Induccion-de-la-capacitacion-espermatica-y-de-la-reaccion-acrosomal-en-espermatozoides-de-machos-cabros-jovenes-para-evaluar-su-capacidad-andrologica

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1 
 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
CUAUTITLÁN 
 
 
 
 
 
 
“INDUCCIÓN DE LA CAPACITACIÓN ESPERMÁTICA Y 
DE LA REACCIÓN ACROSOMAL EN ESPERMATOZOIDES DE 
MACHOS CABRÍOS JÓVENES PARA EVALUAR SU CAPACIDAD 
ANDROLÓGICA.” 
 
 
 
T E S I S 
QUE PARAOBTENER EL TÍTULO DE: 
 
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA 
 
 
 
PRESENTAN 
 
MARÍA DEL ROCÍO MARTÍNEZ DE ANDA 
FRANCISCO JAVIER CARBAJAL MERCHANT 
 
 
 
 
 
ASESOR 
Dr JOSÉ ALFREDO MEDRANO HERNÁNDEZ 
COASESOR 
MC FRANCISCO RODOLFO GONZÁLEZ DÍAZ 
 
 
 
 
CUAUTITLÁN IZCALLI, EDO. DE MEX. 2010 
 
 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
CUAUTITLÁN 
 
 
 
 
 
 
“INDUCCIÓN DE LA CAPACITACIÓN ESPERMÁTICA Y 
DE LA REACCIÓN ACROSOMAL EN ESPERMATOZOIDES DE 
MACHOS CABRÍOS JÓVENES PARA EVALUAR SU CAPACIDAD 
ANDROLÓGICA.” 
 
 
 
T E S I S 
 
QUE PARAOBTENER EL TÍTULO DE: 
 
MÉDICA VETERINARIA ZOOTECNISTA 
 
 
 
PRESENTAN 
 
FRANCISCO JAVIER CARBAJAL MERCHANT 
 MARÍA DEL ROCÍO MARTÍNEZ DE ANDA 
 
 
 
 
 
 
 
ASESOR 
Dr JOSÉ ALFREDO MEDRANO HERNÁNDEZ 
COASESOR 
MC FRANCISCO RODOLFO GONZÁLEZ DÍAZ 
 
 
 
 
CUAUTITLÁN IZCALLI, EDO. DE MEX. 2010 
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Rocío 
Dedicatoria. 
 
 Quisiera dedicar este trabajo a mis más grandes inspiraciones, ya que sin su ayuda 
no hubiera llegado hasta aquí, cada uno aportó enormemente para forjar mi carácter y mi 
vocación por esta carrera que me ha llenado de tantas satisfacciones y alegrías, con esto me 
refiero a todas esas pequeñas criaturas que han dejado su pequeña huella en mi: a la kitty 
mi amor que me acompañó fielmente cada paso inclusive ahora que ya no está conmigo, y a 
todos los demás, a, tundro, rito , aquiles, y a todos los que siguen dando lata; kanna, max, 
millie, mone, toska, rufis, monina, jack, lolita, mozart, nieve, hachi y carrot. Gracias a todos 
por ser compañeros fieles, por ser parte de mi vida, mi carrera y mi familia, por brindarme 
tanta felicidad y enseñarme algo nuevo cada día……………………………… 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
 
Rocío 
Agradecimientos. 
Quiero agradecer a mis papás Guillermo y Rocío, por creer en mí y permitirme tener 
ese pequeño zoológico en casa, ja, y que si no fuera por ustedes no sería la veterinaria mas 
realizada del mundo, gracias. 
A mis hermanas que tanto quiero y adoro Viridiana, Ileana y Jesica, gracias por ser 
como son y aguantar mis locuras, y caprichos, las amo y todavía más por esos sobrinos que 
vienen en camino. A mis cuñados, Rubén, Abraham y Víctor gracias por su apoyo y por 
siempre preguntar por mis mascotas. 
A mi amor Juan gracias por compartir las mismas locuras y amor por los 
animalitos, gracias por dejarme ser, por apoyarme y por aguantar este largo caminar 
conmigo, gracias amor. 
A mi mejor amigo Francisco Javier Carbajal que ha demostrado ser un fiel 
compañero y amigo, gracias por tu amistad, tu apoyo, por tus sabios consejos y por hacer 
esto juntos. 
 A mis amigos: a César López Farias, a Julián Montoya, a Isaac Vázquez, a Tania 
García Torres, a Luis Orozco, Mariana Carranza, Gustavo Pérez Rangel, Santiago Canales, 
Agustín Ramírez, Adriana, a Mario y Yuri Alcántara, gracias por su amistad y su apoyo. 
A mi amigo de toda la vida Luis Felipe Aurelio, que yo sé que a pesar de que hemos 
tenido diferencias, siempre vamos a ser los mejores amigos, gracias por tu amistad, por 
escucharme, apoyarme y aconsejarme, sabes que te quiero mucho, y que puedes contar 
conmigo siempre. 
A los profesores que tanto quiero y admiro por los consejos y ayuda que me han 
brindado: José Alfredo Medrano, Miguel Angel Cornejo, Rodolfo Cordova Ponce, Carlos 
García Alcaráz, Rosalba Soto González, Blanca Moreno Cardentti, Cesar López Farías, 
Guadalupe Ortíz, Antonio Gómez Alcántara, Pablo Martínez Lavat, Enrique Flores Gazca, 
5 
 
muchas gracias por ser tan pacientes conmigo y darme la oportunidad de aprender un poco 
de ustedes. 
Quiero agradecer al Doctor José Alfredo Medrano Hernández por darme esta 
oportunidad, gracias por apoyarme, sin usted nada de esto hubiera sido posible, muchas 
gracias Doc. 
A mi coasesor el MC Francisco Rodolfo González Díaz que me apoyó durante todo 
mi trabajo, gracias por la paciencia y por la dedicación que puso en mí. 
Quiero agradecer a la MVZ Patricia Mora García y a la MVZ Niza Karina 
Mendoza Cardelas, por facilitarme las instalaciones y a los animales que colaboraron en el 
proyecto. 
A los sinodales que formaron parte de este trabajo de tesis e hicieron aportaciones 
importantes para terminarlo, MC Juana Ortega Mondragón, MPA Rosalba Soto González, 
MC Francisco Rodolfo González Díaz, MVZ Norhan Cortés Fernández de Arcipreste, 
MVZ Niza Karina Mendoza Cardelas, gracias por su tiempo y atención. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Francisco 
DEDICATORIA 
A DIOS. Por darme la Vida. Gracias por que soy muy feliz y por brindarme ayuda cada que 
lo he solicitado. 
 
A mi PAPÁ (Dario), por el cariño, apoyo y confianza que siempre me ha brindado. Gracias 
Papá porque siempre has puesto interés para que cumpla mis sueños, aunque has hecho 
sacrificios en tu vida siempre hemos estado primero tus hijos. 
 
A mi MAMÁ (Concepción), por todo el cariño, apoyo y preocupación que ha tenido para 
que me vaya bien día a día. Gracias Mamá porque has sabido estar a mi lado cuando lo he 
necesitado y me has apoyado en todo momento de mi vida. 
 
A mis HERMANOS (Dario, Angel, Emmanuel, Teresa, Consepción), por que los quiero 
mucho, aunque a veces hemos discutido nos hemos apoyado cuando lo necesitamos y 
ustedes son de lo más valioso que tengo en la vida, gracias hermanos por todo, son 
indispensables en mi vida. 
 
A mis ABUELITOS (Francisco, Dario, Lucia, Agustina). Porque también ustedes me han 
apoyado demasiado, me demuestran cada que estoy con ustedes cuanto me quieren y saben 
que yo los quiero demasiado, son como otros papás para mí. 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AGRADECIMIENTOS 
A la Universidad Nacional Autónoma de México. Por permitirme ser parte de esta gran 
Institución y darme la oportunidad de cumplir unos de mis sueños que más he deseado en 
mi vida. 
A la Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán. Porque gracias a esta gran Facultad y 
todos los que colaboran en ella tenemos la oportunidad de salir adelante y cada vez ser 
mejores. 
A mis tíos (as) (Javier, Martha, David, Imelda, Manuel, Ana, Miguel, Maribel, Juan, María 
Eugenia, Eduardo, Diana, Gustavo, Silvia, Ana, Rubén, Rosalba, Vicente, Fernando, 
Martha). Porque son parte importante de mi vida y cada que platicamos me demostraban el 
interés que tenían de que estudiara carrera y ese ha sido un gran impulso. 
A mi tía José y mi tío Felipe Carbajal, gracias porque cada vez que nos vemos me 
demuestran su afecto y cariño. Tío Hipe gracias por el apoyo que me has dado y en las 
pocas veces que nos hemos visto en verdad me has dado muchos consejos que me van a 
servir adelante en mi vida. 
A todos mis primos y primas, gracias porque siempre que nos vemos dan ánimos de seguir 
adelante. 
A mis cuñadas y cuñados por ser parte de mi familia,por traer al mundo a esas personitas 
que quiero mucho, mis sobrinas y el próximo que viene en camino, son un estimulo para 
salir adelante y espero algún día ayudarlos en lo que necesiten. 
A nuestro Asesor. Dr. José Alfredo Medrano Hernández, porque nos dio la oportunidad y 
confianza de trabajar este tema y desde que lo conocimos nos dio un trato excelente, gracias 
Doctor por que Usted nos ayudo mucho para realizar este paso tan difícil de la Carrera, es 
una persona que admiro mucho. 
A nuestro Co-Asesor. M en C Francisco Rodolfo González Díaz, por todo el apoyo y 
tiempo que nos brindo en la elaboración de este trabajo. 
A la MCV Patricia Mora, por permitirnos trabajar en las instalaciones de la FES-Cuautitlán, 
además de ser tan agradable como profesora y en este tiempo que la he tratado. 
A la MVZ Esp Niza, gracias por ayudarnos en este trabajo y por mantener siempre bien a 
los machos con los que trabajamos. 
A MPA Rosalba Soto González por ayudarme desde que forme parte de servicio social en 
el laboratorio y por apoyarnos en la elaboración de este trabajo. 
8 
 
