, 
DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO DE LA FACULTAD DE QUÍMICA UNAM, CD. 
UNIVERSITARIA 
Asesor: 
 
_____________________ 
Dr. Blas Lotina Hennsen 
 
Supervisor Técnico: 
 
_____________________ 
M. en C. Beatriz King Díaz 
Sustentante: 
 
____________________ 
Gabriela Natalia Cano Rodríguez 
AGRADECIMIENTOS 
 
A la Universidad Nacional Autónoma de México por la formación académica 
y humana que me brindó para convertirme en profesionista. 
Al Dr. Blas Lotina por la oportunidad de concluir mi proyecto de tesis, por 
todos sus consejos. 
A la maestra Beatriz King con cariño por toda la asesoría recibida para la 
realización de este trabajo, por su buen humor, por su paciencia y por ser siempre 
accesible. 
A los miembros del jurado por tomarse el tiempo para la revisión de este 
trabajo. 
A los MVZ Andrea Correa y Ángel López Ramírez de la Facultad de 
Veterinaria de la UNAM, por el material proporcionado. 
Al proyectoPAPIIT IN211309 por el apoyo otorgado para la realización de 
este trabajo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DEDICATORIAS 
 
A mis padres Mónica e Isidro, los amo profundamente, gracias por su 
esfuerzo, por darme el privilegio de brindarme una formación universitaria y así 
tener una amplia posibilidad a un mejor futuro. Gracias por aguantar, a pesar de 
que algunas veces las circunstancias no fueron las mejores nunca se dieron por 
vencidos siempre tuve lo necesario para salir adelante, a ustedes dos les debo 
mucho de lo que soy si no es que todo. Por su ejemplo, por ser personas sencillas, 
honestas y muy trabajadoras, por todo esto y muchísimas cosas más les estoy 
eternamente agradecida. 
 
A mis hermanos Daniela, Luis y Carlos por estar siempre conmigo, por estar 
al pendiente, por aguantar mi mal humor, por creer en mí y por todas las cosas 
que hemos compartido desde la niñez hasta el día de hoy que cada uno está 
formando su propio destino, por estar siempre juntos. 
 
Con mucho cariño para Víctor por toda la historia tan maravillosa que 
hemos vivido, por todos los momentos buenos que hemos pasado juntos, y por 
aquellos no tan agradables pero que no han hecho madurar juntos, por tu 
paciencia y por todo lo que significas para mí. 
 
A mejor amiga Mariel gracias por tu amistad, por todas las veces que 
estuviste para escucharme y brindarme tu ayuda, por todas las risas que 
compartimos durante toda la carrera, por tu frescura y sencillez. 
 
A Aíde Quevedo por ser una gran amiga en tan poco tiempo, pues tú eres 
parte importante de esto, por devolverme la calma en muchas ocasiones y porque 
siempre has estado para mí sin importar las circunstancias, espero que la vida me 
permita seguir contando contigo 
 
Con mucho cariño para mis compañeros del laboratorio 115, muy en 
especial a Félix por estar siempre ahí, por toda su ayuda, por su optimismo, por su 
buen humor, por escucharme cuando lo necesitaba, por todo gracias. A Nery, 
Mayleth y Bryan por compartir el espacio, risas, temores, frustraciones y demás, 
por todos los momentos que amenizaron mi estancia, será difícil olvidarlos pues 
me llevo buenos recuerdos de todos. 
 
Y por último a Dios que jamás me ha abandonado, por brindarme las 
fuerzas cuando creí que ya no podía más, por no dejarme vencer ante ninguna 
circunstancia, por caminar siempre junto a mí y responder a mis suplicas, por la 
vida que tengo, por todas las personas importantes que hay en ella, por los 
momentos amargos que me han hecho aprender y ser una mejor persona, por ser 
la esencia de mi vida y por saber que siempre estarás a mi lado y por todas las 
cosas que me esperan. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CONTENIDO 
 
1 
 
CONTENIDO 
 
LISTA DE ABREVIATURAS……………………………………………….. 4 
LISTA DE TABLAS………………………………………………………….. 8 
LISTA DE FIGURAS…………………………………………………………. 9 
1. RESUMEN……………………………………………………………... 13 
 
2. ANTECEDENTES 
2.1.1 Generalidades del propóleo……………………………….. 15 
2.1.2 Usos del propóleo……………………………………………… 15 
2.1.3 Química del propóleo………………………………………….. 16 
2.1.4 Toxicidad del propóleo………………………………………… 17 
2.1.5 Patógenos comunes y las plantas superiores……………… 18 
 
2.2 Origen de las malezas………………………………………. 18 
2.2.1 Perjuicios causados por las malezas………………………. 19 
2.2.2 Herbicidas………………………………………………………. 19 
2.2.3 Clasificación de los herbicidas……………………………….. 19 
2.2.4 Metabolismo……………………………………………………. 21 
2.2.5 Factores que afectan la efectividad de los herbicidas…….. 21 
 
2.3 Fotosíntesis…………………………………………………... 22 
2.3.1 Clorofilas antenas captadoras de energía………………….. 23 
2.3.2 Reacción de Hill……………………………………………….. 24 
2.3.3 Reacciones lumínicas de la fotosíntesis……………………. 24 
2.3.4 Fotosistema II: Fragmentación del agua……………………. 26 
2.3.5 Fotosistema I: Formación de NADPH………………………. 27 
2.3.6 ATP sintasa…..………………………………………………… 28 
2.3.7 Flujo cíclico de electrones……………………………………. 28 
CONTENIDO 
 
2 
 
2.4 Fluorescencia de la clorofila a…………………………………... 29 
 
3. OBJETIVOS 
3.1 Principal…………………………………………………………. 32 
3.2 Particulares……………………………………………………… 32 
 
4. DESARROLLO EXPERIMETAL 
4.1 Material vegetal…………………………………………………. 33 
4.2 Bioensayos in vivo……………………………………………… 34 
4.2.1 Germinación de semillas……………………………………….. 34 
4.2.2 Medición de la fluorescencia de la Chla en 
Physalisixocarpa y Lolium perenne………………………….. 34 
4.2.3 Biomasa seca…………………………………………………….. 35 
 
4.3 Bioensayos in vitro………………………………………………. 35 
4.3.1 Aislamiento de cloroplastos…………………………………….. 35 
4.3.2 Medición de la síntesis de ATP………………………............... 36 
4.3.3 Transporte de electrones……………………………………….. 37 
4.3.4 Medición de la velocidad del transporte 
de electrones del FS II………………………………………….. 37 
4.3.5 Medición de la velocidad del transporte 
de electrones del FS I…………………………………………… 37 
4.3.6 Medición de las reacciones parciales del FSII……………….. 38 
4.3.7 Medición de las reacciones parciales del FS I……………….. 38 
 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
5.1 Efecto de los extractos en la germinación y 
crecimiento de plántulas de Lolium perenne…………………. 40 
CONTENIDO 
 
3 
 
5.2 Efecto de los extractos en la germinación y 
crecimiento de plántulas de Physalisixocarpa………………..43 
5.3 Fluorescencia de la clorofila a en Lolium perenne…………… 47 
5.3.1 Efecto del DCMU 50 M en Lolium perenne………………….. 47 
5.3.2 Efecto del extracto 1 en la fluorescencia de la Chla………….. 48 
5.3.3 Efecto del extracto 2 en la fluorescencia de la Chla………….. 53 
5.3.4 Efecto del extracto 3 en la fluorescencia de la Chla………… . 57 
5.3.5 Efecto del extracto 5 en la fluorescencia de la Chla………….. 61 
 
5.4 Fluorescencia de la clorofila a en Physalisixocarpa………… 65 
5.4.1 Efecto del DCMU 50 M en Physalisixocarpa……………….. 65 
5.4.2 Efecto del extracto 1 en la fluorescencia de la Chla…………. 67 
5.4.3 Efecto del extracto 3 en la fluorescencia de la Chla…………. 71 
5.4.4 Efecto de la fracción I en la fluorescencia de la Chla…………. 75 
 
5.5 Medición de la biomasa seca…………………………………… 79 
5.6 Efecto de los extractos sobre la síntesis de ATP…………….. 81 
5.7 Efecto de los extractos sobre el transporte de 
 electrones………………………………………………………… 82 
5.8 Localización de los sitios de acción de los extractos 
 sobre la fotosíntesis y sus reacciones parciales……………… 84 
 
6. CONCLUSIONES………………………………………………………… 90 
 
7. PERSPECTIVAS………………………………………………………….. 91 
 
8. APÉNDICE…………………………………………………………………. 92 
 
9. REFERENCIAS…………………………………………………………… 95 
 
CONTENIDO 
 
4 
 
LISTA DE ABREVIATURAS 
 
A0 Aceptor de electrones primario del fotosistema I 
A1 Filoquinona 
ABS/RC Absorción de fotones por el número de centros 
de reacción activos totales 
ABS/CSo Absorción de fotones por moléculas de clorofila 
por área de hoja normalizada. 
Acetil-CoA Acetil Coenzima A 
ADP Adenosindifosfato 
ASC Ascorbato de sodio 
ATP Adenosintrifosfato 
Chla Clorofila a 
CCl4 Tetracloruro de carbono 
DBMIB 2,5-dibromo-3-metil-6-isopropil-p-benzoquinona 
DCMU 3-(3,4-dicloro-fenil)-1,1-dimetilurea 
DCPIP 2,6-Dicloro fenol indofenol 
DMSO Dimetilsulfóxido 
DL50 Dosis mínima necesaria para lograr la muerte del 
50% de una población determinada 
DPC Difenilcarbazida 
dV/dt0 Valor que indica el funcionamiento de la enzima 
que fotolisa el agua 
CONTENIDO 
 
5 
 
ET0/RC Transporte de electrones en el centro de reacción 
activo 
ET0/CS0 Describe el transporte de electrones por área de 
hoja normalizada 
FA Ferrodoxina tipo A 
FB Ferrodoxina tipo B 
FAD Flavinadeninadinucleotido 
FAO Food and Agriculture Organization 
Fe-S Proteína hierro-azufre 
Fd Ferrodoxinasoluble 
FSI Fotosistema I 
FSII Fotosistema II 
I50 Concentracióninhibitoriadel 50% de laactividad 
medida 
Kn Constantes de excitación vía no fotoquímica 
Kp Constantes de excitación vía fotoquímica 
KOH Hidróxido de potasio 
LHC Complejos de captura de luz 
MgCl2 6H2O Cloruro de magnesio hexahidratado 
mL Mililitros 
mM Milimolar 
M Micromolar 
CONTENIDO 
 
