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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
Maestría y Doctorado en Ciencias Bioquímicas 
 
 
Evaluación de las enzimas producidas por Aspergillus flavipes FP-500 para el 
diseño de preparaciones enzimáticas para el procesamiento de cítricos 
 
 
TESIS 
 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
 
Maestra en Ciencias 
 
 
PRESENTA: 
 
Brenda Guadalupe Piña Sánchez 
 
 
TUTOR PRINCIPAL 
 
Dr. José Guillermo de Jesús Aguilar Osorio 
Facultad de Química 
 
 
MIEMBROS DEL COMITÉ TUTOR Y ENTIDAD DE ADSCRIPCIÓN 
 
Dra. Romina María de la Paz Rodríguez Sanoja 
Instituto de Investigaciones Biomédicas 
 
Dr. Francisco Ruiz Terán 
Facultad de Química 
 
 
Javier
Texto escrito a máquina
CIUDAD UNIVERSITARIA, CD. MX., ABRIL 2017
Javier
Texto escrito a máquina
Javier
Texto escrito a máquina
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
I 
 
RECONOCIMIENTOS 
Este trabajo se llevó a cabo en el laboratorio 312 del Departamento de Alimentos y 
Biotecnología, Edificio E de la Facultad de Química, UNAM, bajo la tutoría del Dr. 
José Guillermo de Jesús Aguilar Osorio. 
 
Durante la realización de este trabajo se contó con el apoyo financiero por parte 
de CONACyT (Beca de Maestría No. 385435) y del “Programa de Apoyo a los 
Estudios del Posgrado” (PAEP). 
 
 
JURADO ASIGNADO: 
 
PRESIDENTE: Dra. María del Carmen Wacher Rodarte 
 Facultad de Química, UNAM 
 
VOCAL: Dr. Leonardo Peraza Reyes 
 Instituto de Fisiología Celular, UNAM 
 
VOCAL: Dr. Miguel Gimeno Seco 
 Facultad de Química, UNAM 
 
VOCAL: Dra. Norma Adriana Valdez Cruz 
 Instituto de Investigaciones Biomédicas, UNAM 
 
SECRETARIO: Dra. Irma Ofelia Bernal Lugo 
 Facultad de Química, UNAM 
 
 
COMITÉ TUTORAL: 
 
Dra. Romina María de la Paz Rodríguez Sanoja 
Instituto de Investigaciones Biomédicas, UNAM 
 
Dr. Francisco Ruiz Terán 
Facultad de Química, UNAM 
 
 
 
ASESOR 
 
Dr. José Guillermo de Jésus Aguilar Osorio 
 
 
SUSTENTANTE 
 
Q.A. Brenda Guadalupe Piña Sánchez 
II 
 
Reconocimientos 
 
 
Al Dr. Guillermo Aguilar por su enorme paciencia y dedicación. Gracias por 
brindarme la oportunidad de formar parte de su equipo, es usted un gran ejemplo 
de las muchas batallas que se pueden librar cuando se tiene tanto amor por la 
familia y por la investigación. 
 
A los miembros de mi comité tutoral porque semestre a semestre me instruyeron 
en mi trabajo de investigación y ayudaron a ampliar mis criterios y 
razonamientos. 
 
A los miembros de mi jurado porque afinaron el escrito final con sus acertados 
comentarios y sugerencias. 
 
A la UNAM y a la Facultad de Química que por varios años fueron mi hogar, por 
todos los momentos felices que viví en esta hermosa Universidad, y por todo lo 
que aprendí y experimenté en lo profesional y personal. 
 
 
Agradecimientos 
 
 
A Dios por la vida, por mi familia, por tanto amor que he recibido y por 
permitirme concluir esta etapa. 
 
A mis pilares Víctor Manuel y María Elena, gracias por la confianza y el apoyo, 
por ser grandes guías, por los valores que me dieron, y por enseñarme que sin 
duda el amor a la vida, a la profesión y a la familia son lo más importante. 
 
A mis modelos favoritos Manuel Adolfo y Andrea Victoria, gracias por ser 
excelentes compañeros de aventuras, confidentes y buenos aliados. Agradezco 
compartir con ustedes memorias de infancia y sueños de adultos. 
 
A mi héroe Ulises Sosa, gracias por estar conmigo y demostrarme día a día que a 
pesar de que unos tenemos más limitantes que otros, hay que fijarse metas y para 
lograrlas ser constante en el trabajo y aprendizaje, siempre con pasión y 
entusiasmo. 
 
A mi segunda familia “Los Delgado-Piña” gracias por estar siempre a mi lado y 
por compartirme su tiempo y sus logros. Lupita Piña, Fer Delgado, Betito, Mafer 
y Mili su afecto es muy valioso para mí. 
 
A todas esas personas especiales en mi vida, gracias por estar a la deriva y por 
darme ánimos y alegría. A Rosa Sánchez, Susana Sánchez, Rafael Sánchez, Juan 
Arciniega, Alhelí Arciniega, Jorge Arciniega, Paty Álvarez, Mónica Oliva, y en 
general a toda mi hermosa familia. 
III 
 
A la persona más perseverante Alejandro Figueros, gracias por mostrarme la 
otra cara de la inteligencia, por forzarme a mejorar y enfrentar los problemas, 
por convertirte en un gran amigo y por regalarme tantas experiencias. 
 
A mis amigos de la Facultad, del laboratorio, del trabajo y de la vida, gracias por 
compartir conmigo su buena vibra y cariño, espero que a pesar del tiempo y la 
distancia no nos perdamos la pista: Ana Laura, Alma, Aziliz, Giovanna, Liz, 
Karliux, Karlita, Mich, Dianis, Isa, Ruth, Ceci, Jacky, Naye, Jessy, Marcelo, 
Bengi, Ariel, Rafa, Alex Castillo, Serch, Vali, Luis, Isaac. 
 
Brenda Guadalupe Piña Sánchez 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Éxito: reírse mucho y con frecuencia, ganarse el respeto de personas inteligentes y el 
afecto de los niños, apreciar la belleza, encontrar lo mejor en los demás, dejar el 
mundo un poco mejor que antes, bien sea con un niño sano, un huerto o la redención 
de una condición social, saber que por lo menos una vida ha respirado con más 
facilidad porque has vivido. - Ralph Waldo Emerson 
IV 
 
 
CONTENIDO 
 
ABREVIATURAS .................................................................................................... 1 
 
LISTADO DE FIGURAS Y TABLAS ........................................................................ 2 
 
RESUMEN .............................................................................................................. 5 
 
ABSTRACT ............................................................................................................. 6 
 
1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................ 7 
 
2. JUSTIFICACIÓN ................................................................................................. 7 
 
3. HIPÓTESIS ......................................................................................................... 8 
 
4. OBJETIVOS ........................................................................................................ 8 
 4.1 Objetivo general ............................................................................................ 8 
 4.2 Objetivos particulares .................................................................................... 8 
 
5. ANTECEDENTES ............................................................................................... 9 
 5.1 Características de los hongos y generalidades de Aspergillus flavipes ........ 9 
 5.2 Características estructurales de los residuos agroindustriales .................... 10 
 5.3 Enzimas responsables de la degradación de los polisacáridos complejos . 14 
 5.4 Sistemas de fermentación para la producción de enzimas ......................... 16 
 5.5 Aplicaciones industriales de las enzimas: pectinasas y xilanasas ..............17 
 5.6 Sistemas de purificación de proteínas ......................................................... 19 
 5.7 Características botánicas y anatómicas de los cítricos ............................... 20 
 5.8 Producción y composición química de las frutas cítricas ............................ 21 
 5.9 Procesamiento de cítricos para la producción de jugos .............................. 25 
 5.10 Efecto del uso de pectinasas y xilanasas en el procesamiento de jugos .. 27 
 5.11 Producción de Naranja en México y características del jugo de naranja .. 28 
 
6. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................ 32 
 6.1 Microorganismo ........................................................................................... 32 
 6.2 Sustratos complejos .................................................................................... 32 
 6.3 Reactivos .................................................................................................... 32 
 6.4 Cultivo del microorganismo ......................................................................... 33 
 6.5 Obtención y conteo de la cosecha de las esporas ..................................... 33 
 6.6 Producción enzimática ................................................................................ 33 
 6.7 Obtención del filtrado enzimático crudo ...................................................... 33 
 6.8 Cuantificación de azúcares reductores ....................................................... 34 
 6.9 Ensayos para determinación de las actividades enzimáticas ...................... 34 
 6.10 Determinación de proteína ........................................................................ 36 
 6.11 Electroforesis desnaturalizante en geles de poliacrilamida: SDS-PAGE ... 37 
V 
 
 6.12 Zimogramas .............................................................................................. 37 
 6.13 Purificación de las enzimas producidas .................................................... 38 
 6.14 Extracción del jugo de naranja .................................................................. 38 
 6.15 Tratamiento enzimático de los jugos de naranja ....................................... 38 
 6.16 Determinación de propiedades fisicoquímicas a los jugos tratados .......... 39 
 
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .......................................................................... 41 
 7.1 Producción de los filtrados enzimáticos de Aspergillus flavipes FP-500 ..... 41 
 7.1.1 Selección del sustrato para la producción de pectinasas y xilanasas 41 
 7.1.2 Producción del filtrado de pectinasas de A. flavipes FP-500 .............. 47 
 7.1.3 Producción del filtrado de xilanasas de A. flavipes FP-500 ............... 53 
 7.1.4 Análisis de la preparación enzimática comercial Novozym ................ 57 
 7.2 Purificación de las enzimas de Aspergillus flavipes FP-500 ........................ 59 
 7.2.1 Purificación de la Endo-PG producida en cáscara de limón ................ 60 
 7.2.2 Purificación de las xilanasas producidas en olote de maíz ................ 67 
 7.3 Análisis del tratamiento enzimático aplicado al jugo de naranja ................. 77 
 7.3.1 Variaciones experimentales en el tratamiento enzimático .................. 77 
 7.3.2 Evaluación del tratamiento enzimático del jugo de naranja con los 
 concentrados y las enzimas purificadas de A. flavipes FP-500 ......... 84 
 7.3.3 Evaluación del tratamiento enzimático del jugo por ultrafiltración ...... 88 
 
8. CONCLUSIONES............................................................................................. 91 
 
9. ANEXO .............................................................................................................. 92 
 
10. BIBLIOGRAFÍA .............................................................................................. 98 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
ABREVIATURAS 
 