Al Dr. Miguel Angel Cornejo Cortés, gracias por todo el apoyo que me brindo durante la 
carrera fue algo muy importante y gracias también por todos los consejos que me ha dado 
de verdad que siempre los tomare en cuenta y sobre todo gracias por brindarme su amistad, 
además de que lo admiro mucho. 
Al MVZ Esp. Hugo César López, gracias por ser el gran amigo que eres y porque desde 
que te conozco me has ayudado demasiado, creo que nunca voy a poderte pagar todo lo que 
has hecho por mí. ¡Gracias Amigo! 
A los sinodales que formaron parte de este trabajo e hicieron aportaciones importantes para 
terminarlo, MC Juana Ortega Mondragón, MPA Rosalba Soto González, MC Francisco 
Rodolfo González Díaz, MVZ Norhan Cortés Fernández de Arcipreste, MVZ Niza Karina 
Mendoza Cardelas. 
A todos los amigos que fui conociendo durante la carrera en diferentes momentos, que nos 
hemos ayudado en muchas cosas y los he llegado a apreciar demasiado (Adriana, José Luis, 
Pedro, Vero, Fabián, Alfredo, Karla, Hugo, Miguel, René, Andrea, Mariana, Rosaura, 
Sandra, Mónica, Miriam, Jeros, Ricardo, Ingrid, Juan, Rafael, Toimil, Karina, Julián 
Montoya, Paul Soto, Rafael Cuevas, Francisco Romo, Claudia Paredes). 
A los médicos que conocí durante la carrera y con los que he tenido el gusto de trabajar y 
de ir aprehendiendo de ellos, me han brindado consejos y ayuda ( M en A Liborio, M en C 
César, M en C Alan, M en C Enrique, MVZ Esp Norhan, MVZ Blanca Moreno, MVZ 
Claudia Gutiérrez, MVZ Abel) 
A una persona muy especial que me acompaño en mucho durante la Carrera, que comenzó 
siendo mi compañera y terminó siendo mi mejor amiga, María del Rocío Martínez De 
Anda, gracias por todo este tiempo y que me hayas soportado, apoyado, escuchado cuando 
tuve problemas. Te debo mucho. ¡Gracias amiga! 
Y por último quisiera agradecer a esos dos amiguitos que tengo en casa y que siempre 
esperan con la mejor de las ganas que llegué para acariciarlos y estar con ellos, sobre todo 
por enseñarme que no son simplemente mascotas, si no parte de mi familia, Mon Amour y 
Tequila los quiero mucho. 
 
 
 
 
9 
 
Índice. Página 
1. Resumen ……………………………………………………………….... 1 
2. Introducción……..……………………………………………………….. 2 
3. Hipótesis…………………………………………………………………. 30 
4. Objetivo……………………………………………………....................... 30 
5. Material y métodos ……………………………………………………… 31 
6. Resultados ………………………………………………………………. 37 
7. Discusión……………………………………………………………….. 45 
8. Conclusión y recomendaciones…………………………………………. 48 
9. Bibliografía……………………………………………………………… 49 
 
Índice de cuadros 
Cuadro 1.- Clasificación de anormalidades espermáticas.....……………………. 19 
 
Cuadro 2.- Tiempo en horas, de capacitación in vivo e in vitro de 
espermatozoides recolectados de la cola del epidídimo o eyaculados ………….. 21 
 
Cuadro 3.- Cambios en iones intracelulares durante la capacitación……………. 25 
 
Cuadro 4.- Características del semen fresco de cada macho…………………….. 37 
 
Cuadro 5.- Diferencias entre las variables evaluadas a los diferentes 
Tiempos de incubación…………………………………………..………………. 38 
 
 
 
 
 
 
 
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Índice de Gráficas 
Gráfica 1.- Comparación de las características de los espermatozoides 
 incubados a 4 y 6 horas para inducir la capacitación …………………………….. 39 
Gráfica 2.- Comparación de los espermatozoides con acrosoma 
 intacto y motilidad progresiva entre los machos a T0 y T4 de incubación ……… 40 
Gráfica 3.- Comparación de los patrones de tinción de los espermatozoides 
 con CTC a los diferentes tiempos de incubación ………………………………… 41 
Gráfica 4.- Diferencias en el porcentaje de espermatozoides no capacitados 
(Patrón F) a tiempo 0 y tiempo 4 horas de incubación de cada macho ..………….. 42 
Gráfica 5.- Incremento porcentual de espermatozoides capacitados 
(Patrones B+AR) a tiempo 4 horas de incubación de cada macho …....................... 43 
Gráfica 6.- Diferencias en el porcentaje de espermatozoides con acrosoma 
intacto a tiempo 0 y tiempo 4 horas de incubación de cada macho……………..…. 46 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
11 
 
1. Resumen 
El presente trabajo se llevó a cabo para evaluar la respuesta de los espermatozoides de 
un grupo de machos cabríos, al someterlos a una incubación en un medio de cultivo como 
el TALP para inducir la capacitación espermática y la reacción acrosomal in vitro. El 
semen fue colectado de 8 machos cabríos encastados de la raza alpina francesa, de 18 
meses de edad aproximadamente, los cuales fueron alimentados y alojados en el mismo 
corral. El plasma seminal fue removido mediante centrifugación y los espermatozoides 
fueron resuspendidos en medio TALP, teniendo una concentración espermática final de 100 
x 10
6
/ml. En una primera etapa, los espermatozoides fueron incubados durante 0, 4 y 6 
horas a una temperatura de 38°C con una atmósfera del 5% CO2, para determinar el tiempo 
necesario de inducción de la capacitación y reacción acrosomal de los espermatozoides. En 
esta etapa se evaluó la motilidad masal, el estado de capacitación espermática (por medio 
de la prueba de CTC) y la integridad del acrosomal (empleando Lectina-PSA), en los 
tiempos antes mencionados. En esta fase experimental, cuando se compararon los 
resultados de los porcentajes de espermatozoides no capacitados (patrón F), capacitados 
(patrón B+AR) y con acrosoma intacto, entre el tiempo 4 y 6 horas de incubación no 
existieron diferencias significativas, pero si existieron diferencias significativas entre los 
tiempos anteriores y el tiempo 0 de incubación (p<0.05). En base a estos resultados se 
determinó, que en la segunda etapa de este trabajo la incubación fuera solamente hasta las 4 
horas. En esta etapa, los espermatozoides fueron incubados durante 4 horas bajo las mismas 
condiciones experimentales, tiempo al cual se observó una mayor capacitación y reacción 
acrosomal, cuando se compararon el tiempo 0 contra 4 horas de incubación obteniéndose 
diferencias significativas entre las variables observadas (p<0.05). No se obtuvieron 
diferencias entre los machos, en las variables como espermatozoides no capacitados, 
capacitados y acrosoma intacto. 
 
 
 
 
12 
 
2. Introducción. 
 
 
2.1. Generalidades de la Caprinocultura. 
 
La cabra (Capra hircus) es una especie de la familia Bovidae. Se encuentra entre los 
primeros animales que fueron domesticados para la producción de leche, carne y fibra, la 
cabra es importante ya que es una buena fuente de proteína animal en los trópicos. En 
regiones templadas, la cabra es poliéstrica estacional, de modo que sus crías nacen durante 
la época más favorable del año, la primavera. La duración de la estación de apareamiento 
varía con la duración del día, la raza y la nutrición. Esta estacionalidad es regida por el 
fotoperiodo; la actividad estrualcomienza durante la época en que los días se hacen más 
cortos. En zonas tropicales, donde hay menor variación de la duración del día, las ovejas y 
cabras nativas tienden a reproducirse todo el año. Por lo tanto cuando las razas de clima 
templado se introducen en los trópicos, pierden gradualmente su estacionalidad y siguen los 
patrones reproductivos característicos del nuevo ambiente. La temperatura ambiental 
elevada y la alimentación deficiente, pueden restringir la actividad sexual durante algunos 
meses del año en los trópicos, pero poco después del inicio de la temporada de lluvias 
aumenta dicha actividad (Malpaux, 1996; Jainudeen et al., 2002; Delgadillo, 2009). 
 