6 
 
MV 1,1-Dimetil-4,4-bipiridinium dicloro 
 (Metilviologeno) 
NADPH Nicotina adenina dinucleótido fosfato reducido 
NADPH+ Nicotina adenina dinucleótido fosfato oxidado 
NH4Cl Cloruro de amonio 
P680 Centro de reacción del PSII 
P700 Centro de reacción del PSI 
PC Plastocianina 
PHI (Eo) Indica la probabilidad de que un fotón atrapado 
por el centro de reacción, transporte un electrón 
más allá de QA. 
PHI (Po) Probabilidad de que un fotón absorbido por las 
clorofilas antena, sea atrapado por el centro de 
reacción del FSII 
Pi Fosfato inorgánico 
PI(abs) Índice fotosintético 
PMS Fenacinmetasulfato 
PSIo Indica la probabilidad de que un exitón atrapado 
por el centro de reacción transporte un electrón 
más allá de QA. 
ppm Partes por millón 
PQ Plastoquinona 
PQH2 Pool de plastoquinonas 
CONTENIDO 
 
7 
 
QA Aceptor de electrones primario del PSII 
QB Aceptor de electrones secundario reducido del 
PSII 
RC/CS0 Centro de reacción por área de normalizadahoja 
SiMo Silicomolibdato de sodio 
Sm Valor que refleja el apagamiento de los eventos 
de reducción de QA o acarreadores totales de 
electrones por centros de reacción. 
Sum K Kp+Kn 
Tricina [N-(tris(hidroximetil) metil)-glicina] 
TR0/CS0 Transporte de electrones por área normalizada 
de hoja 
TR0/RC Indica el valor de la energia atrapada por centro 
de reacción 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CONTENIDO 
 
8 
 
LISTA DE TABLAS 
 
Tabla 1 Herbicidas y sus mecanismos de acción………………….. 20 
Tabla 2 Extractos orgánicos de propóleos mexicanos, 
disolvente y lugar de recolección…………………………… 33 
Tabla 3 Biomasa seca de Lolium perenne………………………….. 79 
Tabla 4 Biomasa seca de Physalisixocarpa…………………........ 80 
Tabla 5 Efecto de los extractos sobre el FSII 
y reacciones parciales………………………………………. 86 
Tabla 6 Efecto de los extractos sobre el FSI 
y reacciones parciales………………………………………. 87 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CONTENIDO 
 
9 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1. Esquema del cloroplasto……………………………….. 23 
Figura 2 Transferencia de la energía en un complejo de 
captura de luz……………………………………………. 24 
Figura 3 Representación esquemática de la 
membranatilacoidal..……………………………………. 25 
Figura 4 Flujo electrónico del H2O al NADPH…………………... 28 
Figura 5 Curva de inducción a la fluorescencia………………… 31 
Figura 6 Transporte de electrones en cloroplastos……………… 39 
Figura 7 Efecto de los extractos 1 y 2 sobre la germinación y 
 crecimiento de las plántulas en Lolium perenne………. 40 
Figura 8 Efecto del extracto 3 y la fracción I sobre la germinación y 
crecimiento de las plántulas en Lolium perenne ……… 41 
 Figura 9 Efecto del extracto 4 y lafracciónII sobre la germinación y 
crecimiento de las plántulas en Lolium perenne……… 42 
Figura 10 Efecto de los extractos 5 y 6 sobre la germinación y 
crecimiento de las plántulas en Lolium perenne……… 43 
Figura 11 Efecto de los extractos 1 y 2 sobre la germinación y 
crecimiento de las plántulas en Physalisixocarpa……. 44 
Figura 12 Efecto del extractos 3 y la fracción I sobre la germinación y 
CONTENIDO 
 
10 
 
crecimiento de las plántulas en P. ixocarpa…………… 45 
Figura 13 Efecto del extracto 4 y la fracción II sobre la germinación y 
crecimiento de las plántulas en P. ixocarpa…………… 45 
Figura 14 Efecto de los extractos 5 y 6 sobre la germinación y 
 crecimiento de las plántulas en P. ixocarpa…………... 46 
Figura 15 Efecto de DCMU 50 M en Lolium perenne………….. 48 
Figura 16 Efecto del extracto 1 en Lolium perenne a 
las 24 horas de tratamiento ………………………......... 50 
Figura 17 Efecto del extracto 1 en Lolium perenne a 
las 48 horas de tratamiento…………………………...... 51 
Figura 18 Efecto del extracto 1 en Lolium perenne a 
las 72 horas de tratamiento ……………………………. 52 
Figura 19 Efecto del extracto 2 en Lolium perenne a 
las 24 horas de tratamiento……………………………… 54 
Figura 20 Efecto del extracto 2 en Lolium perenne a 
las 48 horas de tratamiento……………………………….. 55 
Figura 21 Efecto del extracto 2 en Lolium perenne a 
las 72 horas de tratamiento……………………………… 56 
Figura 22 Efecto del extracto 3 en Lolium perenne a 
las 24 horas de tratamiento………………………………. 58 
Figura 23 Efecto del extracto 3 en Lolium perenne a 
CONTENIDO 
 
11 
 
las 48 horas de tratamiento……………………………….. 59 
Figura 24 Efecto del extracto 3 en Lolium perenne a 
las 72 horas de tratamiento……………………………….. 60 
Figura 25 Efecto del extracto 5 en Lolium perenne a 
las 24 horas de tratamiento………………………………… 62 
Figura 26 Efecto del extracto 5 en Lolium perenne a 
las 48 horas de tratamiento…………………………………… 63 
Figura 27 Efecto del extracto 5 en Lolium perenne a 
las 72 horas de tratamiento………………………………….. 64 
Figura 28 Efecto de DCMU 50 M en Physalisixocarpa……….. 66 
Figura 29 Efecto del extracto 1 en Physalisixocarpa a 
las 24 horas de tratamiento…………………………………. 68 
Figura 30 Efecto del extracto 1 en Physalisixocarpa a 
las 48 horas de tratamiento…………………………………….. 69 
Figura 31 Efecto del extracto 1 en Physalisixocarpaa 
las 72 horas de tratamiento………………………………… 70 
Figura 32 Efecto del extracto 3 en Physalisixocarpa a 
las 24 horas de tratamiento………………………………… 72 
Figura 33 Efecto del extracto 3 en Physalisixocarpa a 
las 48 horas de tratamiento………………………………… 73 
Figura 34 Efecto del extracto 3 en Physalisixocarpa a 
CONTENIDO 
 
12 
 
las 72 horas de tratamiento ………………………………… 74 
Figura 35 Efecto de la fracción I en Physalisixocarpa a 
las 24 horas de tratamiento………………………………… 76 
Figura 36 Efecto de la fracción I en Physalisixocarpa a 
las 48 horas de tratamiento………………………………… 77 
Figura 37 Efecto de la fracción I en Physalisixocarpa a 
las 72 horas de tratamiento………………………………… 78 
Figura 38 Efecto de los extractos en la síntesis de ATP………….. 81 
Figura 39 Efecto de los extractos 1 y 2 en el transporte de electrones.. 83 
Figura 40 Efecto del extracto3 y la fracciónI en el transporte 
de electrones…………………………………………………….. 83 
Figura 41 Efecto del extracto 5 en el transporte de electrones………… 84 
Figura 42. Aparición de la banda J y K en plantas de P.ixocarpa 
a las 48 horas de tratamiento con el extracto 1……………… 88 
 Figura 43. Aparición de la banda J en plantas de P. ixocarpa 
 a las 48 horas de tratamiento con los extractos 2, 3, 5 
y la fracción I……………….................................................... 89 
 
 
RESUMEN 
 
13 
 
1. RESUMEN 
 
 El presente trabajo describe la búsqueda de actividad herbicida en extractos 
orgánicos de propóleos mexicanos obtenidos de diferentes lugares de la 
República Mexicana (ver Tabla 2, en Desarrollo Experimental). La metodología 
inició con los ensayos de germinación en semillas mono y dicotiledóneas (Lolium 
perenne y Physalisixocarpa respectivamente). De este ensayo se determinó que 
todos los extractos de propóleo probados inhiben la germinación de ambos tipos 
de semillas y presentaron selectividad por la especie monocotiledónea al inhibir, 
además de la germinación, la elongación del tallo y raíz en comparación con la 
especie dicotiledónea donde se estimuló el crecimiento de estos dos últimos 
parámetros. 
 El desarrollo de este proyecto continuó con la realización de estudios in vivo 
en las mismas especies de plantas, las cuales fueron crecidas en el invernadero y 
asperjadas con concentraciones de 150 y 300 ppm de cada extracto, 
posteriormente se midió la fluorescencia de la clorofila a, a las 24, 48 y 72 horas, 
encontrando que los extractos 1-3 y 5 afectan la fluorescencia de la clorofila a en 
plantas de L. perenne,mientras que losextractos 1, 3 y la fracción I la afectan en 
plantas de P. ixocarpa, al realizar la medición de la biomasa seca, estos extractos 
resultaron activos como inhibidores del crecimiento vegetal. Por lo que estos 
cuatro extractos y la fracción I que proviene del extracto 1 se seleccionaron para 
realizar estudios in vitro y así determinar su mecanismo y sitio de acción sobre las 
diversas actividades fotosintéticas. 
Los cuatro extractos seleccionados y la fracción I, inhibieron la síntesis de 
ATP acoplada al transporte de electrones medido de agua a metilviológeno, en 
cloroplastos aislados de hojas de espinaca. Los valores de I50 fueron de 39, 20, 
23, 10 y 13 ppm respectivamente para los extractos 1, 2, 3, 5 y la fracción I, siendo 
más activos los dos últimos. También se evaluó el efecto de los extractos sobre el 
transporte de electrones no cíclico en sus tres estados: basal, fosforilante y 
desacoplado, resultando inhibidores de la reacción de Hill. 
RESUMEN 
 