A. Aspergillus 
°C Grados Celcius 
CL Cáscara de limón 
CP Concentrado de pectinasas/Concentrado pectinolítico 
CX Concentrado de xilanasas/Concentrado xilanolítico 
DNS Ácido 3,5-dinitrosalicílico 
Endo-PG Endopoligalacturonasa 
Frac.(s) Fracción, fracciones 
FP Filtrado de pectinasas 
FX Filtrado de xilanasas 
h. Horas 
kDa Kilodalton 
mL Mililitro(s) 
mm. Milímetro 
min. Minutos 
MPM Marcador de peso molecular 
OM Olote de maíz 
PC Pectina cítrica 
SDS Dodecil sulfato de sodio 
SDS-PAGE Electroforesis desnaturalizante en geles de poliacrilamida 
ST Salvado de trigo 
Xln 1 Xilanasa de alto peso molecular 
Xln 2 Endoxilanasa 
U Unidades enzimáticas 
 
 
 
 
 
2 
 
LISTADO DE FIGURAS Y TABLAS 
 
Figura 1 Morfología microscópica de Aspergillus flavipes. 
Figura 2 Morfología macroscópica de Aspergillus flavipes FP-500 en Agar Sabouraud. 
Figura 3 Representación gráfica de la estructura de la celulosa, del xiloglucano y de la pectina. 
Figura 4 Modo de acción de las pectinasas. 
Figura 5 Modo de acción de las xilanasas. 
Figura 6 Sección transversal de una naranja. 
Figura 7 Diagrama de flujo del procesamiento de cítricos para la obtención de jugo. 
Figura 8 Producción de xilanasas de Aspergillus flavipes FP-500 en diferentes sustratos. 
Figura 9 Producción de exopectinasas de Aspergillus flavipes FP-500 en diferentes sustratos. 
Figura 10 pH, biomasa y actividad de endopectinasas a las 72 h en las pectinas de la Tabla 3. 
Figura 11 Producción de exopectinasas en los distintos tipos de pectinas de la tabla 3. 
Figura 12 Actividades enzimáticas de los filtrados crudos producidos por A. flavipes FP-500 y sus 
respectivos concentrados obtenidos mediante captura con la resina Streamline Q-XL. 
Figura 13 Actividades enzimáticas de los filtrados crudos producidos por A. flavipes FP-500 en 
PC y OM con sus respectivos concentrados obtenidos por ultrafiltración. 
Figura 14 Actividades enzimáticas producidas por Aspergillus flavipes FP-500 a las 72 h en 
cáscara de limón persa sin lavar y lavada. 
Figura 15 Comportamiento del pH durante la fermentación de Aspergillus flavipes FP-500 en CL. 
Figura 16 Cinética enzimática de la fermentación de Aspergillus flavipes FP-500 en CL. 
Figura 17 SDS-PAGE al 10 %. CP1, CP2 y CP3 - Concentrados de pectinasas (3 L) producidos 
en CL por Aspergillus flavipes FP-500. 
Figura 18 Perfil electroforético y zimográfico de CP1 (5 L). SDS-PAGE al 10 % (A). Zimograma 
de pectinasas (B). Zimograma de xilanasas (C). 
Figura 19 Comportamiento del pH durante la fermentación de A. flavipes FP-500 en OM. 
Figura 20 Cinética enzimática de la fermentación de Aspergillus flavipes FP-500 en OM. 
Figura 21 SDS-PAGE al 10 %. CX1, CX2 y CX3 - Concentrados de xilanasas (5 L) producidos 
en OM por Aspergillus flavipes FP-500. 
Figura 22 Perfil electroforético y zimográfico de CX1 (5 L). SDS-PAGE al 10% (A). Zimograma 
de pectinasas (B). Zimograma de xilanasas (C). 
Figura 23 Perfil electroforético y zimográfico de la preparación comercial Novozym (2 g). SDS-
PAGE al 10 % (A). Zimograma de pectinasas (B). Zimograma de xilanasas (C). 
Figura 24 Cromatograma iónico de las proteínas de CP2 (2 mL) producidas en CL por 
Aspergillus flavipes FP-500 empleando la columna UNOsphereTM Q. 
Figura 25 A: SDS-PAGE al 10 % de ciertas fracciones del cromatograma de la figura 26: carril 1 
– MPM, carril 2 – frac. 2, carril 3 – frac. 14, carril 4 – frac. 15, carril 5 – frac. 16, carril 6 
– frac. 17, carril 8 - frac. 19, carril 9 – frac. 20, carril 10 – CP2. B: Zimograma de 
pectinasas. 
Figura 26 Serie de cromatogramas de intercambio iónico de las proteínas de CP2 (5 mL) 
producidas en CL por A. flavipes FP-500, con sus respectivos gráficos de actividad 
enzimática y geles SDS-PAGE al 10 %. 
Figura 27 A: Cromatograma de las proteínas de 5 mL CP2 (Abs280nm) producidas en CL por 
Aspergillus flavipes FP-500(UNOsphereTM Q, pH 6.0) Flujo 1.0 mL/min. B: Actividad 
enzimática de las fracciones del cromatograma. C: SDS-PAGE al 10 %, Carril 1 – 
MPM; carril 2 – fracs. 5-7; carril 3 – fracs. 8-10; carril 4 – fracs. 17 y 18; carril 5 – fracs. 
19-22; carril 6 – fracs. 23-26. 
Figura 28 Cromatogramas de intercambio iónico en UNOsphereTM Q a pH 6.0 del CP2 producido 
en CL por A. flavipes FP-500 y sus correspondientes gráficas de actividad endo-
pectinolítica. 
Figura 29 Perfil de la Endo-PG purificada de A. flavipes FP-500 producida en CL. A: SDS-PAGE 
al 10 %. B: Zimograma de pectinasas. 
Figura 30 Separación de las proteínas de CX2 (5 mL) producidas en OM por A. flavipes FP-500 
empleando la columna Streamline Q-XL a pH 6.0. 
 
3 
 
Figura 31 Cromatograma iónico de las proteínas de CX2 (12 mL) producidas en OM por A. 
flavipes FP-500 usando la columna Econo Pac High Q a pH 6.0. 
Figura 32 (A) SDS-PAGE al 10 % (B) Zimograma de xilanasas. Fracciones del cromatograma de 
la figura 30. Carril 1 – MPM; carril 2 – CX2; carril 3 – frac. 1; carril 4 – frac. 2; carril 5 – 
frac. 3; carril 6 – frac. 4; carril 7 – frac. 8; carril 8 – frac. 9; carril 9 – frac. 10; carril 10 – 
frac. 11. 
Figura 33 Cromatograma iónico de las proteínas de CX2 (3 mL) producidas en OM por A. 
flavipes FP-500 empleando la columna UnospherereTM Q a pH 6.0. 
Figura 34 Cromatograma iónico de las fracciones 1 y 2 (4.5 mL) del cromatograma de la figura 
32 usando la columna UNOsphereTM S a pH 6.0. 
Figura 35 SDS-PAGE al 10 %. Carril 1 – MPM, carril 2 – frac. 0, carril 3 – fracs. 1-2, carril 4 – 
frac. 3 (carriles 2-4 con fracciones del cromatograma de la figura 33); Carril 5 – frac. 1; 
carril 6 – frac. 2; carril 7 – frac. 3 (carriles 5-7 con fracciones del cromatograma de la 
figura 34). 
Figura 36 SDS-PAGE al 10 % de fracciones del cromatograma de la figura 32. Carril 1 – MPM, 
carril 2 – frac. 13, carril 3 – frac. 14, carril 4 – frac. 15, carril 5 – frac. 16, carril 6 – frac. 
17, carril 7 – frac. 18, carril 8 – frac. 19, carril 9 – frac. 20. 
Figura 37 A: Separación cromatográfica del CX2 producido en OM por A. flavipes FP-500 con la 
columna UNOsphereTM Q a pH 6.0. B: Actividades enzimáticas de las fracciones. C: 
SDS-PAGE al 10 %. Carril 1 - MPM; carril 2 – fracs. 1-3; carril 3 – fracs. 4-7; carril 4 – 
frac. 8; carril 5 – fracs. 9-11; carril 6 – fracs. 13-16; carril 7 – fracs. 17-18; carril 8 – 
frac. 19; carril 9 – fracs. 20-23; carril 10 – fracs. 24-25. D: Zimograma de xilanasas. E: 
Zimograma de pectinasas. 
Figura 38 A, B y C - Separaciones cromatográficas (UNOsphereTM Q, pH 6.0) del CX2 producido 
en OM por A. flavipes FP-500. D: SDS-PAGE al 10 %. Carril 1 – MPM; carriles 2, 5 y 8 
– fracs. 1-6; carriles 3, 6 y 9 – fracs. 15-18; carriles 4, 7 y 10 – fracs. 20-23. 
Figura 39 A: SDS-PAGE al 10 % de Xln1 y Xln 2. B: Zimograma de xilanasas. 
Figura 40 Actividad específica de -xilosidasa de concentrado xilanolítico de A. flavipes FP-500 
producido en OM y los coctéles de xilanasas Xln-1 y Xln-2. 
Figura 41 Evaluación de las pectinasas contenidas en el CP3 producido por A. flavipes FP-500 
en CL mediante la cuantificación de azúcares reductores liberados de una solución de 
pectina al 1 % p/v (pH 3.5) a 30 °C. 
Figura 42 Disminución de la viscosidad de una solución de pectina al 1 % p/v (pH 4.2) tratada 
durante 90 minutos a 30 °C con tres concentraciones de endo-pectinasas del CP3 
producido por A. flavipes FP-500 en CL. 
Figura 43 Cinética del proceso de filtración del jugo de naranja tratado enzimáticamente con 13 
U de endopectinasas del CP3 a 30 °C durante 180 min. 
Figura 44 Volumen filtrado del jugo de naranja tratado con distintas concentraciones de la 
preparación comercial “Novozym” durante 90 min. a 30 °C. 
Figura 45 Volumen filtrado del jugo de naranja tratado con diferentes concentraciones de 
endopectinasas provenientes del CP3. 
Figura 46 Volumen filtrado del jugo de naranja tratado con 45 y 65 U de endopectinasas de CP3 
durante 120 min. a 30 °C. 
Figura 47 Volúmenes filtrados de los jugos de naranja tratados con 65 U de endopectinasas del 
CP3 durante 120 min. a 30 °C. 
Figura 48 % Sólidos insolubles en alcohol del jugo de naranja tratado con enzimas de CP3 
durante 120 min. a 30 °C. 
Figura 49 Porcentaje de fitración del jugo de naranja obtenido a los 5 minutos después del 
tratamiento enzimático efectuado con las dosis especificadas en la Tabla 12. 
Figura 50 Clarificación del jugo de naranja tratado enzimáticamente con las dosis especificadas 
en la Tabla 12. 
Figura 51 Sólidos insolubles en alcohol del jugo de naranja tratado enzimáticamente con las 
dosis especificadas en la Tabla 12. 
Figura 52 Cinética de ultrafiltración del jugo de naranja tratado con 100 U de endopectinasas de 
CP3 de A. flavipes FP-500 y 100 U de endopectinasas de Novozym. 
 