El inventario caprino en México ha ido disminuyendo en la presente década ya que 
en 2004 de 9.5 millones de animales tuvo un descenso a 8.9 en 2008, no obstante la 
producción nacional de carne caprina en canal aumentó de 42,029 en 2004 a 43,128 miles 
de toneladas para el 2008 (SIAP-SAGARPA, 2008). 
 
Los caprinos son importantes proveedores de carne y leche para el consumo 
humano. Las explotaciones tecnificadas tienen el objetivo de producción de leche destinada 
a la manufactura de queso o cajeta y a la venta de animales para pie de cría (Buxade, 1996). 
La producción caprina en México se lleva a cabo básicamente en tres grupos: El primero lo 
constituyen los sistemas tradicionales (traspatio y seminómada), localizados principalmente 
en la región Sur o Mixteca. Esta comprende parte de los estados de Puebla, Oaxaca y 
13 
 
Guerrero, (Iruegas et al., 1999) ésta se basa en el aprovechamiento de los recursos naturales 
disponibles, en muchos casos bajo condiciones de estrés ambiental tales como; 
instalaciones inadecuadas, clima extremo, mala nutrición. En esta región predominan los 
fenotipos Criollos, o encastados con razas lecheras principalmente de Anglo Nubia y en 
donde la aportación de carne se hace a través de la venta de cabrito o de animales de 
desecho. El segundo grupo lo conforman los sistemas semi-intensivos, que se ubican 
principalmente en la región de la Laguna y el Bajío, los cuales generalmente manejan 
rebaños encastados o de razas definidas como la Saanen, Alpina y Toggenburg. Por otro 
lado, también en los sistemas semi-intensivos se han creado algunas granjas cuyo mayor 
interés es la producción de carne y que han establecido cruzas con la raza Boer, su objetivo 
es producir cabritos y leche, la alimentación la conforman potreros de pastos nativos o de 
praderas inducidas y/o esquilmos regionales (bagazos de frutas, rastrojos y otros). El tercer 
grupo está conformado por los sistemas estabulados, pertenecientes a la región norte, 
localizada en las zonas áridas y semiáridas del país, la componen los estados de Coahuila, 
Nuevo León, San Luis Potosí, Durango y Zacatecas, la cría se orienta principalmente a la 
producción de leche y cabrito. La utilización de engordas como sucede en otras especies 
como las ovejas o bovinos no ha sido un sistema muy utilizado en las cabras, aunque no 
significa que la especie este exenta de su uso (Arbiza y de Lucas, 2001; Haenlein, 2001; 
Shrestha y Fahmy, 2005). 
Dentro de las razas caprinas en México, podemos hacer mención de las cabras 
nativas Criolla y Cimarrona de la Isla de Guadalupe, (ésta última caracterizada por producir 
pelo fino y cuyo hábitat es la Isla de Guadalupe, en Baja California), de las razas 
especializadas en producción de leche (Saanen, Alpina, Toggenburg, Anglonubia y 
Granadina), de la Angora para producción de pelo y de la Boer para carne (López, 1985; 
Echavarria et al., 1992; Vargas et al., 1992). 
 
2.2. La importancia del macho en el ciclo reproductivo. 
 
 El pico de la actividad sexual del macho cabrío ocurre en otoño y coincide con el 
drástico incremento en la concentración plasmática de testosterona durante la estación de 
apareamiento en otoño. En este animal se estimula la secreción de FSH y testosterona en 
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los días cortos, mientras que en los días largos, esa secreción se inhibe. La magnitud de la 
secreción de gonadotropina y testosterona en el suero de los machos en respuesta a los 
cambios en la duración del día muestran diferencias según la raza. Esas evidencias son 
aparentes durante los días cortos, cuando el eje hipotálamo – hipofisario testicular es más 
activo (Jainudeen et al., 2002). 
El impacto del macho sobre la fertilidad y la genética es muy grande ya que unos 
pocos machos seleccionados proveen los espermatozoides para la producción de miles de 
descendientes a través de la inseminación artificial. El macho es responsable de muchas 
preñeces al año cuando se usa la monta natural, pero cuando se usa inseminación artificial 
el número de preñeces puede aumentar a miles. Debido al gran impacto del macho sobre el 
número de hembras preñadas y a la mayor facilidad de estimar la fertilidad en machos que 
en hembras, se ha puesto mayor énfasis en la evaluación de los sementales a pesar de que 
las hembras contribuyen más que los machos en cada ciclo reproductivo. La estimación de 
la fertilidad es posible realizarla en machos empleados para preñar a gran número de 
hembras o en la medición de variables correlacionadas a ésta. Frecuentemente, se mide una 
característica para estimar otra diferente, por ejemplo la motilidad espermática tiene cierto 
valor de correlación con la fertilidad. (Price et al; 1991; Foote, 2003). 
 Para evaluar el potencial reproductivo de un macho se han investigado diferentes 
etapas del ciclo reproductivo como son: la formación de los espermatozoides, la 
capacitación espermática y la fertilización. Algunas técnicas que se han empleado para 
medir dichas etapas son: el tamaño testicular, biopsia e histología de los testículos, la 
recolección frecuente de semen, la producción total de espermatozoides, la motilidad y 
morfología espermática y la integridad del ADN espermático (Hahn, 1999; Foote, 2003; 
Holt, 2009). Las características externas de los testículos y la producción de un gran 
número de espermatozoides simplifican la aplicación de una variedad de pruebas asociadas 
con características genéticas y fenotípicas importantes para mantener una alta fertilidad 
(Hunter, 1982). 
 
 
 
 
15 
 
2.3. Pruebas de calidad seminal. 
 
Los espermatozoides se pueden obtener fácilmente en grandes cantidades para poder 
estudiar muchas características que son indicadores indirectos de fertilidad. Entonces, es 
importante distinguir que características del espermatozoide son útiles para estimar su 
capacidad funcional final. Algunas pruebas como la motilidad, morfología y metabolismo 
de los espermatozoides se correlacionan con la fertilidad. La evaluación de la motilidad es 
la prueba más utilizada debido a la rapidez con que se hace y a que el porcentaje de células 
móviles se relaciona con la fertilidad. Obviamente, la precisión con que se hace la 
estimación del movimiento espermático o de cualquier otra característica es muy 
importante. La morfología espermática, especialmente el estado del acrosoma, es un 
indicador importante de la fertilidad. Saacke y White (1972) realizaron trabajos con semen 
de toro y determinaron las correlaciones que existen entre la fertilidad y el porcentaje de la 
motilidad espermática, y también determinaron las correlaciones que existen entre la 
fertilidad y el porcentaje de acrosomas normales, de las cuales obtuvieron: el 0.56 para el 
primer caso y el 0.81 para el segundo respectivamente. 
 
2.4. Pruebas de fertilidad in vitro en la estimación de la fertilidad. 
 
La gran cantidad de factores que influencian la fertilidad nos indican que se 
requieren estimar múltiples características con precisión. La aplicación más interesante y a 
la vez desafiante del análisis de semen es que nos permita distinguir entre diferentes y 
sutiles niveles de fertilidad (Cox, 2002; Holt, 2009). 
 Tomando en cuenta que los machos producen millones deespermatozoides, que en 
las hembras existen mecanismos que retrasan o evitan su llegada al ovocito, y a que en el 
aparato reproductor de la hembra suceden eventos fisiológicos sofisticados que analizan los 
espermatozoides que llegan a su interior, eliminando la mayoría de ellos y protegiendo a los 
pocos privilegiados que alcanzan el oviducto, los estudios de fertilidad in vitro son muy 
valiosos para el estudio de algunos mecanismos como la capacitación, la reacción 
acrosomal y la interacción del espermatozoide con la zona pelúcida. Al conocer con detalle 
cómo operan estos mecanismos podrían imitarse in vitro, para desarrollar pruebas objetivas 
16 
 
que permitan predecir la probabilidad de que los espermatozoides alcancen y sean capaces 
de fertilizar el ovocito (Amann, 1993; Higdon, 2000; Wassarman, 2001; Holt, 2009). 
Se supone que cada macho produce una combinación ligeramente diferente pero 
consistente de subpoblaciones de espermatozoides dependientes de la capacidad 
espermática de los testículos, es decir, que en una población de espermatozoides existe una 
variedad de subpoblaciones funcionalmente distintas, que pueden ser definidas como 
células completamente funcionales o como deficientes en diferente grado en una o más de 
las características funcionales necesarias para participar en cada aspecto de la fertilización, 
esto se ha descrito con base en experimentos de inseminación heterospérmicos (mezcla de 
semen de varios machos) (Beatty, 1969; Cox, 2002; Holt, 2009). 
Cuando se evalúan los atributos de los espermatozoides relacionados con su 
capacidad para fertilizar, todos esos atributos tienen que alcanzar unos estándares mínimos. 
El número de atributos potenciales que determinan la funcionalidad de los espermatozoides 
es enorme, sin embargo un análisis de laboratorio típico solamente evalúa unos cuantos, 
una morfología normal, motilidad progresiva y la capacidad para adquirir el movimiento de 
hiperactivación son atributos considerados necesarios para la función espermática, estos 
atributos pueden ser medidos razonablemente bien utilizando los métodos disponibles. Sin 
embargo, el estado de capacitación es probablemente una de las señales involucradas en la 
selección de espermatozoides. Si la capacitación se inicia de forma prematura, antes de que 
el espermatozoide alcance el reservorio del istmo oviductual, el espermatozoide se volverá 
inestable y sobrevivirá por un periodo relativamente corto. Por lo anterior, se cree que si se 
aplica a los espermatozoides pruebas basadas en su funcionalidad se podrá simular, aunque 
parcialmente, el papel del aparato reproductor femenino en el proceso de la fertilización 
(Ho y Suárez, 2001; Wassarman, 2001; Flint et al., 2003; Holt, 2009). 
Cuando se conozca a profundidad los mecanismos por los cuales los 
espermatozoides se vuelven capaces de iniciar el proceso de la fertilización y ésta se 
continúe con el desarrollo y mantenimiento de la gestación, se podrán desarrollar pruebas 
para evaluar in vitro subpoblaciones de espermatozoides y predecir su potencial para llevar 
a cabo la fertilización in vivo (Irvine et al., 2000; Fearon y Wegener, 2000; Foote, 2003). 
Se sugiere que para aumentar el valor de las pruebas de laboratorio en la predicción 
de la fertilidad de diferentes machos se debe mejorar la capacidad de realizar en paralelo 
17 
 