14 
 
Por medio de las reacciones parciales se determinó el sitio de inhibición de 
los extractos en la cadena transportadora de electrones. Los extractos inhibieron 
el FSII de H2O a DCPIP y el FSI medido de DCPIPred a MV. Las reacciones 
parciales indican que el extracto 1 inhibe tanto el lado aceptor medido de H2O a 
SiMo, como el lado donador de electrones medido de DPC a DCPIP, del PSII. Los 
extractos 2, 3, 5 y la fracción I inhibieron el lado donador de electrones medido de 
DPC a DCPIP. 
Los resultados indican que los extractos son candidatos para su 
fraccionamiento para obtener los compuestos que pudieran tener potencial 
actividad herbicida pre-emergente; y los extractos del 1 -3 y5 son candidatos para 
obtener a partir de ellos compuestos con posible actividad post-emergente.
ANTECEDENTES 
 
15 
 
2. ANTECEDENTES 
 
2.1.1 Generalidades del propóleo 
El propóleo es una sustancia resinosa y adhesiva que las abejas colectan, 
transforman y utilizan. Tiene un olor característico, su color varía desde el verde, 
rojo, café y hasta negro dependiendo de la fuente y su edad donde es recolectado. 
A la temperatura normal de la colmena (35°C) es muy pegajoso, se torna duro a 
los 15°C y es totalmente quebradizo a los 5°C [1]. 
Las abejas colectan la resina de las grietas en la corteza de los árboles 
como abedul, álamo, pino, aliso, sauce y palma, así como brotes de hojas, flores y 
exudados de plantas. La resina es masticada por las abejas adicionando enzimas 
salivares, el material resultante es mezclado con cera y posteriormente es utilizado 
por la colmena para sellar agujeros de sus panales, alisar las paredes internas y 
proteger la entrada, regulan el microclima de la colmena, previene el crecimiento 
de bacterias, provoca muerte por asfixia de los intrusos y momifica los cadáveres 
para impedir la putrefacción protegiendo a la colmena de las plagas resultantes del 
proceso de descomposición. La palabra propóleo se deriva del griego pro a favor o 
en defensa y polis ciudad, esto es la defensa de la ciudad (colmena) [4]. 
La composición del propóleo varía de acuerdo con la flora local, las 
condiciones climáticas, la cantidad de resina disponible en hojas y cortezas, el 
tiempo de recolección y la inclusión de contaminantes como: cera, polen y 
sustancias secretadas por el metabolismo de las abejas [2, 4, 20]. 
 
2.1.2 Usos del propóleo. 
Existe una larga historia del uso del propóleo que abarca desde el año 300 
A.C., hasta hoy en día como parte de muchos remedios caseros y productos 
personales [1]. Los primeros registros del uso del propóleo datan del antiguo 
Egipto, donde era utilizado como ingrediente para embalsamar los cuerpos de los 
ANTECEDENTES 
 
16 
 
faraones. Los griegos, principalmente Aristóteles, Dioscórides e Hipócrates 
describieron sus propiedades como agente cicatrizante. En Roma, Galeno 
describió sus usos medicinales. Los Incas lo empleaban como un excelente 
antipirético. En el siglo XIX durante la guerra Anglo-Boer en Sudáfrica y durante la 
Segunda Guerra Mundial, fue empleado para curar las heridas y quemaduras de 
los soldados [28]. 
El propóleo tiene propiedades antisépticas, antimicóticas, bacteriostáticas, 
astringentes, coléricas, antiinflamatorias, anestésicas y antioxidantes [4, 20]. Es 
por estas propiedades que se han elaborado diversos artículos dermatológicos 
para el tratamiento de heridas, regeneración de tejidos, quemaduras, dermatitis, 
soriasis, herpes y prurito. El propóleo ha sido comercializado como tratamiento 
para la reumatitis y esguinces. En la medicina dental se usa en algunas 
preparaciones de pastas dentales y enjuagues bucales para el tratamiento de la 
gingivitis y la estomatitis. El propóleo por sus propiedades antioxidantes, también 
se ha empleado en productos farmacéuticos y cosméticos como cremas faciales, 
ungüentos y lociones [4]. 
 
2.1.4 Composición química del propóleo. 
La composición general del propóleo es 50% de resina y de bálsamo 
vegetal, 30% de cera, 10% de aceites esenciales y aromáticos, 5% de polen y 5% 
de otras sustancias [4]. 
El fraccionamiento simple del propóleo para la obtención de sus 
compuestos es difícil debido a su compleja composición. La forma más habitual es 
extraer la fracción soluble en alcohol, llamada “bálsamo de propóleo o extracto 
etanólico de propóleo”, que es el extracto más común, debido aque ha permitido 
la identificación de más de 200 constituyentes [20]. 
El propóleo contiene una gran variedad de compuestos químicos como son: 
polifenoles (flavonoides, ácidos fenólicos, ésteres, aldehídos fenólicos, alcoholes y 
ANTECEDENTES 
 
17 
 
cetonas), terpenos (principalmente sesquiterpenos), esteroides, aminoácidos y 
compuestos inorgánicos [15]. Dentro de los ácidos aromáticos identificados se 
encuentran el caféico, el ferúlico, el isofelúrico, el benzoico y el sinápico. Los 
cumaratos de bencilo son los ésteres aromáticos más abundantes y los 
flavonoides de mayor actividad son la galangina, la pinocembrina, la pinostobina, 
la quercetina y la miricetina [2]. 
Más de 160 compuestos han sido identificados en diferentes muestras de 
propóleo. La composición del propóleo está directamente relacionada con los 
componentes de las resinas colectadas en diferentes zonas, por las abejas [2, 4, 
15, 20] 
 
2.1.5 Toxicidad del propóleo 
La dermatitis por el contacto con propóleo es una reacción alérgica que se 
encuentra documentada. Sin embargo, se ha demostrado que el propóleo no es 
toxico para los humanos u otros mamíferos. Los apicultores son quienes muestran 
mayor sensibilidad al propóleo y en general, a los productos apícolas, los cuales 
contienen alergenos derivados de las flores [21] 
Después de la administración del propóleo a ratones, no se han observado 
efectos nocivos. Por lo que se considera al propóleo como una sustancia no 
toxica. Se ha reportado un valor de DL50 en rangos de 2 a 7,3 g/Kg en ratones. 
Después del tratamiento de ratas con diferentes concentraciones de extractos 
acuosos o etanólicos de propóleo (1, 3 mg/kg/día) y variando el tiempo de 
administración (30, 90 y 150 días), no se presentaron alteraciones significativas en 
los niveles de lípidos, triglicéridos y colesterol. La administración de propóleo no 
indujo alteraciones en el peso de las ratas, además, no fue observada mortalidad 
temprana ni alteraciones en el crecimiento de las ratas [6]. 
 
 
ANTECEDENTES 
 
18 
 
2.1.6 Patógenos comunes y las plantas superiores. 
Una de las funciones principales del propóleo en la colmena es la de actuar 
como biocida contra bacterias, hongos y larvas; incluso funciona en el 
embalsamamiento de intrusos. Se ha reportado que el propóleo inhibe el 
crecimiento, la germinación y/o la mitosis en Vicia faba (haba), 
Hordeumvulgare(cebada), Allium cepa (cebolla) y Alliumsativum (ajo). 
Propiedades fitoinhibitorias han sido descritas para plántulas de lechuga, granos 
de arroz y semillas de Cannabis sativa. Esto probablemente representa un 
importante mecanismo de supervivencia de la colmena al evitar el surgimiento o la 
invasión de la vida vegetal en el panal [4]. 
 
2.2 Origen de las malezas 
Las malezas son plantas que no se desean tener en un lugar y tiempo 
determinado. Compiten con las plantas cultivadas por luz, agua y nutrientes; 
interfieren con las labores de cosecha así como pueden ser hospederos de 
plagas. 
 El mayor conocimiento del daño de las malezas proviene de las 
evaluaciones de pérdidas de cosechas agrícolas. Se acepta que las malezas 
ocasionan una pérdida directa aproximada de 15% de la producción agrícola [18] 
 Para que una planta se considere como maleza debe reunir ciertas 
características como lo son: 
 Fácil dispersión 
 Capacidad de persistencia dada por: 
o Elevada producción de semillas 
o Largo periodo de viabilidad 
 Capacidad de competencia elevada 
 
ANTECEDENTES 
 
19 
 
No existe ninguna planta que reúna todos estos atributos a la vez. Sin 
embargo, las distintas especies de malezas poseen combinaciones de varias de 
estas características, siendo más agresivas y problemáticas cuanto mayor es el 
número de características favorables que reúnen [18]. 
 
2.2.1 Perjuicios causados por las malezas 
 
De acuerdo con las estimaciones de la FAO, las malezas causan daños del 
15% en la producción total de cultivos a nivel mundial, ascendiendo a 25-30% en 
los países en desarrollo. Las malezas reducen el rendimiento de los cultivos, 
atrasan y dificultan la recolección [5]. En los cultivos infestados por malezas 
aparecen semillas y restos vegetales no deseados además del producto 
cosechado. Como consecuencia se incrementan los costos de producción 
asociados a su erradicación. 
 