4 
 
Figura 53 Comportamiento del flux del jugo de naranja tratado con 100 U de endopectinasas de 
CP3 de A. flavipes FP-500 y 100 U de endopectinasas de Novozym durante el proceso 
de ultrafiltración. 
 
Tabla 1 Especificaciones físicas y químicas del jugo de naranja envasado. 
Tabla 2 Composición química proximal de frutos y jugos de naranja. 
Tabla 3 Características de las pectinas usadas para la producción de pectinasas. 
Tabla 4 Caracterización de los concentrados pectinolíticos. 
Tabla 5 Caracterización de los concentrados xilanolíticos. 
Tabla 6 Proteínas identificadas a partir del cultivo de A. flavipes FP-500 en OM. 
Tabla 7 Caracterización de la preparación enzimática comercial Novozym. 
Tabla 8 Purificación de la Endo-PG de A. flavipes FP-500. 
Tabla 9 Actividades que exhiben las xilanasas purificadas de A. flavipes FP-500. 
Tabla 10 Características fisicoquímicas de los jugos de naranja tratados con 25, 50 y 180 U de 
endopectinasas de CP3. 
Tabla 11 Características fisicoquímicas de los jugos de naranja tratados enzimáticamente con 
43 U y 63 U de endopectinasas de CP3. 
Tabla 12 Dosis de enzimas empleadas en el tratamiento de los jugos de naranja. 
Tabla 13 Actividades residuales del jugo de naranja después de la inactivación. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
 
RESUMEN 
 
 La capacidad de los hongos para secretar un amplio espectro de enzimas ha 
sido explotada por la biotecnología para la producción de éstas a nivel industrial. 
Además de las pectinasas, otras enzimas tales como las hemicelulasas y las 
celulasas se utilizan en la producción de jugos de frutas, con el objetivo de 
optimizar el procesamiento de estos productos, mejorando su rendimiento, 
clarificación y estabilidad durante su almacenamiento. Las pectinasas y xilanasas, 
utilizadas en la industria para elaborar jugos, con frecuencia provienen de hongos 
del genero Aspergillus, en especial de A. niger. 
 Este trabajo se llevó a cabo con una cepa autóctona blanca aislada por nuestro 
grupo de investigación e identificada como Aspergillus flavipes FP-500. Con el fin 
de producir pectinasas y xilansas se probaron diferentes residuos agroindustriales 
como única fuente de carbono, así como diferentes condiciones de cultivo. Las 
pectinasas se produjeron utilizando cáscara de limón persa, la cual contiene una 
abundante cantidad de pectina, mientras que las xilanasas usando olote de maíz, 
un sustrato con alto contenido de hemicelulosa. Los filtrados enzimáticos libres de 
células producidos por el hongo fueron ultrafiltrados para obtener un concentrado 
enriquecido en pectinasas (CP) y otro en xilanasas (CX). A partir de dichos 
concentrados, con el uso de cromatografía de intercambio iónico fue posible 
purificar una endo-poligalacturonasa (Endo-PG) y dos xilanasas (Xln1 y Xln2). Los 
concentrados, así como las enzimas purificadas fueron utilizaron en el tratamiento 
enzimático del jugo de naranja y se evaluó su acción de manera independiente y 
en combinación unas con otras, encontrando que la hidrólisis de las sustancias 
pécticas contenidas en el jugo de naranja debida a las enzimas producidaspor A. 
flavipes FP-500 contribuyen a mejorar el proceso de filtración del jugo de naranja, 
reducir los sólidos y aumentar la claridad. 
 
 
 
 
6 
 
ABSTRACT 
 
The ability of fungi to secrete a broad spectrum of enzymes has been exploited by 
biotechnology to produce these at an industrial level. In addition to pectins, other 
enzymes as hemicellulases and cellulases are used in the production of fruit 
juices, with the goal of optimizing the processing, improving their yield, clarification 
and stability during storage. The pectinases and xylanases, used in the industry to 
manufacturing juices, often come from fungi of the genus Aspergillus, especially A. 
niger. 
This work has been carried out with an Aspergillus white strain isolated by our 
research group and identified as Aspergillus flavipes FP-500. To produce 
pectinases and xylanases, different agroindustrial residues were tested as the only 
carbon source, as well as different culture conditions. The pectinases are produced 
using Persian lemon peel, which contains abundant amount of pectin, while the 
xylanases use corn cobs, a substrate with a high content of hemicellulose. Cell-
free culture filtrates produced by the fungus were ultrafiltered to obtain a 
concentrate enriched in pectinase (CP) and another in xylanase (CX). Both 
concentrates, were purified with the use of ion exchange chromatography. It was 
possible to purify one endo-polygalacturonase (Endo-PG) and two xylanases (Xln1 
and Xln2). Concentrates as well as purified enzymes were used in the enzymatic 
treatment of orange juice and their action was evaluated independently and in 
combination with others. Our finding indicated that the hydrolysis of pectic 
substances contained in orange juice due to enzymes produced by A. flavipes FP-
500 contribute to improve the filtration process of orange juice, reduce the 
insoluble solids and increase clarity. 
 
 
 
 
 
 
7 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
 Los hongos son heterótrofos para el carbono, lo que les impone la 
necesidad de explotar medios orgánicos, y juegan un papel muy importante en la 
naturaleza (Des Abbayes et al., 1989). Para acceder a una gran variedad de 
sustratos o penetrar los tejidos del huésped, los hongos producen numerosas 
enzimas extracelulares (De Vries y Visser, 2001). La regulación de la secreción de 
las enzimas hidrolíticas es compleja y dependiente del sustrato específico en el 
que crece el hongo (Aro et al., 2005). 
 En el sector agroindustrial, el uso de enzimas conlleva a la optimización de los 
procesos, a reducir los costos de energía y a mejorar tanto la calidad como la 
seguridad nutricional de los alimentos, contribuyendo así al desarrollo de nuevos 
productos y diversas aplicaciones para los productos agrícolas (Minusse et al., 
2002, Ribeiro et al., 2010). 
 
2. JUSTIFICACIÓN 
 
 Debido a la importancia del procesamiento de frutas para su preservación y 
posterior consumo, y a la necesidad de la industria por hacer más eficientes los 
procesos, se utilizan enzimas que permiten obtener mayores rendimientos durante 
la extracción y concentración de jugos y néctares, dichas enzimas en ocasiones 
además mejoran sus características físicas, químicas y sensoriales. Las 
pectinasas son ampliamente usadas para hidrolizar a la pectina, así como flocular 
y sedimentar las sustancias que causan la turbidez, mejorando el proceso de 
filtración y estabilidad de los jugos y de sus concentrados. Su aplicación es de tal 
importancia, que continuamente se estudian y mejoran los microorganismos 
responsables de su producción, con el fin de obtener actividades enzimáticas cada 
vez más altas y mezclas de enzimas más específicas y eficaces, lo que aumenta 
el valor comercial de las preparaciones enzimáticas disponibles en el mercado. 
 La trascendencia de analizar la producción y una posible aplicación de las 
pectinasas y xilanasas producidas por Aspergillus flavipes FP-500, radica en que 
8 
 
es una cepa poco común que tiene la ventaja de utilizar residuos agroindustriales 
como única fuente de carbono para producir altos títulos de enzimas responsables 
de la degradación de polisacáridos de la pared celular vegetal. Por todo lo 
anterior, se considera un buen candidato para la producción de enzimas 
hidrolíticas que pudieran tener una aplicación en procesos a nivel industrial. 
 
3. HIPÓTESIS 
 
Si la producción de enzimas esta relacionada con la naturaleza del sustrato, 
entonces la utilización de sustratos ricos en pectina y xilano permitirá la 
producción de pectinasas y xilanasas, respectivamente, por Aspergillus flavipes 
FP-500. Al tratar el jugo de naranja con éstas enzimas hidrolíticas, los 
polisacáridos del jugo disminuirán facilitando su procesamiento. 
 
4. OBJETIVOS 
 
4.1 Objetivo general 
 Evaluar el potencial de las pectinasas y xilanasas producidas en sustratos 
complejos por Aspergillus flavipes FP-500 en el procesamiento de naranja para la 
obtención de jugo. 
4.2 Objetivos particulares 
 Producir pectinasas y xilanasas de Aspergillus flavipes FP-500 utilizando 
diferentes residuos agrícolas como fuente de carbono. 
 Establecer una técnica para separar y purificar la endopoligalacturonasa y al 
menos una de las xilanasas producidas por Aspergillus flavipes FP-500. 
 Diseñar preparaciones enzimáticas combinando en diferentes proporciones 
filtrados enzimáticos crudos y las enzimas parcialmente purificadas. 
 Evaluar la eficiencia de las preparaciones enzimáticas obtenidas del hongo en 
el procesamiento de jugo de naranja mediante la comparación con una 
preparación enzimática comercial destinada a este fin. 
 