pruebas múltiples de funcionalidad espermática. El desarrollo de pruebas precisas de la 
calidad seminal de las diferentes especies productivas, cuyo objetivo sea identificar los 
machos con diferente grado de fertilidad, es sin duda una tarea necesaria y difícil (Amann, 
1993; Foote, 2003; Wassarman, 2001; Evenson et al., 2002; Holt, 2009). 
 
2.5. Generalidades del aparato reproductor de macho. 
 
2.5.1. Testículos. 
 
 Los testículos son las gónadas masculinas u órganos sexuales primarios. Están 
encargados de realizar dos funciones: i) producción de gametos masculinos 
(espermatozoides) y ii) producción de hormonas masculinas (andrógenos). Dos funciones 
íntimamente relacionadas ya que la producción de espermatozoides depende de la 
producción de andrógenos. Cada uno de los testículos de macho cabrío pesan de 100 – 150 
gramos. Esto es importante ya que el número de espermatozoides producidos se relaciona 
con el tamaño de los testículos (Frandson, 1995; Evans y Maxwell, 1990; Hafez y Hafez, 
2002; Franca et al., 2005). 
 Las espermatogonias son células que se localizan a lo largo de la membrana basal 
de los túbulos seminíferos, conforme las células espermáticas se dividen y maduran, se 
mueven desde la membrana basal a la luz de los túbulos para transformarse en 
espermatozoides. La producción de espermatozoides en el testículo normalmente 
ocurre de 4–7°C por debajo de la temperatura corporal. Cuando la temperatura ambiental 
disminuye, los mecanismos de calentamiento del propio animal son suficientes para 
mantener una temperatura testicular apropiada y una correcta producción de 
espermatozoides. Sin embargo, en condiciones extremas de calor, puede que los 
mecanismos de enfriamiento no sean lo suficientemente capaces de eliminar el exceso de 
calor por lo que la producción de espermatozoides puede verse afectada y puede inducir a 
una esterilidad temporal (Ricker et al., 1996; Evans y Maxwell, 1990; Rooij y Russell, 
2000; Dacheux y Dacheux, 2002). 
 
 
18 
 
2.5.2. Epidídimo. 
 
 El epidídimo es el encargado de funciones tan vitales como el transporte, 
maduración y almacenaje de espermatozoides. Tienen una forma alargada y están 
íntimamente en contacto con los testículos. Cuando los espermatozoides se liberan de los 
túbulos seminíferos son infértiles e inmaduros, pero a su paso por el epidídimo adquieren 
la motilidad necesaria y la capacidad para fertilizar el ovocito. En la cola del epidídimo se 
almacenan gran cantidad de espermatozoides (en el macho cabrío de 12 – 16 mil millones), 
que son expulsados durante la eyaculación por las contracciones de la pared del conducto 
epididimario (Evans y Maxwell, 1990; Hafez y Hafez, 2002; Kirby et al., 2003; Suzuki et 
al., 2004). 
 
2.5.3. Conducto Deferente. 
 
 El conducto que transporta a los espermatozoides desde la cola del epidídimo a la 
uretra (conducto central del pene) recibe el nombre de conducto deferente. Junto a la uretra 
y los conductos deferentes se encuentra un grupo de glándulas sexuales secundarias: 
glándulas vesiculares, glándula próstata y dos glándulas bulbouretrales, este grupo de 
glándulas producen líquidos que se vierten en el tracto masculino y se mezclan con los 
espermatozoides formando así el semen (Evans y Maxwell, 1990; Dacheux y Dacheux, 
2002). 
 
2.6. Semen 
 
 El semen lo forman dos principales constituyentes: el plasma seminal y los 
espermatozoides. El semen es un líquido generativo del macho que contiene los gametos 
masculinos (espermatozoides), se deposita en la vagina de la hembra durante la cópula y 
puede recogerse por medios artificiales para su estudio, almacenamiento y/o uso en 
inseminación artificial. La composición del semen varía según las especies. El plasma 
seminal es una mezcla de líquidos secretados por las glándulas sexuales accesorias. El 
plasma tiene tres funciones principales: i) actúa como vehículo para los espermatozoides, 
19 
 
transportándolos desde el sistema reproductor del macho, durante la eyaculación, ii) sirve 
de activador para los espermatozoides, previamente no móviles, y iii) proporciona un medio 
rico en nutrientes tamponado que colabora en mantener la supervivencia de los 
espermatozoides después de ser depositados en el aparato genital de la hembra. El plasma 
seminal contiene concentraciones de ácido cítrico, ergotioneína, fructosa, 
glicerilfosforilcolina y sorbitol. También están presentes cantidades apreciables de ácido 
ascórbico, aminoácidos, péptidos, proteínas, lípidos, ácidos grasos y numerosas enzimas,además de constituyentes antimicrobianos como inmunoglobulinas de la clase IgA. 
Asimismo, se han detectado en el plasma seminal una variedad de sustancias hormonales, 
incluyendo andrógenos, estrógenos, prostaglandinas, FSH, LH, sustancia similar a la 
gonadotropina coriónica, hormona del crecimiento, insulina, glucagon, prolactina, relaxina, 
hormona liberadora tiroidea y encefalinas. El plasma seminal de los machos cabríos en 
ocasiones puede ser de color amarillento por su contenido en riboflavina, procedente de las 
glándulas vesiculares (Prinz y Zaneveld, 1980; Evans y Maxwell, 1990; Setchel, 1991; 
Rooij y Russell, 2000; Ax et al., 2002; Garner y Hafez, 2002). 
 
2.6.1. Características del semen. 
 
 La composición del semen varía según las diferentes especies. Tanto el volumen del 
semen como la concentración de espermatozoides están íntimamente relacionados con la 
anatomía y los hábitos de monta de una especie determinada. En los ovinos, bovinos y 
caprinos la eyaculación es espontánea y sólo dura unos segundos. Durante la cópula el 
semen se deposita en la parte anterior de la vagina. Este tipo de deposición se conoce como 
deposición vaginal y el semen de estas especies es relativamente bajo en volumen y, por 
tanto, de alta concentración; los volúmenes grandes de semen serían rechazados por cuanto 
no podrían alojarse en la vagina de estas hembras. El volumen de semen en el macho cabrío 
es de 0.5 – 1.5 ml, su concentración de 1, 500 – 5,000 millones por ml. (Klug et al., 1982; 
Setchel, 1991; Herman et al., 1994; Evans y Maxwell, 1990). 
 
 
 
20 
 
2.6.2. Recolección del semen. 
 
 Existen dos métodos para obtener el semen, denominados como el de la vagina 
artificial y el de la estimulación eléctrica. El primero es preferido dada su rapidez y 
limpieza, no es estresante para el semental y proporciona un semen de mejor calidad. Por el 
sistema de la vagina artificial se puede recoger semen, varias veces al día. La estimulación 
eléctrica se debe usar cuando se precise recolectar semen de un macho que no es posible 
entrenarlo con la vagina artificial; este método tiene el inconveniente de producir malestar 
al macho, no se pueden hacer recolecciones frecuentes de semen, y por otra parte se 
contamina fácilmente con orina, durante el procedimiento. El semen obtenido, por este 
método, presenta mayor volumen, pero menor concentración, en comparación cuando se 
obtiene por vagina artificial. (Hawks y Belows, 1980; Evans y Maxwell, 1990; Ax et al; 
2002). 
 