2.2.2 Herbicidas 
Por su etimología, la palabra herbicida se deriva del latín herba: hierba y 
caedere: matar, por lo que los herbicidas son productos químicos que inhiben total 
o parcialmente el crecimiento de las plantas, afectando su fisiología y ocasionando 
su muerte [16]. 
Desde que el hombre comenzó a practicar la agricultura, se enfrentó al 
problema de las malezas y empezó a combatirlas. En primer lugar, utilizó métodos 
manuales, después mecánicos y finalmente desarrolló productos químicos para 
controlarlas. La síntesis y desarrollo de los herbicidas comenzó a principios de la 
década de los cuarenta con el descubrimiento del 2,4-D (ácido 2,4-
diclorofenoxiacético), primer herbicida orgánico sintético [5] 
2.2.3 Clasificación de los herbicidas 
Los herbicidas se clasifican de acuerdo a su actividad, forma de uso, familia 
y modo de acción. Por su actividad, los herbicidas son sistémicos cuando son 
ANTECEDENTES 
 
20 
 
trasladados por la planta desde el punto de aplicación hasta su sitio de acción. Y 
de contacto cuando afectan únicamente la parte de la planta donde fueron 
aplicados. Los herbicidas residuales son aquellos que se aplican en el suelo y 
afectan la germinación de las malezas, persistiendo por algún tiempo para ser 
efectivos. Algunos de los herbicidas residuales tienen acción de contacto y afectan 
las raíces y los tallos en la medida que emergen de la semilla, mientras que otros 
entran en la raíz y las partes subterráneas de la planta, translocándose hasta su 
punto de acción [18]. 
Por su uso, los herbicidas se clasifican en pre-emergentes los cuales se 
aplican en el suelo antes de que el cultivo y las malezas emerjan y post-
emergentes cuando se aplican después de que el cultivo y las malezas han 
emergido. 
Por su comportamiento se pueden clasificar en selectivos cuando inhiben 
diferenciadamente el desarrollo de unas especies en comparación con otras y no 
selectivos cuando controlan todas las especies [18]. 
Con frecuencia, los herbicidas se clasifican en grupos o familias de acuerdo 
con una cierta similitud en su estructura química. En muchos casos esto ayuda a 
comprender su modo de acción. La tabla 1 muestra los distintos tipos de 
herbicidas y sus puntos de acción. 
Tabla 1. Herbicidas y su mecanismo de acción 
Grupo Ejemplo Acción 
Biripiridilos Paraquat Desvía el transporte de 
electrones en el lado 
aceptor del PSI 
Anilidas Propanil Inhibe el transporte de 
electrones en el PSII 
Triazinas Atrazina 
Triazononas Metribuzin 
Ureas Diuron 
Uracilos Lenacil 
Difenil éteres Acilfluorfen Inhibe la síntesis de 
clorofila 
 
ANTECEDENTES 
 
21 
 
Anilidas Diflufenican Bloquea la síntesis de 
carotenoides 
Oximas Sethoxydim Inhibe la biosíntesis de 
lípidos 
Tiolcarbamatos EPTC 
Nitrilos Bromoxynil Desacopla la fosforilación 
oxidativa. 
Carbamatos 
 
Asulam Inhibe la división celular 
Imidazolinonas Imazethapyr Bloquea la síntesis de 
aminoácidos de cadena 
ramificada 
Sulfonilureas Metsulfuron 
 
Organofosforados Glifosato Bloquea la síntesis de 
aminoácidos aromáticos 
 
2.2.4 Metabolismo 
El metabolismo de los herbicidas en las plantas constituye el mecanismo 
más importante de selectividad de los herbicidas entre las malezas y los cultivos o 
entre malezas susceptibles o tolerantes. Las plantas tolerantes metabolizan el 
herbicida con suficiente rapidez y así evitan que cantidades fitotóxicas del 
ingrediente activo se acumulen. Se ha estimado que menos del 1% del herbicida 
que llega a la superficie de la planta interactúa en el punto de acción,por lo que 
para muchos herbicidas y especies, el metabolismo es la principal causa de 
pérdida del ingrediente activo [18]. 
2.2.5 Factores que afectan la efectividad de los herbicidas 
Existen diversos factores que afectan la efectividad de un herbicida, los cuales 
se mencionan a continuación: 
 Tipo de flora. Algunos estudios han revelado que existe una marcada 
diferencia de susceptibilidad entre las diferentes especies de malezas. 
 Etapa de crecimiento. Por lo general, las especies anuales son más 
susceptibles al efecto de los herbicidas cuando se encuentran en las 
primeras etapas de crecimiento. 
ANTECEDENTES 
 
22 
 
 Condiciones climáticas. Se ha visto que bajo condiciones favorables del 
clima, se reducen las dosis de los herbicidas. Sin embargo, las etiquetas de 
los productos rara vez contienen información acerca de la reducción de 
dosis bajo condiciones favorables; lo cual puede deberse a que la mayoría 
de los estudios se realizan en un ambiente controlado, donde solo un 
parámetro climático es variado a la vez. 
 Adyuvantes. Los adyuvantes y otros ingredientes de la formulación se 
consideran biológicamente inactivos, la función es influir en la retención y/o 
absorción del herbicida [23]. 
2. 3 FOTOSINTESIS 
La fotosíntesis es el proceso por el cual la energía captada por las plantas, 
algas y cianobacterias, es transformada en carbohidratos, fuente primaria de 
energía y O2[22]. 
En las plantas verdes, la fotosíntesis se lleva a cabo en los cloroplastos, los 
cuales son orgánulos que poseen una membrana externa permeable y una 
membrana interna con permeabilidad selectiva. La membrana interna contiene al 
estroma y a la grana, la cual está formada por estructuras membranosas 
ordenadas en forma de sacos apilados llamados tilacoides. La grana individual 
está interconectada con extensiones de los tilacoides llamadas lamelas (Figura 1). 
Los pigmentos fotosintéticos y los complejos enzimáticos necesarios para las 
reacciones luminosas (fase luminosa) que producen ATP y el NADPH, están 
incrustados en las membranas de los tilacoides y las lamelas. El ATP y el NADPH 
se liberan al estroma, donde se producen las reacciones de fijación al carbono 
(fase obscura). 
ANTECEDENTES 
 
23 
 
 
Figura 1. Esquema del cloroplasto, orgánulo fotosintético de las plantas verdes y algas 
(Stryer, 2000). 
 
2.3.1 Clorofilas antenas captadoras de energía 
El primer paso en la fotosíntesis es la absorción de luz por la clorofila. Los 
cloroplastos de las plantas superiores contienen clorofila a y clorofila b. La clorofila 
b difiere de la clorofila a en que tiene un grupo formilo en lugar de un grupo metilo 
en uno de sus pirroles. Las moléculas de clorofila son polienos con un poder de 
absorción muy fuerte en la región visible del espectro. 
Los espectros de absorción de la clorofila a y la clorofila b son diferentes, lo 
cual permite que los dos pigmentos complementen sus gamas de absorción en la 
región visible, así la luz que no es absorbida por la clorofila a 460 nm, es 
capturada por la clorofila b, que tiene un mayor poder de absorción a esa longitud 
de onda. 
Las clorofilas se encuentran asociadas a varios complejos proteicos y a la 
membrana tilacoidal, formando los complejos de captura de la luz (LHC), en los 
que las moléculas de clorofila están unidas entre sí. La energía captada por las 
moléculas de clorofila es transferida a un centro de reacción donde se llevan a 
cabo las reacciones químicas (Figura 2). 
ANTECEDENTES 
 
24 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Transferencia de la energía en un complejo de captación de luz. La energía de 
excitación que se origina en un fotón de luz, se desplaza de una molécula antena a otra 
hasta que llega a un centro de reacción. De ahí un electrón que se desprende, se 
transfiere a una molécula aceptora de electrones primaria y la energía queda atrapada 
(Mathews, 2008) 
 
2.3.2 Reacción de Hill 
En 1937, Robert Hill descubrió que los cloroplastos aislados, cuando se 
iluminan en presencia de un aceptor adecuado de electrones, tal como el 
ferricianuro, son capaces de producir oxígeno con la reducción simultánea del 
ferricianuro a ferrocianuro. 
La reacción de Hill demuestra que la liberación de oxígeno se realiza sin la 
presencia de CO2, ya que los aceptores de electrones artificiales como el 
ferricianuro lo sustituyen. 
H2O + aceptor oxid 1/2 O2 + aceptor red 
2.3.3 Reacciones lumínicas de la fotosíntesis 
La fotosíntesis requiere la interacción de dos reacciones lumínicas, una de 
ellas es producida por intensidades de longitud de onda inferiores a 680 nm, 
ANTECEDENTES 
 
25 
 
mientras que la otra ocurre con luz de longitudes de onda superior. La fotosíntesis 
en los organismos productores de oxígeno depende de la interacción de dos 
fotosistemas. 
El fotosistema I (FSI) es excitado por radiación de longitud de onda inferior 
a los 700 nm, generando un reductor fuerte que conduce a la formación de NADH. 
El fotosistema II (FSII), requiere una longitud de onda inferior a los 680 nm, 
produciendo un oxidante fuerte que da lugar a la formación de O2. La interacción 
de los dos fotosistemas genera un gradiente de protones trasmembranal y la 
consiguiente formación de ATP, proceso denominado fotofosforilación. Ambos 
sistemas se encuentran conectados por el complejo proteíco citocromo b6f y la 
proteína soluble plastocianina(Figura 3). 
 
Figura 3. Los fotosistemas I y II así como el complejo proteico citocromo b6f, son 
complejos proteicos físicamente separados, que están incluidos en la membrana tilacoide 
y se encuentran conectados mediante la plastocianina y plastoquinona. 
 
 
ANTECEDENTES 
 
26 
 
2.3.4 Fotosistema II. Fragmentación del agua 
El fotosistema II está constituido por un conjunto transmembranal de más 
de veinte cadenas polipetídicas, cataliza la transferencia de electrones promovida 
por la luz, entre el agua y la plastoquinona(Figura 3). El fotón captado por las 
clorofilas antena es conducido a una clorofila del centro de reacción, denominada 
P680. La excitación del centro de reacción hace pasar a la molécula de un estado 
basal a un estado excitado P680
*, convirtiéndose en un excelente agente reductor 
que transfiere rápidamente un electrón a un aceptor electrónico primario de menor 
energía: la feofitina (Ph). A continuación, el electrón se transfiere a las quinonas 
QA y QB. Finalmente dos electrones y dos protones que provienen del estroma son 
captados por la plastoquinona, la cual se reduce a plastoquinol (QH2) y se mueve 
hacia la porción lipídica de la membrana tilacoidal. 
El plastoquinol interactúa con el complejo citocromo b6f el cual cataliza la 
transferencia de electrones a la plastocianina (PC), una proteína que contiene 
cobre. Este complejo, transfiere los electrones desde el FSII al FSI. Al mismo 
tiempo, bombea protones desde el centro del estroma hacia el lumen del 
tilacoide(Figura 4). 
El centro de reacción P680 que ha quedado con un déficit de electrones, 
ahora es un oxidante fuerte P680
+. Los electrones se recuperan del agua, que se 
fragmenta en presencia de un aceptor electrónico, que es una proteína que 
contiene cuatro átomos de manganeso unidos con oxígeno. Este grupo metálico 
se encuentra en diversos estados de oxidación, lo cual le permite fragmentar dos 
moléculas de agua y donar cuatro electrones a P680, liberando cuatro protones al 
lumen del tilacoide(Figura 4). La reacción llevada a cabo por el fotosistema II se 
resume como: 
2 H20 4 H
+ + 4 e- + O2 
 