9 
 
5. ANTECEDENTES 
 
5.1 Características de Aspergillus flavipes 
 Aspergillus flavipes crece desde 6-7 °C hasta 38-40 °C, con una temperatura 
óptima de 26-28 °C (Domsch et al., 1980). Es capaz de crecer en, al menos, 25 % 
(p/v) de NaCl, lo que corresponde a un Aw de 0.82 a 25 °C (Tresner y Hayes, 
1971) y es común en los suelos tropicales (Domsch et al., 1980). A. flavipes en 
ocasiones se reproduce sexualmente y su teleomorfo corresponde al género 
Fennellia (Wiley y Simmons, 1973). 
 Se ha reportado que A. flavipes causa el deterioro de una variedad de frutas 
tropicales, ha sido encontrado en trigo de Francia y se ha aislado en bajos niveles 
a partir de yuca, cacahuates y cilantro en el sudeste de Asia (Pitt y Hocking, 
2009), sin embargo, hasta ahora no se ha reportado que produzca micotoxinas. 
 A. flavipes produce hidrolasas de polisacáridos como las -galactosidasas 
(Ozsoy y Berkkan, 2003) y pectinasas, en especial poligalacturonasas del tipo 
endo y exo, y pectin-liasas (Solís et al., 1997). Además, se ha visto que produce 
una variedad de metabolitos secundarios (Frisvad y Filtenborg, 1990), incluyendo 
a la lovastatina (Varela et al., 2005), una L metioninasa (El-Sayed y Ashraf, 2011) 
y dos inhibidores de la péptido deformilasa (Kwon et al., 2010). 
 En términos generales, Aspergillus es un género de hifomicetos, caracterizado 
por la formación de conidióforos con grandes y pesados estipes amurallados y 
ápices hinchados, denominados vesículas, las cuales usualmente son esféricas, 
pero alargadas, las vesículas llevan abarrotadas fiálides, o métulas y fiálides 
(Fig.1). 
 
Figura 1 – Morfología microscópica de Aspergillus flavipes (Pitt y Hocking, 2009). 
Vesícula 
Métulas 
Fiálides Conidios 
Conidióforo 
10 
 
 Respecto a su morfología macroscópica, a los 7 días a 25 °C, las colonias de 
Aspergillus flavipes en CYA “Czapek Yeast Agar” son ahondadas pero 
aterciopeladas, tienen un diámetro de 15 - 30 mm, es radialmente surcado, y en 
algunas ocasiones con centro lanudo; micelio de blanco a amarillo; sus cabezas 
conidiales distribuidas uniformemente sobre la superficie de la colonia, de color 
naranja pálido grisáceo; a veces presenta un exudado claro; el reversode la 
colonia es color amarillo claro o marrón amarillento brillante. Las colonias en MEA 
“Malt Extract Agar” son planas y aterciopeladas, a veces ligeramente granulares, 
tienen un diámetro de 20 - 30 mm, micelio blanco, apenas visible, de baja 
producción de conidios color naranja marrón pálido; el reverso de la colonia es de 
amarillo grisáceo a marrón dorado (Pitt y Hocking, 2009). 
 
 
Figura 2 – Morfología macroscópica de Aspergillus flavipes FP-500 en Agar Sabouraud. 
 
 
 Las colonias de Aspergillus flavipes FP-500 en Agar Sabouraud a las 96 h de 
incubación a 37 °C son abultadas y aterciopeladas, tienen un diámetro de 20-30 
mm, es radialmente surcado; micelio blanco a beige (Figura 2); sus cabezas de 
conidios distribuidos sobre la superficie de las colonias de forma uniforme; el 
reverso de la colonia es de color amarillo a marrón. 
 
5.2 Características estructurales de los residuos agroindustriales 
 El incremento de la demanda energética atrae la atención mundial en la 
utilización de recursos renovables, residuos agrícolas y forestales, en particular, 
los que se componen de celulosa, almidón, lignina, xilano y pectina. Varios 
microorganismos son capaces de utilizar estas sustancias como fuente de 
11 
 
carbono y energía, mediante la producción de una amplia gama de enzimas en 
diferentes nichos ambientales (Biscaro et al., 2009). 
 Los residuos agroindustriales constituyen sustratos complejos, los cuales son 
compuestos orgánicos que no han sufrido alteraciones en su estructura. Los 
hongos tanto saprófitos como patógenos suelen utilizar como nutrimentos materia 
orgánica en su estado natural. El empleo de sustratos complejos en su forma 
nativa permite evaluar la capacidad y potencial que tienen los hongos para 
degradar sus diferentes componentes. Así mismo nos dan la posibilidad de 
conocer acerca de las enzimas necesarias para la degradación de este tipo de 
materiales. 
 La cáscara de limón es la corteza que rodea dicha baya cítrica, la cual es muy 
suave al tacto y otorga al limón su color y olor tan característicos. La cáscara 
deshidratada representa aproximadamente un 14 % de rendimiento obtenido en la 
industria de la citricultura. La cáscara de limón constituye la materia prima para la 
fabricación de ácido cítrico, pectinas y aceites esenciales. La composición química 
proximal de la cáscara de limón es 81.6 % de humedad, 16.0 % de carbohidratos 
incluyendo fibra, de este último porcentaje un 35 % corresponde a pectina (Sinclair 
y Crandall, 1949), 1.5 % de proteína, 0.3 % de grasas, 0.6 % de cenizas (calcio, 
fósforo, hierro, sodio y potasio), y en porciones mucho más bajas contiene 
vitamina A, tiamina, riboflavina y niacina (Morton, 1987). 
 El olote de maíz es un desecho del elote que contiene gran cantidad de 
azúcares que pueden ser utilizados para producir compuestos como bioetanol y 
biocombustibles (Cao et al., 1996; Adesanya y Raheem, 2009). La bioconversión 
de la lignocelulosa en biocombustible a partir de olote de maíz (una materia prima 
no comestible y económica) ha sido imprescindible para la renovación de energía. 
La composición aproximada del olote de maíz es de 32 % de celulosa, 35 % de 
hemicelulosa, 20 % de lignina y 4 % de cenizas (Tada et. al., 2004). 
 El salvado de trigo es uno de los principales subproductos que se obtiene 
durante la molienda del grano de trigo (13 – 17 %), y corresponde a las capas 
externas del grano, más concretamente al pericarpio con sus tres subcapas: 
epicarpio, mesocarpio y endocarpio, las cuales tienen como función dar protección 
12 
 
a los granos. La composición química de la fibra del salvado de trigo es compleja, 
se sabe que contiene esencialmente celulosa, lignina, pentosanos y polímeros a 
base de xilosa y arabinosa, los cuales están fuertemente unidos a las proteínas. 
Las proteínas representan aproximadamente un 16 % del total de la materia seca 
del salvado, mientras que los carbohidratos un 16 – 18 % y la grasa tan solo un 
4.0 - 4.5 %. El salvado de trigo es rico en vitaminas del complejo B y su contenido 
mineral es bastante alto 7.2 % (Cornell, 2003). 
 La cáscara de limón, el olote de maíz y el salvado de trigo, sos residuos 
agroindustriales que se utilizan como sustratos para producir enzimas, puesto que 
están compuestos principalmente por polisacáridos complejos, entre los que 
destacan la celulosa, la hemicelulosa y la pectina (Fig. 3). 
 
 
Figura 3 – Representación gráfica de la estructura de la celulosa (Copyright © 2009 by General 
Biomass Company. All Rights Reserved), del xiloglucano (Joseleau y Perez, Glycopedia) y de la 
pectina (Mohnen, 2008). 
 
 La celulosa es el compuesto orgánico de origen natural más abundante en la 
corteza terrestre. Es un polímero lineal que consiste en una estructura muy 
ordenada (fibras) y se presenta en todo el reino vegetal como parte estructural de 
la pared celular (Melo y Cuamatzi, 2004). Está compuesta de residuos de D-
glucosapiranosas unidos mediante enlaces glucosídicos -1,4 formando grandes 
cadenas lineales, las cuales se enlazan entre sí por puentes de hidrógeno. 
13 
 
 La hemicelulosa es un polisacárido muy heterogéneo. El xilano encontrado en 
cereales y maderas duras es el principal polímero que conforma a la hemicelulosa, 
consiste en un esqueleto de residuos de D-xilosa unidas mediante enlaces -1,4 
que puede ser sustituido por diferentes grupos secundarios como L-arabinosa, D-
galactosa, acetilo, feruloil, -coumaroil, y residuos de ácido glucurónico (Wilkie y 
Woo, 1977). El galacto(gluco)manano es la segunda estructura de la hemicelulosa 
y se encuentra comúnmente en maderas duras y blandas (Timell, 1967), consta 
de un esqueleto de residuos de D-manosas y D-glucosas unidas mediante enlace 
-1,4 con residuos adyacentes de D-galactosa. El xiloglucano es otro tipo de 
hemicelulosa que está presente en la pared celular de las dicotiledóneas y 
algunas monocotiledóneas, que consiste en un esqueleto de residuos de D-
glucosa unidas por enlaces -1,4 sustituido por residuos D-xilosa, L-arabinosa y 
D-galactosa, los residuos de xilosa pueden estar unidos a su vez con residuos de 
L-fucosa. 
 La pectina es otro heteropolisacárido que consiste en un esqueleto de residuos 
de ácido D-galacturónico unidos mediante enlaces -1,4. En la estructura de la 
pectina se han identificado dos regiones diferentes. La región lisa está formada 
por una cadena principal de residuos de ácido D-galacturónico unidos en posición 
-1,4 y estos pueden estar sustituidos por grupos de acetilo o metilo. La región 
ramificada coloquialmente llamada “peluda”, está formada principalmente por el 
ramnogalacturonano I. Este está constituido de una cadena principal de ácido D-
galacturónico y la cadena está interrumpida por residuos de L-ramnosa en 
posición -1,2 y los residuos de L-ramnosa están sustituidos por cadenas laterales 
de arabinanos y galactanos en posición -4. Otra parte de la región ramificada 
está conformada por el ramnogalacturonano II (RG-II), un polisacárido de 
aproximadamente 30 unidades con una cadena principal de residuos de ácido D-
galacturónico unidos en posición -1,4. Esta cadena principal está sustituida con 
cadenas laterales de hasta 11 azúcares diferentes poco comunes como son la 
apiosa, el ácido acerínico, el ácido 2-ceto-3-desoxi-D-mano-octulosónico y la 2--
metil-L-fucosa. Esta región de la pectina está muy conservada tanto en su 
composición como en su estructura (De Vries y Visser, 2001). 
14 
 