2.6.3. Recolección de semen por vagina artificial. 
 
La vagina artificial es una imitación de la vagina de la cabra, que proporciona el 
estímulo térmico (temperatura) y mecánico (presión) que son necesarios para producir la 
eyaculación. La vagina artificial utilizada para los machos cabríos consiste en un tubo 
externo (de 15 x 5,5 cm) fabricado de plástico fuerte que en la parte interna será recubierto 
con una funda de látex, que tenga buenas propiedades impermeables, y no permita el paso 
de agua. La vagina deberá estar seca, limpia y estéril; una misma vagina no se debe utilizar 
para distintas recolecciones de semen. Después de cada uso se debe de lavar y enjuagar con 
agua destilada y secarla profundamente. Se llena la mitad del depósito con agua de 48-
50°, evitar en todo momento que el agua penetre en el tubo interno ya que puede ser la 
causa de mortandad de los espermatozoides. En el otro extremo se debe colocar el tubo de 
vidrio estéril y calibrado, para recoger el semen. La temperatura de la vagina artificial, 
antes de recoger el semen, deberá ser de 42-45°C, lo que se puede controlar mediante la 
inserción de un termómetro limpio. Cuando el semental realice la monta, el pene se debe 
dirigir al extremo abierto de la vagina artificial. Los operarios diestros pueden ser capaces 
de interceptar al pene, pero a menudo la mano izquierda se utiliza para sujetar la vaina y 
21 
 
dirigir el pene al extremo abierto de la vagina artificial. El pene se debe dirigir hacia la 
parte superior de la vagina y ésta se retirará en el momento que el macho desmonte. Los 
movimientos vigorosos hacia arriba y hacia adelante significan que se ha producido la 
eyaculación. Se debe dejar que el macho retire el pene de la vagina antes de intentar retirar 
ésta. Después de obtenida la muestra se coloca en un baño maría 30° C. La frecuencia con 
la que se puede colectar el semen depende de la edad, de la condición y del temperamento 
del animal. Cuando aumenta la frecuencia de las recolecciones en un mismo macho, el 
volumen y concentración del semen disminuyen con los sucesivos eyaculados. Sin 
embargo, un régimen de 3-5 recolecciones diarias, durante periodos de 4-5 días, separados 
por 2-3 días de descanso, no reducirá sensiblemente la cantidad y calidad del semen. Para 
los machos cabríos, 2-3 recogidas diarias, en días alternos, puede considerarse como un 
régimen normal. Se admiten intervalos de 0,5 – 1 hora, entre las sucesivas recolecciones 
diarias de semen, a fin de obtener eyaculados de buen volumen y concentración adecuada 
(Sorensen, 1979; Hawks y Belows, 1980; Evans y Maxwell, 1990; Chemineau et al., 1991; 
Garner, 1991). 
 
2.7. Espermatozoides. 
 
Los espermatozoides son los gametos masculinos que se producen en los túbulos 
seminíferos. Un espermatozoide es una célula altamente especializada, cada célula 
espermática está formada por dos partes principales: cabeza y cola. 
 En los mamíferos, el proceso que permite producir semen se conoce con el nombre 
de espermatogénesis, ésta comienza en la pubertad y se continúa durante la vida adulta del 
macho en el tejido epitelial del testículo, que está conformado por una serie de conductos 
delgados llamados túbulos seminíferos donde mediante un proceso de división y 
diferenciación celular se producen los espermatozoides. La cabeza del espermatozoide es 
plana y ovoide, ocupada en casi su totalidad por el núcleo. Este está formado por los 
cromosomas, responsables de portar la información genética paterna, la cromatina 
condensada consiste en un complejo formado por ácido desoxirribonucleico (DNA) y una 
clase especial de proteínas básicas llamadas protaminas espermáticas. Su número 
cromosómico y, por tanto, el contenido de DNA nuclear es haploide; esto es posee la mitad 
22 
 
de cromosomas que el núcleo de las células somáticas de la misma especie. La naturaleza 
haploide de las células espermáticas se debe a las divisiones celulares meióticas que 
ocurren durante su formación. La parte anterior de la cabeza está envuelta por una caperuza 
especial, llamada acrosoma, portadora de las enzimas necesarias para el proceso de la 
fertilización, estas enzimas son: acrosina, hialuronidasas y otras enzimas hidrolíticas, el 
segmento ecuatorial de acrosoma es importante debido a que es esta parte del 
espermatozoide, junto con el segmento anterior de la región posacrosómica, la que se 
fusiona inicialmente con la membrana del oocito durante la fecundación. La cola o flagelo, 
es el orgánulo locomotor de los espermatozoides. El movimiento de la cola es el 
responsable de la propulsión de los espermatozoides. La cola se divide en tres regiones: 
pieza proximal, pieza principal y pieza terminal. A lo largo de todo el flagelo existe un 
núcleo axial común formado por una serie de elementos contráctiles, o fibrillas. La 
contracción o relajación de estas fibrillas son las responsables del movimiento. La pieza 
proximal es la región más gruesa de la cola, donde el eje está rodeado de una lamina 
mitocondrial, las mitocondrias son los orgánulos responsables de aportar la energía 
necesaria para la locomoción. La pieza intermedia, o principal, es la parte más larga de la 
cola y contiene la mayor parte de la maquinaria propulsora. La longitud del espermatozoide 
de macho cabrío es de 60 micras. La cabeza mide 8-10 micras de largo, y 4 micras de ancho 
y 1 micra degrueso (Johnson, 1991; Kretser y Kerr, 1994; Eddy y O‟Brien, 1994; Garner y 
Hafez, 2002). 
 
2.7.1. Motilidad de los espermatozoides. 
 
 Un hecho característico de los espermatozoides, que a la vez es un prerrequisito para 
la fertilización, es su motilidad, con lo que la determinación de ésta nos puede proporcionar 
una idea, para conocer la calidad del semen. Los espermatozoides pueden tener los 
siguientes tipos de movimientos: movimiento progresivo hacia adelante, movimiento 
circular o rotatorio, movimiento oscilatorio o convulsivo sin progreso ni cambio de 
posición. Estos movimientos sólo pueden ser visualizados mediante microscopía óptica, 
bajo cubre-objetos. Para la inseminación sólo se deben usar muestras de semen que 
presenten altas proporciones de espermatozoides con motilidad progresiva 
23 
 
aproximadamente del 80%. La velocidad de movimiento hacia adelante de un 
espermatozoide, suspendido en el plasma seminal, es de 5-15 mm por minuto (promedio 
7mm/min). La velocidad y tipo de movimiento de los espermatozoides puede variar según 
un gran número de factores como: método de recolección del semen, factores ambientales, 
manejo del semen después de recolectado, intervalo entre la recolección y la valoración y 
variaciones individuales del propio semental. Cuando se observa, al microscopio con pocos 
aumentos, una gota de semen, se puede observar las ondas de movimiento, que son debidas 
a los movimientos de los espermatozoides en diferentes direcciones. La presencia y 
velocidad de tales ondas se puede utilizar como criterio adecuado de valoración, bajo 
condiciones de campo. La onda de movimiento sólo se puede observar en las especies que 
poseen una alta concentración espermática del semen, como es el caso de los ovinos y 
caprinos (Evans y Maxwell, 1990; Graham y Foote, 1990; Franca, 2005). 
 
2.7.2. Metabolismo de los espermatozoides. 
 
 La energía necesaria para mantener la motilidad y viabilidad de los espermatozoides 
procede de los azúcares, especialmente de la fructosa, presentes en el plasma seminal. La 
glucosa que también es metabolizada por los espermatozoides, a menudo, se utiliza como 
componente de los diluyentes. Cuando los azúcares son metabolizados por los 
espermatozoides se produce dióxido de carbono (CO2), agua y algo de ácido láctico. El 
dióxido de carbono en alta concentración tiene el efecto de inhibir la motilidad de los 
espermatozoides y puede ser utilizado como un medio de conservación del semen a corto 
plazo. El semen sin diluir incubado durante largos periodos de tiempo puede acumular 
dióxido de carbono en cantidad suficiente para inhibir la motilidad de los espermatozoides. 
En estos casos, se puede recuperar la motilidad diluyendo el semen con diluyente fresco, 
con lo que también se diluye el CO2. Sin embargo, si se acumula ácido láctico metabólico 
en el semen, el pH puede descender y puede reducir, irreversiblemente, la viabilidad de los 
espermatozoides. Consecuentemente el semen se debe utilizar lo más fresco posible 
(Sorensen, 1979; Evans y Maxwell, 1990; Johnson, 1991; Amman, 1993; Garner y Hafez 
2002). 
 