 
ANTECEDENTES 
 
27 
 
2.3.5 Fotosistema I: Formación de NADPH 
El fotosistema I es un complejo multiproteico que contiene al menos 11 
cadenas polipetídicas, clorofilas antena y un centro de reacción P700. La excitación 
por un fotón absorbido por las clorofilas antena asciende los electrones del P700 
desde un estado basal hasta un estado excitado, P700*. El fotón es capturado por 
un aceptor clorofílico A0, para formar A0
- (un potente reductor) y P700
+ que captura 
un electrón de la plastocianina reducida para regenerar P700, de manera que 
pueda ser nuevamente excitado. El electrón de un potencial muy elevado se une a 
una molécula de filoquinona A1, luego se transporta por una serie de tres proteínas 
hierro-azufre (Fx FB y FA). Por último, el electrón se transfiere a la ferredoxina 
soluble (Fd) que se encuentra en el estroma. La enzima 
ferredoxina:NADP+reductasacataliza la transferencia de electrones al NADP+ una 
vez que ha sido reducida por el fotosistema I: 
2 Fd(red) + H
+ 
+ NADP
+ 
 2 Fd(ox) + NADPH 
El NADPH producido por la oxidación de la ferredoxina se libera al estroma 
(Figura 4), en donde será utilizado para la fijación del CO2 (reacciones obscuras). 
La toma de un protón en la reducción de NADP+ contribuye a la generación de un 
gradiente de protones a través de la membrana del tilacoide. 
La reacción neta llevada a cabo por ambos fotosistemas se resume como: 
2 H2O + 2 NADP O2 + 2 NADPH + 2 H
+ 
La figura 4 resume el flujo electrónico desde el H2O al NADP
+, mediante la 
absorción de luz por el fotosistema II y I, así como la intervención del citocromo 
b6f. 
ANTECEDENTES 
 
28 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4. El flujo de electrones desde el H2O al NADP
+ (Leningher, 2008) 
 
2.3.6 ATP sintasa 
La ATPsintasa de los cloroplastos también es llamada complejo CF1-CF0. El 
CF0consta de 4 tipos de subunidades y conduce los protones a través de la 
membrana tilacoidal. El CF1 cataliza la formación de ATP a partir de ADP y Pi; se 
encuentra localizada en la superficie del estroma, por lo tanto, el ATP sintetizado 
se libera en el espacio del estroma. 
 
2.3.7 Flujo cíclico de electrones. 
Esta ruta sirve para generar ATP en situaciones en las que el NAPH es 
abundante y se dispone de poco NADP+. Además, la necesidad de ATP en las 
reacciones obscuras es considerable y es posible que no siempre sea plenamente 
satisfecha por el flujo electrónico no cíclico. 
ANTECEDENTES 
 
29 
 
El electrón de elevado potencial de la ferredoxina puede ser transferido al 
complejo del citocromo b6f en lugar del NADP
+. Este electrón regresa más tarde a 
la forma oxidada del P700 a través de la plastocianina. Este flujo cíclico de 
electrones origina un bombeo de protones llevado a cabo por el citocromo b6f. El 
gradiente de protones posibilita la síntesis de ATP sin la formación de NADPH. El 
FSII no participa en la fosforilación cíclica, y por lo tanto, no se forma O2 a partir de 
H2O. 
 
2.4 Fluorescencia de la clorofila a 
El proceso de la fotosíntesis inicia cuando la luz es absorbida por los 
pigmentos fotosintéticos en plantas, básicamente clorofila a, b y carotenoides. 
Parte de la energía absorbida es transferida como energía de excitación y es 
atrapada por el centro de reacción, en donde es utilizada para realizar trabajo 
químico. La otra parte de la energía es disipada como calor y en menor proporción 
es re-emitida como fluorescencia (energía luminosa de menor energía). 
Un fotón de luz roja (670 nm) contiene la suficiente energía para que una 
molécula de clorofila llegue a un primer estado excitado llamado singulete. La 
molécula excitada de clorofila permanece estable por un periodo menor de 10-8 s. 
En este periodo corto de tiempo ocurre el primer paso de la fotosíntesis, la 
separación de carga en el centro de reacción, el electrón en el nivel de energía 
más alto, se transfiere a un aceptor I, formando un aceptor reducido I-. Si la 
separación de carga no se lleva a cabo, la energía luminosa absorbida se libera 
como calor y/o fluorescencia cuando el electrón excitado de la molécula regresa a 
su estado basal [3] 
La relación entre los tres procesos: fotoquímico (P), fluorescencia (F) y calor 
(desactivación por radiación D) ha sido expresada matemáticamente utilizando 
constantes de velocidad de excitación vía fotoquímica kP; vía fluorescencia, kF y 
vía calor kD. Por lo tanto, el número total de excitaciones por segundo es: 
ANTECEDENTES 
 
30 
 
(kP + kF + kD)n 
Donde n representa el número de moléculas de clorofila. Cuando el proceso 
fotoquímico se lleva a cabo en condiciones de luz, cerca del 97% de los fotones 
absorbidos son utilizados para realizar trabajo químico, 2.5% son transformados 
en calor y 0.5% es re-emitido como fluorescencia roja. Si todos los centros de 
reacción del PSII se encuentran reducidos, del 95 al 97% de la energía absorbida 
es disipada como calor y cerca del 2.5 al 5.0% como fluorescencia [9]. 
La fluorescencia de la clorofila a es roja debido a que la diferencia de 
energía entre el nivel basal y el primer estado excitado (singulete) es igual a la 
energía de un fotón de luz roja. En condiciones naturales, la emisión de 
fluorescencia de los sistemas fotosintéticos cambia continuamente siguiendo su 
adaptación al medio ambiente. Diversos factores afectan la función del FSII, ya 
sea de manera directa o indirecta, lo cual modifica la emisión de la fluorescencia, 
esto es utilizado para revelar mecanismos de respuesta así como cuantificación de 
respuestas al estrés. Las primeras evidencias de la relación entre las reacciones 
primarias de la fotosíntesis y la emisión de la fluorescencia de la clorofila del FSII 
se tuvieron al exponer a la luz, hojas adaptadas a la oscuridad, donde se obtuvo 
un registro de emisión de fluorescencia roja llamada curva de inducción de 
fluorescencia o curva de Kautsky [29, 30] 
La cinética de la fluorescencia de la clorofila presenta cuatro inflexiones 
nombradas OJIP (Figura 5). Donde O es el valor mínimo de la fluorescencia Fo y 
aparece alrededor de los 50 s, en ese momento todos los centros de reacción 
están oxidados (abiertos). J se desarrolla a los 2 ms y está relacionada con la 
reducción parcial de QA. I se desarrolla a los 20 ms y está relacionada con la 
reducción parcial de QA y QB. P representa el valor máximo de la fluorescencia 
(Fm). 
 
ANTECEDENTES 
 
31 
 
 
Figura 5. Curva de inducción de la fluorescencia o curva de Kautsky que muestra cuatro 
inflexiones denominadas OJIP. (Bolhar-Nordenkampf, 1998) 
OBJETIVOS 
 
32 
 
3. OBJETIVOS 
 
3.1 Objetivo principal 
 
 Evaluar la posible actividad herbicida de los extractos orgánicos de 
propóleos colectados en distintas zonas de la República Mexicana 
 
3.2 Objetivos particulares 
 
1) Evaluar la actividad in vivo de los extractos orgánicos de propóleo en la 
germinación de semillas: Lolium perenne (monocotiledonea) y 
Physalisixocarpa (dicotiledónea). 
2) Evaluar la actividad in vivo de los extractos orgánicos de propóleo en 
fluorescencia de la clorofila a del fotosistema II y biomasa seca en Lolium 
perenne y Physalisixocarpa. 
3) Identificar el sitio y mecanismo de acción de los extractos activos en los 
ensayos anteriores a través de su actividad en síntesis de ATP y transporte 
de electrones. 
DESARROLLO EXPERIMENTAL 
 
33 
 
4. DESARROLLO EXPERIMENTAL 
 
4.1 Material vegetal 
 
Se utilizaron diferentes propóleos obtenidos en tres estados de la República 
Mexicana: Distrito Federal, Tlaxcala y Chiapas. Estos propóleos fueron 
proporcionados por los MVZ Andrea Correa y Ángel López Ramírez del 
Departamento de Abejas, Conejos y Peces de la Facultad de Veterinaria de la 
UNAM. Los propóleos fueron extraídos con etanol. Del extracto 1 obtuvieron dos 
fracciones como se muestra en la tabla 2. Este trabajo fue realizado en el 
Laboratorio 111 del Conjunto E por el Dr. José Fausto Rivero Cruz. 
Tabla 2. Extractos orgánicos de propóleo, disolvente y lugar de procedencia. 
Identificación Lugar de procedencia Disolvente 
 
Extracto 1 
 
San Pablo Oztotepec 
Milpa Alta 
 
 
Etanol 
 
 
 
Extracto 2 
 
Extracto 3 
 
Fracción I 
 
Fracción II 
 
Provienen del extracto 1 
Acetatode etilo 
 
 
Éter de petróleo 
 
Extracto 4 
 
Tlaxcala 
 
Etanol 
 
Extracto 5 
Chiapas 
Tapachula 
 
Etanol 
 
Extracto 6 
Chiapas 
Tapachula 
 
 
Etanol 
DESARROLLO EXPERIMENTAL 
 
34 
 
4.2 Bioensayos in vivo 
Se preparó una solución de 10,000 ppm del extracto o fracción pesando 10 
mg y disolviéndolo en 1 mL de DMSO. Esta solución se empleó para realizar todos 
los ensayos tanto in vitro como in vivo. 
Todos los ensayos se realizaron por triplicado. 
4.2.1 Germinación in vitro de Lolium perenne y Physalisixocarpa 
Para determinar el efecto de los diferentes extractos orgánicos de propóleo 
en la germinación y el crecimiento de semillas mono y dicotiledóneas, Lolium 
perenne (pasto) y Physalisixocarpa (tomate), se contaron 30 semillas de cada 
especie, posteriormente se lavaron con hipoclorito de sodio al 10% y se 
enjuagaron con agua estéril. Posteriormente, las semillas fueron sembradas en 
condiciones de esterilidad en una campana de flujo laminar (Veco) sanitizada 
previamente con etanol. Se emplearon cajas petri estériles, de la misma altura y 
diámetro, con 10 mL de agua estéril. A partir de la solución de 10,000 ppm se 
tomaron alícuotas de los extractos y fracciones para obtener las concentraciones 
de 50, 100 y 150 ppm. Se utilizaron tres controles de cada especie. Las cajas se 
sellaron con papel parafilm y se colocaron en un cámara de incubación (Lab line 
Instrumentes Inc., Ambi-Hi-Lo Chamber), por 6 días (tres para germinación y tres 
para la elongación del tallo y la raíz) a 27°C. Posteriormente se midió el tamaño 
del tallo y la raíz de cada especie y se cuantificó el número de semillas totales 
germinadas. 
 