5.3 Enzimas responsables de la degradación de los polisacáridos complejos 
 El esqueleto de pectina puede hidrolizarse por las pectin-liasas (EC 4.2.2.10), 
las pectato-liasas (EC 4.2.2.2), y las poligalacturonasas (EC 3.2.1.15 y 3.2.1.67). 
Estas enzimas degradan la cadena principal de pectina y pueden dividirse en 
hidrolasas y liasas, de acuerdo con el tipo de mecanismo porel cual hidrolizan al 
polisacárido. Las pectinasas se dividen en dos grupos: esterasas, las cuales 
saponifican el sustrato, es decir, catalizan la des-esterificación de la pectina para 
remover los metoxi ésteres; y despolimerasas, que catalizan el rompimiento de los 
enlaces -1,4 glucosídicos del ácido D-galacturónico de la pectina (Jayani et al., 
2005). 
 Las enzimas pectinolíticas se han clasificado con base en la forma o frecuencia 
con la que estas enzimas rompen la molécula de la pectina (frecuencia de corte) y 
pueden ser de tipo “exo” o “endo” (Fig. 4). Las enzimas tipo “exo” rompen el 
enlace glicosídico en el extremo reductor de la molécula de la pectina formando 
monómeros, dímeros y trímeros como productos finales. Las enzimas tipo “endo” 
tienen su sitio de corte en extremos no reductores de la molécula y generan 
oligómeros de entre 5 y 7 unidades, lo que ocasiona la disminución de la 
viscosidad de una solución de pectina (Baltz et al., 2010 y Bennett, 1998). Otra 
clasificación se dio debido al mecanismo por el cual despolimerizan a la pectina, 
en hidrolasas y liasas. El mecanismo de acción de las hidrolasas es mediante la 
adición de una molécula de agua para poder romper el enlace glucosídico. Las 
liasas rompen el enlace glicosídico por un mecanismo de acción conocido como 
trans-eliminación o -eliminación, dando lugar a la formación de una doble 
ligadura entre los carbonos 4 y 5 de la molécula de ácido galacturónico 
(Lineweaver y Jasen, 1951). 
 Las enzimas accesorias que intervienen en la degradación de carbohidratos 
complejos, en contraste con las enzimas descritas anteriormente, no actúan sobre 
las cadenas principales, sino sobre los sustituyentes o cadenas laterales de la 
pectina y la hemicelulosa. Algunas de estas enzimas hidrolizan los enlaces entre 
un residuo de la cadena principal y el sustituyente, mientras que otras rompen los 
15 
 
enlaces internos o terminales de dichas cadenas laterales (De Vries y Visser, 
2001). 
 El galactano de las cadenas laterales de la pectina se hidroliza mediante las 
endogalactanasas (EC 3.2.1.89), exogalactanasas, y -galactosidasas. 
 Las endoarabinasas (EC 3.2.1.99) hidrolizan los enlaces -1,5 del arabinano 
presente en las cadenas laterales de los polisacáridos de pectina. 
 La eliminación de los residuos de D-galactosa de los polisacáridos de la pared 
celular de plantas requiere de la acción de las -galactosidasas (EC 3.2.1.22) y -
galactosidasas (EC 3.2.1.23). 
 
 
Figura 4 – Modo de acción de las pectinasas (modificado de Willats et al., 2006). 
 
 
 La biodegradación del esqueleto de xilano depende principalmente de dos 
clases de enzimas (Fig. 5). Las endoxilanasas (EC 3.2.1.8) son capaces de liberar 
oligosacáridos más pequeños a partir del xilano, los cuales a su vez son 
degradados a xilosa por la acción de las -xilosidasas (EC 3.2.1.37). 
 Los residuos de ácido glucurónico y sus 4-o-metil éteres se pueden extraer del 
esqueleto del xilano por acción de las -glucuronidasas (EC 3.2.1.131). La enzima 
actúa principalmente en xilooligómeros pequeños y por tanto depende de la acción 
de endoxilanasas. Se ha reportado la sinergia que existe entre las -
16 
 
glucuronidasas y las endoxilanasas, y entre las -glucuronidasas y las -
xilosidasas (De Vries et al., 2000 y De Vries et al., 1998). 
 Las -D-Xilosidasas pueden liberar residuos de xilosa a partir del xiloglucano. 
Estas enzimas son altamente específicas, ya que solo actúan sobre enlaces de 
residuos de xilosa (Yoshikawa et al., 1993), pero difieren con respecto al tipo de 
glucósido que pueden hidrolizar. 
 La degradación del esqueleto de galacto(gluco)manano depende de la acción 
de las endomananasas (EC 3.2.1.78) y las -manosidasas (EC 3.2.1.25). 
 
 
Figura 5 – Modo de acción de las xilanasas (modificada de Beg et al., 2001). 
 
 
 En la biodegradación de la celulosa participan cuatro clases de enzimas. Las 
endoglucanasas (EC 3.2.1.4) hidrolizan la celulosa a glucooligosacáridos. Las 
celobiohidrolasas (EC 3.2.1.91) liberan celobiosa de la celulosa cristalina. Las -
glucosidasas (EC 3.2.1.21) degradan los oligosacáridos hasta glucosa. Y por 
último las exoglucanasas son capaces de liberar glucosa a partir de celulosa y 
glucooligosacáridos. 
 
17 
 
5.4 Sistemas de fermentación para la producción de enzimas 
 El proceso de fermentación se conoce desde hace mucho tiempo; sin embargo, 
cada día se estudian nuevas técnicas para optimizarlo; ya sea mediante el 
mejoramiento del microorganismo (por ingeniería genética, fusión de protoplastos, 
mutagénesis y otras técnicas de microbiología aplicada y biología molecular) y/o la 
selección de los medios óptimos, así como el control de los diversos parámetros 
que determinan el crecimiento y producción del microrganismo y sus metabolitos. 
 Se conocen varios tipos de fermentación como son: la fermentación sumergida 
tanto en suspensión como con células inmovilizadas y la fermentación en sustrato 
sólido. La primera involucra aquellos procesos que se realizan con los agentes 
biológicos inmersos en la fase acuosa, y la fermentación sumergida con células 
inmovilizadas es semejante a la anterior, excepto que los agentes biológicos están 
unidos a soportes insolubles en agua. Con respecto a la fermentación en sustrato 
sólido, ésta se efectúa con la utilización de materiales insolubles en agua y con 
poca agua en el sistema (García et al., 2004). 
 La fermentación sumergida es el cultivo de microorganismos en un medio 
líquido con nutrientes. Las enzimas industriales se pueden producir usando este 
proceso. Esto implica el cultivo de microorganismos cuidadosamente 
seleccionados (bacterias u hongos) en recipientes cerrados que contienen un rico 
medio de nutrientes (el medio de fermentación) y una alta concentración de 
oxígeno. A medida que los microorganismos descomponen los nutrientes, liberan 
las enzimas deseadas en la solución (Renge et al., 2012). 
 La producción de enzimas es un campo de la biotecnología en crecimiento, las 
cifras anuales de ventas mundiales, así como el número de patentes y artículos de 
investigación relacionados con este campo van en aumento. La mayoría de los 
fabricantes que producen enzimas utilizan técnicas de fermentación sumergida 
con títulos enzimáticos en el rango de gramos por litro, sin embargo, existe un 
nuevo interés en desarrollar técnicas de fermentación en estado sólido para 
producir una gran variedad de enzimas producidas por hongos (Viniegra-González 
et al., 2003). 
 
18 
 
5.5 Aplicaciones industriales de las enzimas: pectinasas y xilanasas 
 Las pectinasas representan alrededor de un 20 % en el mercado mundial de 
enzimas y son producidas de manera natural por plantas, hongos, levaduras y 
bacterias (Uenojo y Pastore, 2007). 
 Las pectinasas y xilanasas son ampliamente empleadas en la industria textil, 
en la maceración de tejidos vegetales, en el tratamiento de aguas residuales, en el 
desgomado de fibras naturales y en la industria alimentaria, entre otros, en la 
extracción de aceites y para incrementar los rendimientos de producción y en la 
clarificación de jugos y vinos, y en la fermentación de café y té (Bailey y Poutanen, 
1989, Beg et al., 2001, Jayani et al., 2005, Subramaniyan y Prema, 2002). 
 Los aceites vegetales de oliva, girasol, coco, palma o canola se obtienen por 
extracción con disolventes orgánicos, tales como el hexano, que es un potencial 
carcinógeno, una alternativa a estos métodos, es el uso de enzimas pectinolíticas, 
preferiblemente alcalinas, en un proceso acuoso en el que se degradan los 
componentes de la pared celular para extraer el aceite. El uso de preparados con 
celulasas, hemicelulasas y pectinasas da una máxima extracción del aceite 
(Kashyap et al., 2001). 
 Los principales beneficios del tratamiento enzimático con pectinasasy 
xilanasas durante la fabricación del vino son optimizar la maceración y la 
extracción del jugo, facilitar las etapas de clarificación y filtración, mejorar las 
características y estabilidad del vino y aumentar la producción de alcohol (Revilla 
et al., 2003 y Subramaniyan et al., 2002). 
 Las pectinasas en la fermentación del café se utilizan para eliminar la capa de 
mucílago que rodean las semillas de café, la cual contiene un 2.8 % de pectina, el 
tratamiento con pectinas redujo el tiempo de demucilización, disminuyó el valor del 
pH y aumentó la liberación de azúcar, lo cual contribuyó a la calidad final (Murthy y 
Naidu, 2011). 
 La fabricación de papel es esencialmente un proceso de filtración continuo, en 
el cual interfieren ciertas sustancias como las ligninas, las hemicelulosas y las 
pectinas, con el fin de obtener una pasta brillante apta para la fabricación de papel 
19 
 
de buena calidad, es necesario una etapa de blanqueamiento en la que se 
emplean enzimas para hidrolizar dichas sustancias (Bajpai, 1999). 
 Las xilanasas se usan para hidrolizar parcialmente al xilano presente en 
productos empleados para la alimentación animal, lo cual mejora la accesibilidad 
de la celulosa, facilita la digestión ruminal y, por tanto, mejora el valor nutricional 
de los alimentos (Dekker, 1979). El uso de pectinasas en la producción de piensos 
rumiantes disminuye la viscosidad de la alimentación, aumenta la absorción de los 
nutrientes y reduce la cantidad de heces (Hoondal et al., 2002). 
 Las hemicelulasas, especialmente endoxilanasas, se han utilizado para mejorar 
la calidad de pastas, galletas, pasteles, pan y otros productos de panadería 
(Poutanen, 1997). Se cree que la capacidad de las endoxilanasas de hidrolizar al 
arabinoxilano facilita la redistribución del agua presente en la masa tanto en la 
pasta como en el pan, y es responsable de los efectos favorables observados 
sobre la manipulación de la masa, volumen del pan, textura y estabilidad (Ahmad 
et al., 2014). El tratamiento con xilanasa mejora la calidad del pan y aumenta su 
volumen, y se obtienen mejores resultados cuando se combinan las xilanasas con 
amilasas (Maat et al., 1992). 
 