24 
 
2.7.3. Factores que afectan a la supervivencia de los espermatozoides. 
 
 El semen, que al momento de la recolección, puede ser de buena calidad se deteriora 
con facilidad conforme avanza el tiempo. El semen del macho cabrío es muy sensible a los 
cambios ambientales y otras circunstancias, por lo que es aconsejable el tomar medidas 
precautorias cuando se manejen muestras de semen. Los factores que pueden afectar a la 
supervivencia de los espermatozoides son los siguientes (Evans y Maxwell, 1990; 
Johnson,1991; Dadoune y Demoulin, 1993): 
 
 Temperatura: La temperatura del semen, en el momento de la eyaculación, es 
próxima a la del cuerpo (37,5°C). Temperaturas superiores a los 45°C matan a los 
espermatozoides. 
 Luz: La luz solar directa es muy perjudicial para el semen 
 Contacto con metal: El contacto con metal, de cualquier tipo, es peligroso para los 
espermatozoides. 
 Contacto con agua: El agua reduce la presión osmótica del plasma seminal con lo 
que puede matar a los espermatozoides. 
 Impurezas y bacterias: Las bacterias, el polvo, los pelos, la orina y otros 
contaminantes que puedan estar contenidos en el semen reducen la viabilidad de los 
espermatozoides hasta provocarles la muerte. 
 Desinfectantes: Los desinfectantes y antisépticos son muy peligrosos para los 
espermatozoides. 
 Exposición prolongada: El oxigeno del aire incrementa, notablemente, la actividad 
metabólica de los espermatozoides, con lo que se acumula ácido láctico en el semen 
y provoca su muerte. 
 Capacidad tamponante del diluyente: El medio que se utilice para diluir el semen 
debe tener suficiente capacidad amortiguadora para mantener el pH óptimo. 
 Presión osmótica del diluyente: Los componentes (solutos) disueltos en el medio 
que rodeen al espermatozoide pueden ejercer cierta presión sobre la membrana 
celular y romperla 
 
25 
 
 
2.8. Evaluación del Semen. 
 
2.8.1. Color y olor. 
 
 El color del semen es el primer factor que se valora y se debe hacer en el mismo 
tubo de la recolección. El semen del macho cabrío es blanco grisáceo o amarillento, 
pudiendo variar de unos eyaculados a otros, aún del mismo semental. La presencia de 
sangre le dará una coloración rosácea y puede ser debido a lesiones del pene durante la 
recolección. Las coloraciones gris o parda son indicadores de contaminación o alguna clase 
de infección en el sistema reproductor. Si hay presencia de orina existirá un olor 
característico a demás de que la coloración será menos intensa, esto suele ocurrir con 
bastante frecuencia cuando se obtiene semen por electroeyaculación (Garner, 1991; Ollero 
et al., 1996; Ax et al., 2002; Nel-Themaat et al., 2006). 
 
2.8.2. Volumen. 
 
 El volumen del eyaculado se puede medir directamente en el tubo de recolección o 
con más seguridad utilizando una pipeta calibrada. Cuando la recolección se hace con 
vagina artificial el promedio del volumen, para carneros y machos cabríos es de 1,0 ml, 
depende de la edad y de la condición del animal, frecuencia de recolecciones y destreza del 
operario. Los animales jóvenes, ó aquellos que se encuentran en condiciones precarias, por 
lo general presentan eyaculados menos voluminosos. El volumen de cada eyaculado 
disminuye con la frecuencia de las recolecciones dentro del mismo día o a lo largo de varias 
fechas. Cuando el semen se obtiene por eletroeyaculación, el volumen que se obtiene 
depende mucho de la destreza del operario así como también de la respuesta del semental 
(Garner, 1991; Robaire et al., 1995; Díaz y Valencia, 2009). 
 
 
 
 
26 
 
2.8.3. Consistencia. 
 
La consistencia del semen depende de la relación del contenido de sus dos 
constituyentes, espermatozoides y plasma seminal. Las muestras de semen de alta 
consistencia contienen más espermatozoides que las que tienen menor consistencia ó son 
más acuosas. El examen de la consistencia es un método rápido y simple que estima la 
concentración del semen. (Evans y Maxwell, 1990; Woelders, 1990; Herman et al., 1994). 
 
2.8.4. Motilidad Masal. 
 
 La motilidad se valora mediante la característica onda de movimiento del semen o 
según la proporción de la motilidad progresiva de los espermatozoides. La valoración por la 
onda de movimientos es el sistema más simple para determinar la motilidad del semen 
fresco. Cuando el semen ha sido diluido extensivamente o congelado se debe de utilizar la 
valoración mediante la proporción de espermatozoides progresivamente móviles. El semen 
normal del macho cabrío presenta una onda de movimiento característica cuando se mira al 
microscopio. En efecto, los observadores con buena agudeza visual pueden ser capaces de 
observar la onda de movimiento en el tubo de colección, a simple vista, aunque la 
valoración precisa del usodel microscopio. Se coloca una gota de semen sobre un 
portaobjetos limpio, seco y templado (37°C), se cubre y se observa la onda con poco 
aumento (4x ó 10x). La estimación de la motilidad de los espermatozoides se hace sobre la 
base del vigor o potencia de la onda según si está o no presente dicho movimiento. 
Normalmente se valora entre cero y cinco puntos, aunque ésta forma de valoración es 
subjetiva, con la práctica se puede hacer una estimación bastante segura. Las muestras de 
semen de muy buena ó buena motilidad (clasificación 4 ó 5) se pueden utilizar para la 
inseminación artificial. Las muestras con valoración de 3 ó menos pueden dar una fertilidad 
menor con lo que se aconseja desecharlas (Garner, 1991; Holt, 1996; Ax, 2002; Díaz y 
Valencia, 2009). 
 
 
 
27 
 
2.8.5. Motilidad progresiva. 
 
 Este método se utiliza para determinar la proporción de espermatozoides móviles 
para las muestras de semen que se han diluido o que se han conservado, y por ello, pueden 
tener una motilidad reducida. En este caso utilizamos en el microscopio el objetivo (40x). 
Se deposita una gota de semen sobre un portaobjetos limpio, templado (37°C) y se coloca 
un cubreobjetos. El operario debe visualizar varios campos y valorar la proporción 
(porcentaje) de espermatozoides que se mueven hacia adelante. Si la concentración de 
espermatozoides es demasiado densa, para observar los espermatozoides aislados, la 
muestra se puede diluir con un medio adecuado, como la solución salina fisiológica (Evans 
y Maxwell, 1990; Herman et al., 1994; Díaz y Valencia, 2009). 
 
2.8.6. Concentración espermática. 
 
La determinación, de la concentración, se refiere al número de espermatozoides por 
unidad de volumen (normalmente expresado en ml), es muy importante ya que la relación 
de dilución depende de ella. La concentración de espermatozoides puede ser valorada por 
ensayos basados en la consistencia o apariencia del semen, o por el uso de un 
hemocitómetro, colorímetro o contador electrónico de partículas (Coulter). Los diferentes 
métodos varían en su rapidez y seguridad. El método de hemocitómetro es más lento pero 
más seguro. El colorímetro no pude utilizarse para medir los espermatozoides del macho 
cabrío debido a la variación en el color. La concentración en el macho cabrío va desde 2.5 x 
10
9
 a 5.0 x 10
9
 espermatozoides/ml. (Woelders, 1990; Garner, 1991; Milanes et al., 2002; 
Ceiro et al., 2006). 
 
2.8.7. Hemocitómetro. 
 
 El juego (kit) del hemocitómetro completo (o contador de células sanguíneas) está 
formado por una cámara de contaje, un cubre objetos y dos pipetas de mezcla provistas de 
un tubo flexible y una boquilla. La cámara de contaje es un portaobjetos de vidrio grueso 
provista de dos retículas de contaje, situadas en una zona del centro. El diseño de la retícula 
28 
 
varía según el tipo de hemocitómetro, pero normalmente contiene grupos de 16 cuadros 
pequeños divididos por líneas dobles o triples en cuadrados más grandes. Cada pipeta de 
mezcla posee una parte capilar y un bulbo. Para diluir el semen de macho cabrío se debe 
utilizar la pipeta que tiene una perla de vidrio, de color rojo, dentro del bulbo (es la que se 
utiliza para el conteo de hematíes). La pipeta tiene graduaciones de 0,5 y de 1,0 en la parte 
capilar y la marca 101, por encima del bulbo. Es necesario diluir el semen con solución 
salina formolada al 0.3%,, esta solución inmoviliza a los espermatozoides para el contaje. 
La concentración de espermatozoides por ml de semen se calcula simplemente 
multiplicando el número total de espermatozoides en las 5 cuadriculas grandes por 10
7
 
(Evans y Maxwell, 1990; Hafez y Hafez, 2002; Dias y Valencia, 2009). 
 
2.8.8. Morfología de los espermatozoides. 
 
El examen morfológico del semen es una prueba de control de calidad. Cada 
eyaculado contiene una serie de espermatozoides anormales, pero si la proporción de estos 
es muy alta entonces nos encontraremos con un semen de baja fertilidad. Los 
espermatozoides anormales se pueden detectar en frotis de semen teñidos, preparados sobre 
un portaobjetos. Las anormalidades morfológicas se forman en el testículo durante 
cualquier fase del proceso espermatogénico. Las anormalidades primarias o testiculares 
están relacionadas con los cambios cualitativos y cuantitativos del material nuclear y con 
los órganos de origen citoplasmático. Expresando el grado y amplitud del proceso 
patológico germinativo que reduce tanto en calidad como en cantidad el potencial 
espermiogenético del testículo: cabezas deformes, piriformes, globosas, macrocefalias, 
microcefalia, colas enrolladas, cabeza elongada, etcétera (Garner, 1991; Ax et al, 2002; 
Juárez Mosqueda y Valencia, 2009). 
Las anormalidades secundarias se presentan después de la formación de los 
espermatozoides y se encuentran sobre todo en los casos de perturbaciones bioquímicas del 
plasma seminal, causadas frecuentemente por procesos inflamatorios del testículo y de las 
glándulas anexas, por la acción de factores como el aumento o disminución de la 
temperatura en el testículo (Garner, 1991; Ax et al, 2002; Juárez Mosqueda y Valencia, 
2009) 
29 
 