4.2.2 Medición de la fluorescencia de la clorofila a en Physalisixocarpay 
Lolium perenne. 
Se sembraron plantas de tomate y pasto (Physalisixocarpa y Lolium 
perenne) las cuales se dejaron crecer 15 días en el invernadero. A partir de la 
solución de los extractos y las fracciones de 10,000 ppm se tomaron alícuotas 
para obtener concentraciones finales de 150 y 300 ppm en Tween al 0,05% y se 
DESARROLLO EXPERIMENTAL 
 
35 
 
asperjaron en las plantas mono y dicotiledóneas. También se emplearon las 
mismas concentraciones de DMSO para realizar el control positivo. 
A las 24, 48 y 72 horas después de asperjar, las plantas fueron sometidas a 
un periodo de adaptación a la oscuridad por 30 minutos, transcurrido este tiempo, 
las hojas fueron excitadas por luz emitida por tres diodos liberando 300 mM 
fotones m-2s-1 de luz roja (650 nm). Las curvas de inducción de fluorescencia de la 
clorofila a, se midieron a temperatura ambiente utilizando un aparato 
HansatechFluorescence Handy PEA (PlantEfficientAnalyzer). 
 
4.2.3 Biomasa seca 
Después de realizar la medición de la fluorescencia de la clorofila a, las 
plantas se dejaron crecer en el invernadero por 15 días más. Posteriormente 100 
plántulas de cada maceta fueron cosechadas y se pusieron a secar en una estufa 
Thelco Modelo 70 a65°C hasta peso constante. La biomasa seca se determinó 
empleando una balanza analítica OHAUS modelo AP10-0. 
 
4.3 Bioensayos in vitro 
4.3.1 Aislamiento de cloroplastos 
La metodología siguiente fue realizada en condiciones de obscuridad. 
Se utilizaron hojas de espinaca (Spinaceaolereaceae) para aislar los 
cloroplasto. Aproximadamente 50 g de hojas frescas, en buen estado, verdes y 
turgentes, se lavaron con agua y se secaron con hojas de papel adsorbente. 
Posteriormente, a las hojas secas se les quitó la punta y la nervadura. Las hojas 
fueron cortadas en trozos pequeños y se molieron utilizando una licuadora 
(Modelo L-21, Osterizer) con 250 mL de medio de aislamiento (Apéndice I). Una 
vez que las hojas se molieron, se filtraron a través de 8 capas de gasa, el filtrado 
DESARROLLO EXPERIMENTAL 
 
36 
 
se recibió en tubos de plástico los cuales se encontraban en baño de hielo y 
cubiertos de papel aluminio. 
El filtrado obtenido se centrifugó a 4000 rpm a 4°C durante 5 minutos 
(Centrifuga Modelo SorvalSuper T21, DUPONT), para obtener los cloroplastos. Se 
retiró el sobrenadante y los cloroplastos fueron resuspendidos en 2 mL de medio 
de aislamiento. 
La clorofila se cuantificó espectroscópicamente según el método de Arnon 
(1949), el cual consiste en aforar a un volumen de 5 mL de acetona, una alícuota 
de 20 L de cloroplastos resuspendidos, se dejaron en la oscuridad 5 minutos en 
un baño de hielo, posteriormente, para eliminar membranas y proteínas 
precipitadas, se centrifugaron a 4000 rpm durante 5 minutos (centrifuga clínica 
Modelo EBA 8S, Hettich). La cuantificación de la clorofila se realizó a dos 
longitudes de onda: 663 y 645 nm (Espectrofotómetro Beckman Modelo DU650). 
Empleando la siguiente formula, se calculó la concentración de la clorofila. 
[Chl]=8.05 (A663)+20.29 (A645) 
Dónde: 
 [Chl]= µg de clorofila por mL 
 8.05 y 20.29 = constantes establecidas experimentalmente a partir de los 
coeficientes de extinción para cada una de las longitudes de onda. 
 
4.3.2 Medición de la síntesis de ATP 
Para realizar esta medición, se utilizó un micro electrodo de combinación 
marca Orion, Modelo 8103 Ross conectado a un potenciómetro Corning, Modelo 
12 con escala expandida. Los cambios de pH fueron registrados en un aparato 
Gilson. 
Se agregaron en la cubeta de reacción: 3 mL de medio bomba (Apéndice), 
30 L de adenosindifosfato (ADP), 30 L de fosfato inorgánico (Pi), 7,5, 15, 30 y 
DESARROLLO EXPERIMENTAL 
 
37 
 
45 L de la solución de 10,000 ppm del extracto y fracción a probar para obtener 
concentraciones de 25, 50, 100 y 50 ppm. Se ajustó a pH 8. Posteriormente se 
adicionaron 60 g de clorofila obtenida de los cloroplastos aislados. Se iluminó 
durante 1 minuto con una lámpara de 60 W. 
La siguiente reacción muestra el consumo escalar de protones (H+) por ATP: 
[Mg*ADP]- + PO4
2- + H+ [Mg*ATP*H] 2- 
 
4.3.3 Transporte de electrones 
Se utilizó un oxímetro YSI (Yellow Spring Instrumental) modelo 5300, con 
un electrodo tipo Clark. Para medir el transporte de electrones basal, se agregó a 
la cubeta de reacción, 3 mL de medio de transporte de electrones con MV 
(Apéndice), 60 g de clorofila y se iluminó durante 3 minutos. 
El transporte de electrones fosforilante se realizó empleando el mismo 
medio que para el transporte basal, más 30 L de ADP, 30 L de fosfato 
inorgánico, 7,5, 15, 30 y 45 L de la solución de 10,000 ppm del extracto y fracción 
a probar para obtener concentraciones de 25, 50, 100 y 50 ppm y 60 g de 
clorofila. Se iluminó durante 3 minutos 
Para medir el transporte de electrones desacoplado, se utilizó el mismo 
medio que para el transporte basal, más 6 mM de NH4Cl. 
 
4.3.4 Medición de la velocidad del transporte de electrones del FS II 
El transporte de electrones desacoplado del FSII, se midió desde H20 a 
DCPIP (1). En la cubeta de reacción se agregaron 3 mL de medio de transporte de 
electrones para FS II (Apéndice), con 1 µM de DBMIB como inhibidor del paso de 
electrones al FSI. 
 
DESARROLLO EXPERIMENTAL 
 
38 
 
4.3.5 Medición de la velocidad del transporte de electrones del FS I 
Para determinar el flujo de electrones desacoplado del FSI (2), se 
emplearon 3 mL del medio de transporte de electrones para FS I (Apéndice) y 10 
M de DCMU. 
Para evaluar el transporte de electrones del FS I, incluyendo la 
plastoquinona (3), se utilizó el medio anterior y se adicionaron 200 M de TMQH2 
como donador de electrones. 
 
4.3.6 Medición de las reacciones parciales del FS II 
 La reacción parcial de H2O a SiMo (4) se determinó agregando a la cubeta 
de reacción 3 mL de medio para transporte de electrones H2O (Apéndice), y10 
M de DCMU. 
 La reacción parcial de DPC a DCPIP (5) se midió empleando cloroplastos 
tratados con Tris 0.8 M a pH 8.0. El tratamiento de los cloroplastos con Tris se 
llevó a cabo en condiciones de oscuridad durante 30 minutos a 4°C. 
Posteriormente,se centrifugó a 10,000 rpm Centrifuga Modelo SorvalSuper T21), 
durante 1 minuto y se resuspendieron en medio de aislamiento. En una celda 
espectrofotométrica de 5 mL se colocaron 3 mL de medio de transporte de 
electrones sin MV (Apéndice), además de 6 mM de NH4Cl, 200 M de DPC, 100 
M de DCPIP, 1 M DBMIB, 7,5, 15, 30 y 45 L de la solución de 10,000 ppm del 
extracto y fracción a probar y 45 g de clorofila. Se determinó la absorbancia a 
600 nm; posteriormente, se iluminó durante 2 minutos y se midió nuevamente la 
absorbancia a la misma longitud de onda. El blanco utilizado fue la mezcla de 
reacción sin DCPIP. 
 
 
 
DESARROLLO EXPERIMENTAL 
 
39 
 
4.3.7 Medición de las reacciones parciales del FS I 
La reacción parcial del FS I de PMS/ASC a MV (6) fue medida utilizando 
cloroplastos incubados con 30 mM de KCN (inhibidor del transporte de electrones 
a nivel de plastocianina), en la oscuridad durante 30 minutos a 4°C, se centrifugó a 
10,000 rpm (Centrifuga Modelo SorvalSuper T21), durante 1 minuto y se 
resuspendieron en medio de aislamiento. Se agregaron a la cubeta de reacción 3 
mL del medio de transporte de electrones, más 6 mM de NH4Cl, 300 M de 
ascorbato, 200 M de PMS. 
 