5.6 Sistemas de purificación de proteínas 
 El aislamiento en su forma pura de una proteína determinada procedente de un 
microorganismo es complejo, ya que normalmente, las proteínas se encuentran en 
concentraciones muy bajas y acompañadas de una gran cantidad de otras 
proteínas u otro tipo de moléculas. 
 Con el fin de obtener una proteína pura se han establecido diversos sistemas 
de purificación utilizando una serie de métodos de separación que se basan en las 
propiedades fisicoquímicas de las proteínas. Los métodos basados en el peso 
molecular incluyen la diálisis, la ultrafiltración, la centrifugación en gradiente de 
densidad y la cromatografía de exclusión molecular. Algunos métodos que 
aprovechan las diferencias de solubilidad son la precipitación isoeléctrica, la 
solubilización y la precipitación por salado, el fraccionamiento con disolventes y el 
efecto de la temperatura sobre la solubilidad de las proteínas. Los métodos que se 
20 
 
basan en la carga eléctrica de las proteínas son los electroforéticos y la 
cromatografía de intercambio iónico. Y finalmente, el método que se basa en la 
especificidad a ligandos es la cromatografía de afinidad (Biosciences A., 2001). 
 
5.7 Características botánicas y anatómicas de los cítricos 
 Los cítricos pertenecen a la clase Angiospermae, a la subclase Dicotiledónea, 
a la orden Rutae, a la familia Rutaceae y al género Citrus, y dentro de ellos se 
conocen las siguientes especies: naranja (Citrus sinensis), mandarina (Citrus 
reticulata), limón (Citrus aurantifolia), toronja (Citrus paradisi) y tangelo (Citrus 
paradisi citrus reticulata). De entre los cítricos la naranja es la fruta más común y 
la más conocida en el ámbito mundial (Espinal, 2005). En cuanto a la producción 
relativa de los diferentes frutos cítricos en el mundo, en primer lugar, se 
encuentran las naranjas y le siguen en orden descendente las mandarinas, los 
limones/limas y las toronjas (Annual Statistics, 2012). 
 
Figura 6 – Sección transversal de una naranja. 
 
 Los frutos cítricos se componen de tres partes morfológicamente distintas. El 
epicarpio conocido más comúnmente como flavedo. El flavedo contiene los 
compuestos responsables del color y las glándulas oleíferas que contienen los 
aceites esenciales característicos de cada tipo de cítrico. Por debajo del epicarpio 
se encuentra el mesocarpio o albedo, que típicamente es una capa gruesa, blanca 
 
 
 
 
Albedo 
Peripicarpio 
Semilla 
Membrana 
de segmento 
Endocarpio 
Flavedo 
Núcleo 
Central 
Segmento 
21 
 
y esponjosa. El albedo consiste de una gran cantidad de células parenquimatosas 
ricas en sustancias pécticas y hemicelulosa. La combinación del albedo y flavedo 
es conocida como pericarpio o más comúnmente como cáscara (Fig. 6). La 
porción comestible es el endocarpio, que se encuentra bajo el albedo y está 
compuesto por muchos segmentos (gajos), anterior a cada segmento están 
localizadas las vesículas de jugo, las cuales están atadas a la membrana del 
segmento por un tallo vesicular, los segmentos están unidos al núcleo central de 
la fruta (Ting y Attaway, 1971). 
 
5.8 Producción y composición química de las frutas cítricas 
 La mayor parte de los frutos cítricos son estacionales y por lo tanto su 
procesamiento adecuado es esencial en la producción de jugos, para poder estar 
disponibles durante todo el año, minimizando las pérdidas post-cosecha debidas a 
su deterioro. Las frutas cítricas contienen varios fitoquímicos y nutracéuticos, que 
tienen propiedades antioxidantes y son benéficos para la salud (Rai y De, 2009). 
 Usualmente, los cítricos se siembran en hoyos de 50 x 50 x 50 cm de tamaño, 
en un sistema cuadrático con un espaciamiento de 5 a 8 metros, dependiendo de 
la especie y del portainjerto. El clima no debe ser demasiado seco en el momento 
de la siembra, sin embargo, no debe hacerse en el momento de fuertes lluvias 
para evitar el anegamiento cerca del hoyo de plantación (Kale y Adsule, 1995). 
Los cítricos pueden crecer bien en un amplio rango de suelos (profundos, libres, 
muy aireados, etc.), sin embargo, el pH ideal para su cultivo se encuentra entre 
5.5 y 7.5, y es también sensible a las condiciones del suelo con excesiva 
humedad. Factores climáticos tales como la temperatura, humedad, aeración e 
intensidad luminosa son de gran importancia para los cítricos. 
 El crecimiento y desarrollo de los cítricos tiene lugar en tres etapas bien 
definidas que siguen una curva de crecimiento sigmoidal típica. La primera etapa, 
se distingue como el período de división celular. El aumento del tamaño y peso del 
fruto es debido principalmente al crecimiento de la cáscara por división celular y al 
alargamiento de algunas células. La segunda etapa es esencialmente un periodo 
de crecimiento rápido, la fruta experimenta un aumento importante en tamaño por 
22 
 
elongación celular y acumulación de agua. Finalmente, en la tercera etapa ocurre 
la maduración, en la cual cambia el color del fruto y se modifica el contenido de 
nitrógeno total, carbohidratos, ácidos orgánicos, flavonoides y limonoides, lípidos, 
compuestos volátiles, ceras, esteroides, terpenoides y vitaminas (Bain, 1958). 
 Las mitocondrias presentes en la membrana de las células de jugo 
permanecen activas durante el proceso de maduración, produciendo por medio 
del Ciclo de Krebs, ácido cítrico que también se acumula en dicha vacuola. Esta 
acumulación y la subsiguiente dilución con agua y acumulación de carbohidratos 
ocasionan una evolución de la acidez de los jugos cítricos durante la maduración. 
En general,los ácidos alcanzan concentraciones elevadas en la fruta temprana y 
después la concentración disminuye como consecuencia del efecto de dilución 
que se produce por el crecimiento de la fruta, o por el incremento del consumo de 
ácido cítrico debido a la mayor demanda metabólica que se produce con el 
incremento de la temperatura, o por un efecto combinado de ambos fenómenos 
(Kimball, 2002). 
 El nitrógeno contenido en las distintas variedades de frutas cítricas enteras 
varía entre 0.1 y 0.2 % en base húmeda. Las proteínas son relativamente 
insolubles y se encuentran asociadas a las porciones sólidas del fruto como las 
semillas, el flavedo, el albedo y la pulpa. Algunas proteínas son comunes en las 
frutas cítricas (Clements 1966) y gran parte de éstas son enzimas del tipo 
transferasas, hidrolasas, liasas, ligasas y oxidorreductasas (Vandercook, 1977). 
 Los ácidos grasos insaturados ocupan un gran porcentaje del total de ácidos 
grasos contenidos en los cítricos. Los ácidos grasos oléico, linoléico, linolénico, 
palmítico y esteárico, glicerol y fitoesteroles caracterizan los aceites de semillas de 
las diferentes variedades (Nagy et al., 1977). 
 La acidez desempeña un papel clave en los criterios de evaluación de la 
aceptabilidad comercial de los cítricos, y junto con los niveles adecuados de 
azúcar, proporciona su sabor típico. La acidez de los cítricos se debe 
principalmente a la presencia de los ácidos carboxílicos, particularmente ácido 
cítrico, málico y succínico (Nagy et al., 1977). 
23 
 
 El dulzor de las frutas cítricas se debe a la presencia de glucosa, fructosa y 
sacarosa. En las naranjas, las mandarinas y las toronjas, los sólidos solubles 
consisten principalmente en azúcares, pero en el limón y la lima principalmente de 
ácido cítrico (Ting y Attaway, 1971). 
 Los cítricos contienen carbohidratos insolubles que proveen de materiales 
estructurales y de consistencia firme en proporciones iguales celulosa y pectina. 
La cáscara es particularmente rica en pectina (20-40 %), en donde la pectina está 
presente en su forma insoluble como protopectina. Las sustancias pécticas de alto 
peso molecular se producen en abundancia en la mayoría de los cítricos como el 
componente principal de la pared celular primaria y de la lamela media. Hasta el 
30 % del albedo de las naranjas (peso seco) puede llegar a ser pectina, sin 
embargo, las concentraciones son relativamente bajas (0.01-0.13 % en base 
húmeda) en el jugo de naranja (Nagy y Attaway, 1980). Las pectinas en los jugos 
cítricos son importantes porque tienen la función de estabilizar la turbidez del jugo, 
además, la pectina es uno de los componentes principales del material de la nube 
suspendido que les imparte una deseable apariencia, textura y sabor (Galant et 
al., 2014). La pectina es considerada un tipo de fibra, lo que permite asociar a los 
jugos cítricos con ciertos beneficios a la salud que resultan del consumo de fibras. 
Las frutas cítricas contienen una mezcla compleja de compuestos flavonoides que 
incluyen las flavononas y los glicósidos flavonoides, y de éstos algunos se 
encuentran altamente metoxilados. Los principales flavonoides de las naranjas 
dulces, mandarinas y limones son la hesperidina y la naringenina, aunque también 
se han reportado en cítricos la quercetina, la nobitelina y la sinensetina. La 
amargura intensificada de algunos flavonoides cítricos se debe a la naringina, el 
principal flavonoide de la toronja y que también se produce en otros cítricos. Los 
flavonoides extraídos de cítricos han demostrado actuar como antioxidantes y 
agentes anti-inflamatorios, además se ha encontrado que tienen muchos otros 
beneficios para la salud (Tripoli et al., 2007 y Ramful et al., 2010). 
 La mayor fracción de todos los todos aceites de los cítricos la ocupan los 
terpenos. Presentes en los aceites de cáscara de naranja están los 
sesquiterpenos, tales como el valenceno. El sabor amargo de los cítricos se puede 
24 
 