Cuadro 1: Clasificación de anormalidades espermáticas. 
ANORMALIDADES PRIMARIAS 
Espermatozoide con cabeza de forma: 
- piriforme 
- lanceolada 
- angosta o estrecha 
- otras formas 
Acrosoma: 
- desprendido 
- rugoso 
- pequeño 
Espermatozoide con cabeza de tamaño: 
- pequeño (microcefalia) 
- grande (macrocefalia) 
Cabeza 
- amorfa 
- microcefalia 
- macrocefalia 
- desprendida 
Espermatozoide con forma: 
- doble de cabeza o cola 
Cuello 
- paraxial 
- retroaxial 
- con gota citoplasmática 
Espermatozoide con: 
- cola anormal 
- Tracto intermedio anormal 
- cabeza normal y cola 
 altamente enrollada 
- cabeza suelta anormal 
 
Tracto intermedio: 
- quebrado 
- con gota citoplasmática 
- fibrilar 
ANORMALIDADES SECUNDARIAS: 
- Espermatozoide con gota 
citoplasmática proximal 
- Espermatozoide con gota 
citoplasmática distal 
- Espermatozoide con cola enrollada 
- Espermatozoide con acrosoma 
desprendido 
- Espermatozoide con cola quebrada 
Cola 
- enrollada 
- quebrada 
- enrollada 
- alrededor de la cabeza 
 
30 
 
2.9. Capacitación espermática. 
 
 La capacitación espermática es un proceso que incluye una serie de cambios de la 
membrana del espermatozoide, que le permite realizar la fusión de la membrana plasmática 
con la membrana acrosomal externa (reacción acrosomal), así como un cambio en el 
movimiento flagelar conocido como movilidad hiperactivada, que consiste en una 
excursión lateral de la cabeza del espermatozoide sin que exista una trayectoria lineal. Es 
posible que el proceso de capacitación sea un mecanismo de selección para que únicamente 
los espermatozoides con acrosoma intacto inicien el proceso de fertilización, ya que solo 
los espermatozoides capacitados son capaces de atravesar el cúmulo ovígero y unirse a la 
zona pelucida, mientras que los espermatozoides que han completado la reacción acrosomal 
se adhieren al cúmulo ovígero y los que no están capacitados no logran pasar a través de 
esta estructura. Por otro lado, durante el proceso de capacitación los espermatozoides 
incrementan la afinidad por un receptor de la zona pelúcida promoviendo el inicio de la 
reacción acrosomal (Bedford, 1983; Drahorat, 1991; Yanagimachi, 1994; Flesh y Gadella, 
2000; Gadella, 2001). 
La capacitación es el proceso mediante el cual los espermatozoides provenientes de 
la cola del epidídimo o los recién eyaculados, son potencialmente fértiles, pero deben de 
permanecer algunas horas en el tracto femenino antes de adquirir la capacidad de fertilizar. 
Al momento de que se deposita el semen en el tracto femenino, comienzan a desarrollarse 
una serie de cambios fisiológicos en los espermatozoides, estos cambios son parte de la 
capacitación espermática,y le confieren al espermatozoide la habilidad para fertilizar al 
ovocito y es indispensable para que se presente el fenómeno de la reacción acrosomal en el 
espermatozoide (Yanagimachi, 1994). 
La capacitación es necesaria en todas las especies de mamíferos, al menos con 
espermatozoides eyaculados. Sin embargo en algunas especies el tiempo de capacitación es 
muy corto (Fournier-Delpech y Thibault, 1993; Hafez y Hafez, 2002; Juárez y Valencia, 
2009). 
 
 
31 
 
Cuadro 2. Tiempo en horas, de capacitación in vivo e in vitro de espermatozoides 
recolectados de la cola del epidídimo o eyaculados 
 
Especie 
 
In vivo 
(horas) 
In vitro 
Esperma de la cola del 
epidídimo (horas) 
Esperma eyaculado 
(ml) 
Hombre 7 ≠2 
Ratón 1.5-2 
Hámster 4-6 3 
Rata 3 4 
Verraco 1.5-3 >4 
Toro ≠8 >6 
Caprino ≠2 >5 
 (Modificado de Fournier-Delpech y Thibault, 1993). 
 
 Los espermatozoides pueden capacitarse en el istmo en especies como cerdos y 
equinos donde el semen es depositado en el útero. En primates y rumiantes donde los 
espermatozoides se depositan en la vagina la capacitación comienza al pasar por el moco 
cervical (Yanagimachi, 1994; Rodriguez – Martínez et al., 2005). 
 Los pocos espermatozoides vivos que se encuentran en el ámpula del oviducto 
están capacitados y son capaces de fertilizar a los ovocitos inmediatamente, la selección del 
pequeño número de espermatozoides que pueden sufrir la capacitación se da a lo largo del 
tracto femenino. Esto puede explicar porque son necesarios un gran número de 
espermatozoides para poder obtener tasas altas de fertilidad in vitro (Fournier-Delpech y 
Thibault, 1993; Hunter, 1996). 
La capacitación puede ocurrir en el útero o en el oviducto, aunque es más fácil que 
los espermatozoides se capaciten si son expuestos a ambos ambientes. En general los 
estrógenos regulan en el tracto femenino los cambios que causan un efecto estimulante en 
la capacitación. El apareamiento y la capacitación normalmente ocurren cuando la hembra 
esta bajo la influencia de los estrógenos. Cuando la capacitación ocurre en el útero parece 
32 
 
responder más a las hormonas que cuando la capacitación ocurre en el oviducto (Gary, 
1991; Harrison y Gadella, 2005). 
 
2.9.1. Factores Capacitantes. 
 
Los factores capacitantes son sustancias que estimulan la capacitación espermática, 
estos factores se encuentran tanto en el tracto reproductor femenino, como en el plasma 
seminal (Hafez y Hafez, 2002; Mejía y Medrano, 2008). El plasma seminal de bovino 
contiene proteínas designadas como proteínas del plasma seminal (BSP) que se unen a la 
membrana espermática durante la eyaculación y actúan como receptores a la heparina, 
aumentando el número de sitios de unión entre heparina y la membrana espermática del 
espermatozoide, potenciando su acción las BSP también se unen a una proteína conocida 
como lipoproteína de alta densidad (HLD) presente en el fluido del oviducto actuando de la 
misma forma. Esta lipoproteína facilita el flujo de colesterol al exterior durante las etapas 
tempranas de la capacitación. Cuando los espermatozoides llegan al plasma seminal y se 
unen a las BSP se promueve un primer flujo de colesterol al exterior, sin embargo, este no 
es suficiente para promover la capacitación del espermatozoide, lo que indica que se da un 
segundo flujo de colesterol inducido por HDL (Langlais et al., 1988; Thérien et al., 1995). 
El fluido del oviducto es capaz de capacitar el espermatozoide dependiendo de la 
dosis y si la hembra está en estro. Se han identificado del oviducto la presencia de 
glicosaminoglicanos (GAG‟s) que promueven la capacitación de espermatozoides; y llegan 
a la reacción acrosomal en presencia de la zona pelúcida o tratados con un componente 
fusogénico que facilita la fusión de las membrana. Se determinó que los GAG‟s presentes 
en el oviducto contienen 12% condroitín sulfato, 26% similar a la heparina o heparán 
sulfato, 39% de ácido hialurónico y 24% de un GAG no identificado presumiblemente 
keratán sulfato. Se ha sugerido que el factor capacitante más efectivo es el heparán sulfato 
presente en las células epiteliales del oviducto (Parrish et al., 1988; Parrish et al., 1989; 
Parrish et al., 1999; Kawakami et al., 2001). 
La función secretora de las células epiteliales del oviducto se activa durante el estro 
en diferentes especies. En el caso de la oveja se ha encontrado en el oviducto un factor 
inductor de la reacción acrosomal durante el estro y un factor que inhibe al anterior durante 
33 
 
la fase lútea; mientras que la adición del fluido colectado de la pared uterina de las perras 
en celo al medio de capacitación mantiene la movilidad e induce la capacitación. Es posible 
que el mecanismo de acción de los GAG‟s sea unirse a la membrana plasmática del 
espermatozoide removiendo proteínas del plasma seminal. Otro componente dentro del 
fluido del oviducto es la HDL que aumenta durante la ovulación e induce la capacitación 
espermática (Langlais et al., 1988; Miller et al., 1990; Kawakami et al., 2001). 
 