Figura 6. Transporte de electrones en cloroplastos, donde se muestran los sitios de 
inhibición (líneas punteadas) y los sitios de donación y acepción de electrones. 
 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
40 
 
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
5.1 Efecto de los extractos en la germinación y crecimiento de plántulas de 
Lolium perenne. 
Los extractos orgánicos de propóleo ensayados mostraron efecto inhibitorio 
sobre la germinación de las semillas de Lolium perenne. El extracto 1 inhibió la 
germinación a 50, 100 y 150 ppm, 7, 28 y 30% respectivamente, también inhibió la 
elongación del tallo 14% a ambas concentraciones 100 y 150 ppm. El crecimiento 
de la raíz se inhibió en 12, 19 y 20% a 50, 100 y 150 ppm respectivamente (Figura 
7). 
El extracto 2 inhibió la germinación 35% a la concentración 150 ppm y 27% 
a 50 y 100 ppm, también inhibió la elongación del tallo 19% a 150 ppm, y 16 y 
11% a 100 y 150 ppm, respectivamente (Figura 7). 
 
Extracto 1 
 
Extracto 2 
 
Figura 7. Actividad de los extractos orgánicos de propóleo 1 y 2 en la germinación (barras 
blancas), elongación del tallo (barras grises), y elongación de raíz (barras obscuras) de 
Lolium perenne. 
 
El extracto 3 inhibió la germinación 27% a 50 y 100 ppm y 35% a 150 ppm, 
además 3 disminuyó la elongación del tallo y de la raíz en 19 y 11%, 
respectivamente (Figura 8). 
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
41 
 
Extracto 3 
 
 
Fracción I 
 
Figura 8. Actividad del extracto orgánico de propóleo 3 y la fracción I en la germinación 
(barras blancas), elongación del tallo (barras grises), y elongación de raíz (barras 
obscuras) de Lolium perenne. 
 
Las fracciones I y II mostraron un marcado efecto inhibitorio en todos los 
parámetros medidos (germinación y elongación de tallo y raíz) dependiente de la 
concentración. La fracción Iinhibió la germinación 38% a 150 ppm, y disminuyó el 
tamaño del tallo 23 y 28% a 100 y 150 ppm, la elongación de la raíz la disminuyo 
29, 36 y 59% para cada concentración (Figura 8). Sin embargo, la fracción II 
inhibió la germinación 15, 35 y 47% a 50, 100 y 150 ppm respectivamente; la 
elongación del tallo la disminuyó 22, 24 y 32%, mientras que en la raíz disminuyó 
su crecimiento 52, 58 y 69%, respectivamente a las concentraciones de 50, 100 y 
150 ppm (Figura 9). Por los resultados presentados, estas dos fracciones que 
provienen del extracto I presentaron mayor actividad para las determinaciones 
realizadas. 
El extracto 4 inhibió la germinación 26% a 100 ppm, la cual se recuperó a 
150 ppm. 6 afectó ligeramente la elongación del tallo a 50 ppm y 100 ppm sin 
embargo a la concentración de 150 ppm, en lugar de disminuir el tallo, aumentó su 
tamaño en un 20%. La elongación de la raíz de L. perenne es la actividad que se 
ve más afectada con 6 al inhibirse a aproximadamente un 31% a 50, 100 ppm y 
29% a 150 ppm (Figura 9). 
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
 
[ppm]
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
42 
 
Extracto 4 
 
Fracción II 
 
Figura 9. Actividad del extracto orgánico de propóleo 4 y la fracción II en la germinación 
(barras blancas), elongación del tallo (barras grises), y elongación de raíz (barras 
obscuras) de Lolium perenne. 
 
El extracto 5 inhibió ligeramente la germinación (10% a 50pp, 12% a 100 
ppm y 17%), y el crecimiento del tallo se vio disminuido ligeramente a las dos 
últimas concentraciones. La elongación de la raíz se inhibió 17, 15 y 34% a 50, 
100 y 150 ppm (Figura 10). 
El extracto 6 mostró una inhibición de la germinación a 100 y 150 ppm de 
10 y 12% respectivamente, el crecimiento del tallo disminuyó 24, 26 y 33% a las 
tres concentraciones ensayadas y el crecimiento de la raíz disminuyó 26% a 50 y 
100 ppm, y 20%a 150 ppm (Figura 10). 
 
 
 
 
 
 
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
140
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
 
[ppm]
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
43 
 
Extracto 5 
 
Extracto 5 
 
Figura 10. Actividad de los extractos orgánicos de propóleo 5 y 6 en la (barras blancas), 
elongación del tallo (barras grises), y elongación de raíz (barras obscuras) de Lolium 
perenne. 
 
5.2 Efecto de los extractos en la germinación y crecimiento de plántulas de 
Physalisixocarpa. 
 
El extracto 1 disminuyó la germinación 18 y 20% a 100 y 150 ppm 
respectivamente. A las concentraciones de 50 y 100 ppm se estimuló el 
crecimiento del tallo 10 y 15% a las mismas concentraciones y a 150 ppm se 
inhibió 15%. Además el crecimiento de la raíz de P. ixocarpa se inhibió 24% a 50 
ppm, mientras que a 100 y 150, en lugar de inhibirse aumentó ligeramente arriba 
del 100% (Figura 11). 
El extracto 2 inhibió la germinación 20% a 100 ppm, y 10% a 150 ppm. La 
elongación del tallo aumentó aproximadamente un 10% a 50 y 100 ppm y a 150 
ppm se Inhibió 20%. 2 Estimuló el crecimiento de la raíz en todas las 
concentraciones ensayadas, hasta un 60% a 50 y 100 ppm y 20% a 150 ppm 
(Figura 11). 
 
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
 
[ppm]
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
44 
 
Extracto 1 
 
Extracto 2 
 
Figura 11. Actividad de los extractos orgánicos de propóleo 1 y 2 en la germinación 
(barras blancas), elongación del tallo (barras grises), y elongación de raíz (barras 
obscuras) de Physalisixocarpa 
 
Con el extracto 3 se observa que la germinación se inhibió 30% 
aproximadamente. a 50 y 100 ppm, y a 150 ppm se inhibe 37%: La elongación del 
tallo se inhibió con 3alas tres concentraciones ensayadas (50, 100 y 150 ppm) en 
10, 24 y 25% respectivamente. En este caso 3estimuló la elongación de la raíz a 
150 ppm, mientras que a 50 y 100 ppm no la afectó (Figura 12). 
La fracción I mostró ligero efecto inhibitorio en la germinación de las 
semillas de P. ixocarpa, en 10, 13 y 23% a 50, 100 y 150 ppm. Con 50 ppm, el 
tallo aumentó su crecimiento 15% aproximadamente. y a 100 y 150 ppm la 
elongación del tallo se inhibió en un 28%; sin embargo .la elongación de la raíz no 
se afectó a 50 ppm y a 100 y 150 ppm disminuyó ligeramente en un 9% (Figura 
12). 
En la Figura 13, se muestra que la fracción II inhibió la germinación 26 y 30 
% a 100 y 150 ppm, respectivamente, ya que a 50 ppm no mostró efecto. La 
elongación del tallo no se afectó con 50 ppm y si disminuyó 18% a las 
concentraciones de 100 y 150 ppm. La elongación de la raíz fue estimuladaa 
todas las concentraciones ensayadas. 
 
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
140
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
45 
 
Extracto 3 
 
Fracción I 
 
Figura 12. Actividad del extracto orgánico de propóleo 3 y la fracción I en la germinación 
(barras blancas), elongación del tallo (barras grises), y elongación de raíz (barras 
obscuras) de Physalisixocarpa 
 
Fracción II 
 
Extracto 4 
 
Figura 13. Actividad del extracto orgánico de propóleo 4 y la fracción II en la germinación 
(barras blancas), elongación del tallo (barras grises), y elongación de raíz (barras 
obscuras) de Physalisixocarpa 
 
El extracto 4 inhibió la germinación a 50 ppm (30%) y a 100 y 150 ppm 15 y 
27%, respectivamente. La elongación del tallo se inhibió solamente con 100 y 150 
ppm en 18 y 26%. En cambio la elongación de la raíz fue ligeramente estimulada a 
todas las concentraciones ensayadas (Figura 13). 
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
140
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
 
[ppm]
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
140
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
46 
 
El extracto 5 inhibió la germinación 34, 21 y 15% a 50, 100 y 150 ppm 
respectivamente, el crecimiento del tallo se inhibió en un 20 a 100 y 150 ppm, y la 
elongación de la raíz disminuyó 11% a 50 ppm, aumentó aproximadamente 10% a 
100 y 150 ppm (Figura 14). 
El extracto 6 inhibió la germinación 16, 34 y 18 % a 50, 100 y 150 ppm, 
respectivamente; la elongación del tallo se inhibió 18 y 30% a 100 y 150 ppm, y no 
presenta efecto significativo en la elongación de la raíz (Figura 14). 
 
Extracto 5 
 
Extracto 6 
 
 
Figura 14. Actividad de los extractos orgánicos de propóleo 5 y 6 en la germinación 
(barras blancas), elongación del tallo (barras grises), y elongación de raíz (barras 
obscuras) de Physalisixocarpa 
 
 De los resultados arriba presentados se observa que de todos los extractos 
de propóleo y las fracciones probadas en la germinación y crecimiento de las 
plántulas de Loluim perenne, las fraccionesI y II resultaron ser más activos para 
inhibir la germinación y la elongación del tallo y la raíz, siendo más afectado el 
crecimiento de la raíz. 
En la germinación y crecimiento de las plántulas de Physalisixocarpa, los 
resultados sugieren que de todos los extractos ensayados 3 y la fracción 
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
0 50 100 150
0
20
40
60
80
100
120
%
 d
e
 A
c
ti
v
id
a
d
[ppm]
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
47 
 
IImostraron mayor efecto inhibitorio en la germinación siendo más activo el 
extracto 3. La elongación del tallo no fue significativamente afectada por los 
extractos, sin embargo, el crecimiento de la raíz aumentó hasta un 60% con 2, un 
30% con 3 y más del 20% con la fracción II. Con estos resultados se puede 
concluir que los extractos 3, y las fracciones I y II pueden contener compuestos 
con potencial acción herbicida pre-emergente. Además la fracción Ies selectiva al 
inhibir el crecimiento de las raíces en plántulas de L. perenne, el extracto 3 es 
selectivo al inhibir la germinación de semillas de P. ixocarpa. Sin embargo la 
fracción II mostró efecto inhibitorio tanto en el crecimiento de las raíces de L. 
perenne y en la germinación de P. ixocarpa por lo que no presenta selectividad. 
5.3 Fluorescencia de la clorofila a en Lolium perenne 
De todos los extractos ensayados, los extractos 1, 2, 3 y la fracción III 
resultaron ser los más activos en la medición de la fluorescencia de la clorofila a 
en las plantas de Lolium perenne. El extracto 4 y la fracción II no mostraron ningún 
efecto (datos no mostrados). Se comparó el efecto de estos extractos con un 
control positivo que fue DCMU 50 M. 
 