atribuir a los limonoides, los más abundantes en cítricos son los glicósidos de 
limonina y nomilina. La limonina es insoluble en agua y está presente en el albedo 
en forma no amarga, probablemente como glucósido a pH de 4.5 o mayor, durante 
el proceso de la extracción del jugo, puede ser extraída y al estar en contacto con 
el jugo (pH ~3.5), es convertida a su forma de di-lactona, que es muy amarga 
(Hunter y Brogden, 1965 y Manners, 2007). 
 La vitamina principal en los cítricos es la Vitamina C (ácido ascórbico), su 
cantidad varía en las frutas cítricas con la variedad, la madurez y otros factores. 
La alta concentración de vitamina C es la contribución más significativa de los 
cítricos a la salud y a la nutrición humana, en promedio proporcionan de 23 a 83 
mg/100 g de peso fresco (Lee y Kader 2000). 
 Los cítricos tienen un alto contenido de potasio y un bajo contenido de sodio. 
La mayor parte del calcio y magnesio están en una forma insoluble en agua 
combinados con la pectina. Aunque se suministran como nutrientes para las 
plantas durante su cultivo y crecimiento, el cobre, el zinc, el hierro y el 
manganeso, que son importantes y esenciales en numerosas reacciones 
enzimáticas y funciones del cuerpo humano, se encuentran como minerales traza 
en todos los cítricos (Liu et al., 2012). 
 En los cítricos se producen pectinesterasas (PME) en las vesículas de jugo y 
en cantidades menores en el flavedo y el albedo. La actividad de las PME se cree 
que es una de las principales causas de la inestabilidad de los jugos cítricos. Por 
lo que un tratamiento térmico inadecuado al jugo, en el cual no se logra la 
inactivación total de las PME, puede conducir a problemas de calidad relacionados 
con la cantidad de la pectina en los concentrados, en los que la gelificación es 
inducida por dicha pectina originando un producto poco fluido con problemas para 
verter y mezclar; en jugos sin concentrar, esta enzima puede estar involucrada en 
una serie de reacciones que repercuten en la clarificación o pérdida de la nube 
(Croak y Corredig, 2006 y Cameron et al., 1998 y 1994). 
 
 
 
25 
 
5.9 Procesamiento de cítricos para la producción de jugos 
 Los procesos utilizados en el procesamiento de cítricos varían 
considerablemente dependiendo del tipo de fruto, edad y madurez. Generalmente, 
la extracción de jugos de frutas incluye una maceración seguida de un prensado y 
decantado. El uso de enzimas juega un papel importante en estos procesos 
mejorando el rendimiento, la clarificación y la estabilidad del color de los jugos 
durante su almacenamiento (Solehah et al., 1994; Ribeiro et al., 2010). 
 Los jugos se utilizan como ingredientes en bebidas por varios motivos, el 
principal de los cuales es potenciar el carácter saludable del producto y, 
dependiendo de la cantidad de jugo utilizado, aportar color y sabor a la bebida. 
Los jugos cítricos se añaden principalmente como fuente de ácido cítrico y tienen 
además la ventaja de potenciar el sabor a cítrico. 
 La producción de jugos es similar para las distintas variedades de frutas. A 
continuación, se presenta de forma simplificada el diagrama de flujo para la 
elaboración de jugos cítricos y se explica de manera breve el objetivo principal de 
cada etapa (Lozano, 2006). 
 
 
Figura 7 – Diagrama de flujo del procesamiento de cítricos para la obtención de jugo. 
 
 
26 
 
 Inspección y selección: los frutos son inspeccionados en cuanto a su 
apariencia con el fin de seleccionar aquellos de buena calidad y eliminar aquellos 
que se encuentran dañados, alterados o descompuestos. En la selección se 
utilizan criterios tales como la madurez, el color, el tamaño, etc. 
 Lavado y cortado: el lavado se realiza frecuentemente con agua clorada 
para eliminar el polvo, otros residuos y algunos microorganismos procedentes de 
la tierra o campo. Los frutos limpios se cortan ecuatorialmentepor la mitad para un 
mejor aprovechamiento del jugo. 
 Extracción del jugo: el jugo se extrae del fruto normalmente por presión que 
puede efectuarse de manera manual o automatizada utilizando frecuentemente un 
exprimidor de cítricos. 
 Filtración: esta etapa es muy importante porque el jugo obtenido 
generalmente lleva pulpa y semilla, los cuales no deben estar presentes en el 
producto final. 
 Estandarización: consiste en ajustar el contenido final de azúcares, ácido 
cítrico, vitamina C y pulpa del jugo, a la vez que se adecuan las características 
sensoriales como color, sabor y olor. 
 Pasteurización: es un tratamiento térmico que se da a una temperatura 
dada en un tiempo establecido, los cuales dependerán del fruto en cuestión, con el 
propósito de desactivar algunas enzimas y destruir algunos de los 
microorganismos presentes en el jugo. 
 Envasado: el jugo estandarizado y pasteurizado se vierte en un envase y se 
cierra herméticamente. 
 Enfriamiento: en este punto del proceso el producto es rociado con agua o 
sumergido en ella para alcanzar la temperatura ambiente. 
 Tratamiento enzimático: puede realizarse antes y/o después de la etapa de 
extracción del jugo de la fruta. Se efectúa antes de la extracción (maceración 
enzimática), con el fin de obtener un mayor rendimiento del jugo y aumentar la 
cantidad de sólidos totales y otros compuestos que mejoran su calidad. Se lleva a 
cabo posterior a la extracción con el fin de reducir la viscosidad, clarificar y 
27 
 
estabilizar el jugo, principalmente en el caso de los jugos que serán concentrados, 
ya que, por lo general, esto se lleva a cabo mendiante una etapa de filtración. 
 
5.10 Efecto del uso de pectinasas y xilanasas en el procesamiento de jugos 
 Las enzimas que degradan a la pared celular, permiten una mayor extracción 
de jugo por tonelada de fruta. En algunos casos la adición de preparaciones 
enzimáticas ocasiona un incremento en el rendimiento del jugo y una mejor 
extracción de color, lo que al final da como resultado un producto de mejor calidad 
(Santin, 2004). En el proceso de extracción del jugo de naranja, se pueden usar 
pectinasas para obtener un mayor rendimiento de azúcar y sólidos solubles, 
dando como resultado un mayor rendimiento de jugo y, por lo tanto, una 
viscosidad más baja (Ribeiro et al., 2010). 
 Las sustancias pécticas dificultan el proceso de concentración y clarificación de 
los jugos debido a su estructura fibrosa y a la viscosidad que imparten, para lograr 
su degradación, es necesario tratar enzimáticamente a los jugos con mezclas de 
pectinasas, las cuales originan la precipitación aglomerados de pectina con 
proteínas. El jugo resultante tiene una cantidad mucho menor de pectina y una 
viscosidad más baja, lo cual representa una ventaja en el proceso de filtración 
durante su concentración. El pretratamiento enzimático para degradar la pectina 
se ha investigado con el propósito de incrementar los flujos del permeado en la 
elaboración de jugos de frutas que contienen pectina, ya que causa cierta 
obstrucción en las membranas y disminuye su flujo durante la filtración (Bhat, 
2000 y Rai et al., 2004). 
 En la clase de los denominados jugos turbios (jugo de naranja) es importante 
mantener la nube turbia estable durante su almacenamiento. Existen dos métodos 
ampliamente utilizados para prevenir la pérdida de la nube turbia en dichos jugos: 
el primero consiste en calentar el jugo para desnaturalizar las pectinesterasas, 
pero como consecuencia se tiene pérdida de sabor. El segundo es concentrar y 
congelar el jugo, con lo cual las enzimas permanecen inactivas, pero tiene como 
inconveniente el costo que implica almacenar y transportar los jugos congelados. 
Una alternativa a estos dos métodos, es la adición de pectinasas con altos niveles 
28 
 
de actividad poligalacturonasa, a fin de estabilizar la turbidez del jugo (Kashyap et 
al., 2001). En el tratamiento enzimático que se realiza para incrementar la 
estabilidad de la turbidez, la degradación de la pectina debe estar limitada a bajar 
la viscosidad sin atacar la pectina insoluble que mantiene la estabilidad de la nube 
turbia. Por lo que es muy importante emplear pectinasas con la menor actividad de 
la pectin-metil-esterasas como sea posible, para evitar clarificación durante el 
lavado de la pulpa. La enzima ideal sería una poligalacturonasa pura. 
 
En la etapa de extracción del jugo de naranja, las pectinasas pueden ser 
empleadas en dos etapas del proceso. Ya sea que se adicionen al final de la 
extracción en el jugo con pulpa sin filtrar (0.5 ± 2.0 g de enzima por 100 kg de 
pulpa) a temperatura ambiente, reduciendo su viscosidad; o bien sean 
adicionadas en el producto terminado a temperatura ambiente a la misma dosis 
dejándolas alrededor de 30 min (Rebeck, 1990). Esto da una mejor extracción de 
azúcares y sólidos solubles, resultando en un mayor rendimiento y por lo tanto una 
menor viscosidad. 
 Existen preparaciones de enzimas comerciales que contienen pectinasas 
producidas por microorganismos: Pectinex Ultra SP-L, Novozym 33095, Citrozyme 
Ultra L, Viscozyme concentrado MG, preparación comercial de Koch-Light Ltd. 
Colnbrook, Pectinol, MA PLUS, Panzym MK y Rapidase Cítrica 2000, entre otras. 
Estas preparaciones de enzimas son de especial aplicación en la industria de 
jugos y alimentos. Algunas contienen además otras actividades que disminuyen el 
amargor y mejoran el nivel de sabor de los jugos (Kashyap et al., 2001). 
 