5.3.1 Efecto del DCMU 50 M en plantas de Lolium perenne 
A las 24 horas de tratamiento de plantas de L. perenne con 50 M de 
DCMU se observó que el índice fotosintético PI(abs) disminuyó más del 50% y la 
fluorescencia variable relativa aumentó en doble a los tres tiempos de duración del 
ensayo. A las 24, 48 y 72 horas existe una disminución de los valores de PSIo y 
PHI(Eo), mientras que a las 48 y 72 horas el valor de PHI(Do) aumentó 50% lo 
cual nos indica que la energía absorbida se disipa en forma de calor. El transporte 
de electrones se ve disminuido y la absorción de fotones aumentó siendo más 
notable a las 72 horas (Figura 15 A, B y C). 
 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
48 
 
 
A 
 
B 
 
 
 
C 
 
 
Figura 15. Gráficas radar de los parámetros calculados a partir de las determinaciones de 
la fluorescencia de la clorofila a, medida en Lolium perenne después de 24 (A), 48(B) y 72 
(C) horas de tratamiento con DCMU 50 M 
 
 
 
 
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
49 
 
5.3.2 Efecto del extracto 1 en la fluorescencia de la clorofila a en Lolium 
perenne 
A las 24 horas de tratamiento con el extracto 1 en hojas de L. perenne se 
observó que a 150 ppm los valores de Sum K, Kn y Kp disminuyeron 40%, 
mientras que el valor de los centros de reacción activos aumentó 60%, así como la 
absorción de fotones (ABS/CS0), el atrapamiento (TR0/CS0) y el transporte de 
electrones (ET0/CS0); el valor del PI(abs) aumentó 10% (Figura 16 A). A 300 ppm 
se observó un efecto muy ligero en los parámetros anteriores, a esta 
concentración la dramática disminución de los parámetros Kn, Kp y Sum K ya no 
se observa, al contrario, aumentan ligeramente aproximadamente 10 % (Figura 16 
B).Al comparar el efecto del extracto 1 con el DCMU, se observa que a las 24 
horas las dos actividades no son comparables (Figura 16) 
 En la figura 17A y B se observa quelas plantas de L. perennea las 48 
horasdespués de ser asperjadas mostraron una recuperación a ambas 
concentraciones. Sin embargo a las 72 horas a 150 ppm (Figura 18 A) se observa 
quelos valores de Sum K, Kn y Kp disminuyeron 50%, mientras que el valor de los 
centros de reacción activos aumentó más del 30%, así como la absorción de 
fotones (ABS/CS0), el atrapamiento (TR0/CS0) y el transporte de electrones 
(ET0/CS0); el valor del PI(abs) aumentó 10%. A 300 ppm el efecto no es 
significativo (Figura 18 B). Comparando la actividad del extracto 1 con el DCMU 
se puede observar que el mecanismo por el cual este extracto afecta las plantas, 
es diferente al mecanismo de acción del DCMU. 
 
 
 
 
 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
50 
 
 
A 
 
B 
 
 C 
 
 
Figura 16. Gráficas radar de los parámetros calculados a partir de las determinaciones de 
la fluorescencia de la clorofila a, medida en Lolium perenne después de 24 horas de 
tratamiento con el extracto 1. A) 150 ppm B) 300 ppm C) DCMU 50 M 
 
 
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
1.5
1.7
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
51 
 
 
A 
 
B 
 
 C 
 
 
Figura 17. Gráficas radar de los parámetros calculadosa partir de las determinaciones de 
la fluorescencia de la clorofila a, medida en Lolium perenne después de 48 horas de 
tratamiento con el extracto 1. A) 150 ppm B) 300 ppm C) DCMU 50 M 
 
 
 
0.5
0.7
0.9
1.1
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
52 
 
 
A 
 
B 
 
 C 
 
 
Figura 18. Gráficas radar de los parámetros calculados a partir de las determinaciones de 
la fluorescencia de la clorofila a, medida en Lolium perenne después de 72 horas de 
tratamiento con el extracto 1. A) 150 ppm B) 300 ppm C) DCMU 50 M 
 
 
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
1.5
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
53 
 
5.3.3 Efecto del extracto 2 en la fluorescencia de la clorofila a en Lolium 
perenne 
 
En la figura 19 A se observa el efecto del extracto 2 a 150 ppm y 24 horas 
de tratamiento. Se observó que los valores de Sum K, Kn y Kp disminuyeron casi 
50%; se muestra un aumento de más del 30% en los centros de reacción activos 
(RC/CS0), en la absorción de fotones (ABS/CS0), en el atrapamiento de fotones 
(TR0/RC0) y en el transporte de electrones; este efecto es muy parecido al efecto 
que mostró el extracto 1 a la misma concentración y muy similar al efecto del 
DCMU. A la concentración de 300 ppm no se presentaron efectos significativos 
(Figura 19 B). 
A las 48 horas de tratamiento no se presentaron efectos significativos en 
ninguna de las dos concentraciones lo cual sugiere que existe recuperación por 
parte de la planta a 150 ppm y que a 300 ppm el extracto aún no ha penetrado en 
la hoja (Figura 20 A y B). Sin embargo a las 72 horas, a 150 ppm se vuelve a 
observar el mismo efecto que a 24 horas (Figura 21 A) por lo cual este extracto a 
esta concentración sí tiene efecto sobre la fotosíntesis de L. perenney a 300 ppm 
resultó no ser activo en esta medición (Figura 21 B). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
54 
 
 
A 
 
B 
 
 C 
 
 
Figura 19. Gráficas radar de los parámetros calculados a partir de las determinaciones de 
la fluorescencia de la clorofila a, medida en Lolium perenne después de 24 horas de 
tratamiento con el extracto 2. A) 150 ppm B) 300 ppm C) DCMU 50 M 
 
 
 
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
1.5
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
55 
 
 
A 
 
B 
 
 C 
 
 
Figura 20. Gráficas radar de los parámetros calculados a partir de las determinaciones de 
la fluorescencia de la clorofila a, medida en Lolium perenne después de 48 horas de 
tratamiento con el extracto 2. A) 150 ppm B) 300 ppm C) DCMU 50 M 
 
 
 
0.5
0.7
0.9
1.1
PI (abs) 
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0.5
0.7
0.9
1.1
PI (abs) 
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
56 
 
 
A 
 
B 
 
 C 
 
 
Figura 21. Gráficas radar de los parámetros calculados a partir de las determinaciones de 
la fluorescencia de la clorofila a, medida en Lolium perenne después de 72 horas de 
tratamiento con el extracto 2. A) 150 ppm B) 300 ppm C) DCMU 50 M 
 
 
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
1.5
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0.5
0.7
0.9
1.1
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
57 
 
5.3.4 Efecto del extracto 3 en la fluorescencia de la clorofila a en Lolium 
perenne 
 A las 24 horas de tratamiento con este extracto se observó que a 150 ppm 
los valores de Sum K, Kn y Kp disminuyeron más de 50%, mientras que el valor de 
los centros de reacción activos aumentaron 70%, así como la absorción de fotones 
(ABS/CS0), el atrapamiento (TRo/CS0) y el transporte de electrones (ET0/CS0); el 
valor del PI(abs) aumentó 10% (Figura 22 A). A 300 ppm se observó una 
disminución del 10% de PI(abs), Kn, Kp y Sum K y un aumento ligero de RC/CS0, 
ABS/CS0, TR0/CS0 y ET0/CS0 (Figura 22 B). 
A las 48 horas se mantiene el efecto de 150 ppm únicamente que los 
valores de RC/CS0, ABS/CS0, TR0/CS0 y ET0/CS0 se vieron aumentados un poco 
más del 30% (Figura 23A). A 300 ppm no se observaron efectos significativos 
(Figura 23 B) 
En la figura 24A se muestra que a 72 horas a 150 ppm existió una disminución 
del 10% del índice fotosintético, los valores de Sm, Sum K. Kn y Kp presentaron 
una recuperación ya que solo disminuyeron 10%, mientras que los valores de 
RC/CS0, ABS/CS0, TR0/CS0 y ET0/CS0 solo aumentaron 10% a esta 
concentración. A 300 ppm los valores de Sum K, Kn y Kp aumentaron 10% y los 
valores de PI(abs), RC/CS0, ABS/CS0, TR0/CS0 y ET0/CS0 disminuyeron 10% 
(figura 24 B). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
58 
 
 
A 
 
B 
 
 C 
 
 
Figura 22. Gráficas radar de los parámetros calculados a partir de las determinaciones de 
la fluorescencia de la clorofila a, medida en Lolium perenne después de 24 horas de 
tratamiento con el extracto 3. A) 150 ppm B) 300 ppm C) DCMU 50 M 
 
 
 
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
1.5
1.7
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
59 
 
 
A 
 
B 
 
 C 
 
 
Figura 23. Gráficas radar de los parámetros calculados a partir de las determinaciones de 
la fluorescencia de la clorofila a, medida en Lolium perenne después de 48 horas de 
tratamiento con el extracto 3. A) 150 ppm B) 300 ppm C) DCMU 50 M 
 
 
 
0.5
0.7
0.9
1.1
1.3
1.5
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0.5
0.7
0.9
1.1
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
0
0.5
1
1.5
2
PI (abs)
dV/dto
PHI(Po)
PSIo
PHI(Eo)
PHI(Do)
Sm
Sum K
KnKp
ABS/RC
TRo/RC
ETo/RC
RC/CSo
ABS/CSo
TRo/CSo
ETo/CSo
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
60 
 
 
A 
 
B 
 
 C 
 
 
Figura 24. Gráficas radar de los parámetros