5.11 Producción de Naranja en México y características del jugo de naranja 
 México produce y exporta diferentes tipos de cítricos, incluyendo naranja, 
mandarina, toronja, limón y lima. Uno de los frutos más populares en México es la 
naranja, cítrico rico en vitamina C y aceites esenciales. Las variedades cultivadas 
en México son la valencia, la navel-lane-late y la navelina. La naranja valencia o 
valenciana entra en producción en mayo, es jugosa y dulce y por ello muy 
orientada a la producción de jugo. La navel-lane-late se produce a partir de febrero 
y es una fruta destinada a la mesa del consumidor que suma a sus atributos un 
29 
 
grado de acidez que estimula al paladar. Por su parte, la navelina sirve tanto para 
la mesa como para la producción de jugos. Es altamente valorada porque tiene 
una producción muy alta que inicia en diciembre (http://www.gob.mx/siap/). 
 La naranja mexicana es uno de los productos de mayor rentabilidad en los 
agronegocios, dado su importante consumo en el país y en el extranjero, así como 
su gran utilización industrial para la obtención de jugos, extractos y hasta 
productos naturistas para la salud. Además, ésta adquiere cada vez una mayor 
relevancia en la alimentación de la población nacional con un consumo per cápita 
de fruta fresca al año de 36 kilos (SAGARPA, 2012). 
 La citricultura en México es una actividad de gran importancia económica y 
social: Se realiza en poco más de medio millón de hectáreas en regiones con 
clima tropical y sub-tropical en 23 entidades federativas. Los principales estados 
en los cuales miles de productores llevan a cabo esta actividad son: Veracruz, San 
Luis Potosí, Tamaulipas, Nuevo León, Tabasco, Puebla, Yucatán y Sonora. 
 En cuanto a los principales productores de naranjas en el mundo. Los dos 
mayores productores son Brasil y Estados Unidos, participando respectivamente, 
con el 31.28 % y 12.76 % de la producción mundial, lo que muestra que aunque la 
citricultura se extiende entre varios países, la producción y el comercio revelan 
cierto grado de concentración en pocos países. Siguen en orden de importancia 
China, India, México, España y Egipto, representando en conjunto el 32.0 % del 
total mundial del 2011 (http://faostat.fao.org/site/339/default.aspx). Como 
productor internacional, México figura en el puesto 5, con una participación en el 
total mundial de6.44 %, en el 2011 se produjeron 4.08 millones de toneladas de 
naranja, lo que representó 788 millones de dólares (FAOSTAT). 
 En los últimos años, la producción de cítricos se ha visto afectada por la 
presencia de plagas y enfermedades, entre los que destaca el Huanglongbing 
(HLB) o “dragón amarillo”. Si bien en la actualidad no existe cura para el HLB, 
SAGARPA, a través del SENASICA y los gobiernos estatales, han emprendido un 
ambicioso programa para su prevención y contención; además, se avanza en las 
investigaciones para desarrollar materiales genéticos tolerantes a la enfermedad. 
También los fenómenos climatológicos han afectado la producción; ese fue el 
30 
 
caso de las sequías en 2009 y 2011 que implicaron una reducción de 2.6 % en 
cada año. Para la cosecha 2012-2013, se anticipó una recuperación de la 
producción de cítricos dulces, principalmente de naranja, de aproximadamente 5 
% con respecto al año previo, lo que implicaría alcanzar el nivel promedio obtenido 
en los últimos cuatro años que se ubicó en el orden de 4.2 millones de toneladas 
por cosecha y, en el estado de Veracruz en dos millones de toneladas, que 
contrasta con la caída de la producción en 2011 (1.5 %) por la intensa sequía de 
ese año en la región (SAGARPA). 
 El jugo es el producto más importante obtenido de las naranjas y puede ser 
envasado, congelado o conservado químicamente, ya sea como jugo natural, jugo 
envasado y/o concentrado y/o congelado. 
 Se entiende por Jugo de Naranja envasado al producto obtenido por la 
expresión de naranja de la variedad (Citrus sinensis L.) sin diluir, sin concentrar, 
no fermentado y sometido a tratamiento adecuado que asegure su conservación 
en el envase. Puede contener pulpa de frutas finamente dividida en cantidad 
mínima y ser agregado de aditivos alimentarios permitidos y estar exento de 
corteza, semillas y sedimentos de materia extraña. 
 El Jugo de Naranja envasado en su único tipo y grado de calidad debe cumplir 
con las especificaciones sensoriales, fisicoquímicas (Tabla 1), microbiológias y 
contaminantes químicos que establezca la Secretaría de Salubridad y Asistencia 
de acuerdo a la norma NMX-F-118-1984. 
 
Tabla 1 - Especificaciones físicas y químicas del jugo de naranja envasado 
 
 
31 
 
 Por jugo concentrado de naranja se entiende el producto que se ajusta a la 
definición dada anteriormente anteriormente, salvo que se ha eliminado 
físicamente el agua en una cantidad suficiente para elevar el nivel de grados Brix 
al menos en un 50% más que el valor Brix establecido para el jugo reconstituido 
(NMX-F-464-1984 y CODEX STAN 247-2005). 
 
 En la tabla 2 se muestra a manera de comparación la composición de 
naranjas crudas y jugos de naranja crudos y concentrados. 
Tabla 2 - Composición química proximal de frutos y jugos de naranja (obtenida de USDA) 
 
* Los valores nutricionales y pesos son referentes a la parte comestible 
 
 
 
 
 
 
 
Naranjas 
crudas, 
California, 
Valencia 
(09201)* 
Naranjas 
crudas, Todas 
las variedades 
comerciales 
(09200)* 
Jugo de 
naranja crudo 
(09206) 
Jugo de 
naranja, 
concentrado 
congelado, sin 
endulzar, sin 
diluir (09214) 
Nutriente Unidad 
Agua g 86.34 86.75 88.3 57.85 
Energía kcal 49 47 45 159 
Proteína g 1.04 0.94 0.7 2.39 
Lípidos totales g 0.3 0.12 0.2 0.21 
Carbohidratos (por diferencia) g 11.89 11.75 10.4 38.17 
Fibra total g 2.5 2.4 0.2 0.8 
Azúcares totales g - 9.35 8.4 37.37 
Minerales 
Calcio mg 40 40 11 32 
Hierro mg 0.09 0.1 0.2 0.35 
Magnesio mg 10 10 11 34 
Fósforo mg 17 14 17 57 
Potasio mg 179 181 200 674 
Sodio mg 0 0 1 3 
Zinc mg 0.06 0.07 0.05 0.18 
Vitaminas 
Vitamina C, ác. ascórbico mg 48.5 53.2 50 137.9 
Tiamina mg 0.087 0.087 0.09 0.28 
Riboflavina mg 0.04 0.04 0.03 0.064 
Niacina mg 0.274 0.282 0.4 0.716 
Vitamina B-6 mg 0.063 0.06 0.04 0.156 
Folato, DFE µg 39 30 30 155 
Vitamina A, RAE µg 12 11 10 19 
Vitamina A, IU IU 230 225 200 379 
Vitamina E (alfa-tocoferol) mg - 0.18 0.04 0.71 
Vitamina K (filoquinona) µg - 0 0.1 0.4 
Lípidos totales 
A.G. saturados g 0.035 0.015 0.024 0.024 
A.G. monoinsaturados g 0.055 0.023 0.036 0.038 
A.G. polinsaturados g 0.06 0.025 0.04 0.041 
 
32 
 
6. MATERIALES Y MÉTODOS 
 
6.1 Microorganismo 
 Para el desarrollo de este trabajo se utilizó la cepa del hongo filamentoso 
blanco Aspergillus flavipes FP-500, la cual fue anteriormente aislada de un 
jitomate en descomposición por nuestro grupo de trabajo de Fisiología de Hongos 
Filamentosos. 
6.2 Sustratos complejos 
 Para producir las enzimas se utilizaron como sustratos complejos residuos 
agroindustriales. El salvado de trigo fue adquirido en un comercio naturista. La 
cáscara de limón se obtuvo a partir de limones recién exprimidos, dicha cáscara 
fue lavada, deshidratada, triturada y tamizada. El lavado se realizó sumergiendo 
las cáscaras en etanol 70° durante 3 h. con agitación, luego se enjuagaron con 
etanol 96° y dejaron secar. El olote de maíz se obtuvo a partir de elotes que se 
desgranaron para su comercialización, éste se secó y trituró en un molino de 
piedras. Todos los sustratos fueron tamizados a través de una malla de 15-20 mm. 
6.3 Reactivos 
 El agar dextrosa Sabouraud se obtuvo de BD Bioxon. La pectina cítrica (76 % 
ácido galacturónico, 8.6 % grupos metoxilo), xilano de abedul, alfa celulosa, xilosa, 
glucosa, ácido 3,5-dinitrosalicílico (DNS), reactivo 4,nitro-fenol--D-xilopiranósido, 
reactivo de Bradford, glicina, mercapto-etanol, tris-(hidroximetil) amino-metano 
(TRIZMA-BASE), persulfato de amonio, TEMED y papel Whatman No. 4 
(retención de partículas de 20-25 m) de laboratorios SIGMA-ALDRICH. El Tween 
80 de la compañía Aldrich Chemical. El fosfato de potasio mono y di básico, 
sulfato de amonio, metabisulfito de sodio, cloruro de sodio, tartrato de sodio, 
tartrato de potasio, fenol, metanol, hidróxido de sodio, ácido acético y ácido 
clorhídrico de J.T. Baker. La acrilamida, metileno-bis-acrilamida, azul de 
Coomassie R-250, SDS y el marcador PM (SDS-PAGE Molecular Weight 
Standards, Broad Range) de los laboratorios BIO-RAD. El ácido D-galacturónico 
de FLUKA. El almidón soluble de PROLABO. La preparación enzimática comercial 
Novozym 33095 de BIOTECSA. La resina de intercambio iónico Streamline Q-XL 
33 
 
(amina cuaternaria como ligando con matriz de agarosa) de Amersham 
Biosciences, mientras que las columnas pre-empaquetadas de 40 mm x 12.6 mm 
con capacidad de 5 mL: High Q Cartridge y UNOsphereTM Q (amina cuaternaria 
como ligando), Macro-Prep DEAETM (dietilaminoetil como ligando) y UNOsphereTM 
S (sulfopropil como ligando) con matriz de polímero de metacrilato macroporoso 
fueron adquiridas de BIO-RAD. Las membranas de ultrafiltración de Millipore y las 
membranas para diálisis de SpectrumLabs. 
6.4 Cultivo del microrganismo 
 La cepa de Aspergillus flavipes FP-500 se propagó periódicamente en agar 
Dextrosa Sabouraud por el método de siembra masiva y se incubó a 37°C durante 
72 h. Dicha cepa se mantuvo almacenada en refrigeración. 
6.5 Obtención y conteo de la cosecha de las esporas 
 Las esporas (conidios) se extrajeron del hongo crecido en las placas de agar 
Sabouraud y suspendieron en 10 mL de solución salina isotónica (0.9 % p/v NaCl) 
con Tween 80 (0.005% v/v) estéril. La concentración de esporas en la suspensión 
final se calculó por el método de conteo directo con la cámara de Neubawer 
(American Optical, Inc. USA). 
6.6 Producción enzimática 
 Las enzimas se obtuvieron mediante fermentación sumergida empleando 
matraces Erlenmeyer de 500 mL, con 100 mL de medio de cultivo, los cuales 
fueron inoculados con una concentración final de 106 esporas de Aspergillus 
flavipes FP-500 por mililitro de medio de cultivo. Los medios de cultivo líquido 
tuvieron la fuente de carbono suspendida en medio basal (KH2PO4 2 g/L, K2HPO4 
2