2.9.2. Factores Decapacitantes (FD) del plasma seminal. 
 
 Los espermatozoides obtenidos del epidídimo suelen fertilizar ovocitos mas 
fácilmente que el eyaculado, sin embargo, al ser expuestos al plasma seminal se vuelven 
infértiles, por lo que se consideró la existencia de factores decapacitantes en el plasma 
seminal (Chang, 1957; Nagai et al., 1984; Niwa et al., 1985). 
En el plasma seminal existen factores decapacitantes (DF) que deben ser removidos 
antes de que el espermatozoide adquiera la habilidad de fertilizar. Los primeros FD 
descritos involucran glicoproteínas en el plasma seminal que se asocian al esperma con la 
eyaculación tales como el factor proteína similar a la fibronectina, factor estabilizador del 
acrosoma aislado del plasma seminal de conejo, factor antifertilidad del plasma seminal de 
humano, péptido promotor de la fertilización (FPP), caltrina en toro, calsemina en oveja y 
humano. El esperma proveniente del epidídimo también requiere de cierta capacitación para 
poder lograr la fertilización del ovocito, a pesar de no tener contacto con el plasma seminal, 
ya que se han descrito DF originados en el epidídimo, como el factor epididimario 
inhibitorio de la fertilización del ratón, así como la proteína estabilizadora del acrosoma. 
Los FD de ratón modulan las concentraciones intracelulares de calcio por la estimulación 
de la ATP-asa de Ca2+ manteniendo disminuida la concentración intracelular de calcio y su 
expulsión al compartimiento extracelular, por lo que la pérdida de DF aumentaría el calcio 
intracelular y las células serían capaces de responder a las moléculas asociadas al ovocito 
para iniciar la reacción acrosomal (Fraser, 1984; Yanagimachi, 1994; Funahashi et al., 
2000). 
 
 
34 
 
2.9.3. Eventos durante la capacitación. 
 
Se ha puesto mucho interés en dilucidar los eventos tempranos del proceso de la 
capacitación ocurridos en la membrana plasmática del espermatozoide, que llevan a un 
eventual aumento de fluidez y capacidad de fusión, características requeridas para que se 
produzca la reacción acrosomal. El contacto de los espermatozoides con un medio rico en 
bicarbonato resulta en la activación de adenilciclasa que a su vez lleva a un aumento rápido 
de AMPc y de fosforilación dependiente de Proteína Cinasa A. Estos cambios activan una 
enzima, escramblasa, que es una fosfolipasa que puede mover fosfolípidos entre las capas 
interna y externa de membrana y que causa cambios rápidos en la asimetría de los 
fosfolípidos. En el espermatozoide, la activación de la escramblasa resulta en la presencia 
de fosfatidilserina y fosfatidiletanolamina en la capa externa, estos fosfolípidos 
normalmente se localizan de forma casi exclusiva en la capa interna, y estos cambios 
reducen la estabilidad de la membrana plasmática. La desestabilización de la membrana,iniciada por la escramblasa, facilita que el colesterol sea removido de la membrana; la 
albúmina está involucrada en la remoción de colesterol, a la cual se le considera un receptor 
de colesterol (Fraser, 2010). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
35 
 
 
Cuadro 3. Cambios en iones intracelulares durante la capacitación 
Ion Cambios 
Calcio La concentración intracelular de calcio se mantiene 
baja tanto en la cabeza como en la cola del 
espermatozoide; sin embargo, el calcio extracelular 
debe ser internado para el éxito de la fertilización, ya 
que se requiere para: 
- capacitación 
- motilidad hiperactivada 
- reacción acrosomal 
- requerimientos del ovocito. 
Sodio Se requiere sodio extracelular tanto para la 
capacitación como para la reacción acrosomal. Un 
pequeño aumento de sodio se asocia con la 
capacitación y un aumento mayor con la reacción 
acrosomal. 
Potasio El potasio no se requiere para la capacitación 
únicamente para la reacción acrosomal, expresión de 
la movilidad hiperactivada así como para la fusión 
del espermatozoide con el ovocito. 
Hidrogeno y Bicarbonato El intercambio de Na+- H- durante la capacitación 
en el cual entra Na+ y sale H+, aumenta el pH 
intracelular. El ambiente in vivo donde los 
espermatozoides de mamíferos se capacitan tienen 
un pH alcalino, debido a que los fluidos del tracto 
reproductor femenino son trasudados de suero 
sanguíneo cuyo pH es aproximado a 7.4. Se observa 
un decremento en la movilidad y cantidad de 
espermatozoides con reacción acrosomal con pH 
menor a 7. 
Zinc Las concentraciones intracelulares de Zinc decrecen 
en el acrosoma durante la capacitación. 
(Fraser, 1995; Zeng et al., 1996; Baldi et al., 2000; Flesh y Gadella, 2000). 
 
36 
 
2.9.4. Hiperactivación. 
 
Se han reportado un gran número de cambios metabólicos que han sido asociados 
con la capacitación incluyendo un patrón en la motilidad que se denomina como 
hiperactivación (Gary, 1991; Rath et al., 2005). 
El espermatozoide capacitado posee una motilidad hiperactivada y una forma 
diferente de mover la cola, mostrando un movimiento mucho más vigoroso y una 
trayectoria no linear. El movimiento de la cola le permite al espermatozoide nadar por el 
fluido del oviducto y a través de las capas que cubren el ovocito. Para iniciar la 
hiperactivación es necesario un medio con suficiente calcio, bicarbonato, potasio y energía 
metabolizable, lo cual aumenta el AMPc intracelular, estimulando la proteína cinasa A 
(PKA) y tripsina cinasa, fosforilando en residuos de tirosina una proteína del axonema que 
le permite moverse activamente. En este punto se requiere ATP para mantener la 
hipermotilidad además de esta vía se ha reportado la presencia de una proteína G y proteína 
cinasa en el flagelo (Gary, 1991; Yanagimachi, 1994). 
 
2.9.5. Reacción acrosomal 
 
La capacitación es seguida por la reacción acrosomal sin la cual no sería posible la 
penetración del óvulo. La reacción consiste en lo siguiente: la membrana plasmática del 
espermatozoide en la región de la cabeza donde se encuentra el acrosoma se une en 
diferentes puntos con la membrana exterior del acrosoma, seguida por una vesiculación 
extensa sobre el segmento anterior del acrosoma lo cual da lugar a la liberación de enzimas 
hidrolíticas, por ejemplo hialuronidasa y acrosina, las cuales participan en la penetración en 
el óvulo, éstas enzimas permiten disolver la estructura gelatinosa y el cúmulus de tal 
manera que el espermatozoide encuentre su fácil camino a la superficie de la zona pelúcida. 
Posteriormente, las membranas fusionadas (del espermatozoide y del acrosoma) se 
desprenden de la cabeza del espermatozoide, entonces el espermatozoide se encuentra 
dentro de un mosaico formado por la membrana interna del acrosoma y lo que queda de la 
membrana plasmática (Gary, 1991; Parrish et al., 1999; Fraser, 2010). 
37 
 
Además de los cambios tempranos en la arquitectura de la membrana plasmática, 
dependientes de la activación de la adenilciclasa, ocurren otras modificaciones como la 
pérdida de moléculas sobre la superficie del espermatozoide. Durante este evento se 
pierden factores decapacitantes. Posteriormente, los espermatozoides se pueden recapacitar 
y recobrar su capacidad fertilizante, esto indica que la capacitación es un proceso reversible 
ya que la capacitación puede perderse cuando los espermatozoides entran en contacto con 
el fluido seminal, y restaurarse en el tracto genital de la hembra y continúe con la reacción 
acrosomal (Gary, 1991; Parrish et al., 1999; Fraser, 2010). 
 
2.9.6. Capacitación in vitro. 
 
 Se han logrado capacitar espermatozoides in vitro sin la adición de fluidos 
biológicos, lo cual sugiere que la capacitación se inicia por la remoción de los factores 
decapacitantes, más que por un estímulo de este proceso por sí mismo. Existen varios 
medios comerciales utilizados con frecuencia como Tyrode modificado (TALP), Krebs 
Ringer suplementado con puentes de energía como glucosa, lactato, piruvato y como fuente 
de proteína se usa la albumina sérica (BSA), se añade también bicarbonato de sodio y 
calcio (Yanagimachi, 1994; Visconti y Koph, 1998; Pomer et al., 2002). 
La capacitación in vitro se ha realizado en muchas especies de mamíferos. Las 
condiciones in vitro tienden a imitar las condiciones in vivo según Fournier-Delpech y 
Thibault, (1993): 
1) Remoción del plasma seminal y resuspensión de los espermatozoides lavados en un 
medio que les permite sobrevivir y capacitarse. Algunos medios imitan cualquier medio del 
oviducto (B2 Ménezo, SOFM), o plasma sanguíneo (Hank‟s, TC 199). Generalmente estos 
medios se originan del clásico medio salino (Tyrodes‟s and Kreb‟s - Ringer‟s) con 
innumerables pequeñas variaciones 
2) Presencia de un receptor de colesterol, el suero sanguíneo o suero de albumina (bovino 
bSA ó humano hSA). Estas proteínas también protegen la membrana plasmática. El suero 
bovino es más eficiente que la albumina porque contiene lipoproteínas (HDL, LDL, VLDL) 
que son mejores receptores que la albumina (11, 40 y 44%, respectivamente, contra un 7%). 
38 
 
El fluido folicular que contiene sólo HDL y albumina es también un receptor efectivo de 
esterol. 
3) La presencia de heparina en el medio capacitante incrementa significativamente las 
tasas fertilización in vitro del ganado. Así como los glucosaminoglicanos, incluyendo la 
heparina, son secretados en los oviductos y en el útero de la vaca y la oveja, producen un 
efecto fisiológico favorable. La heparina mejora la entrada de Ca
2+
. Por otro lado, algunas 
condiciones in vivo que se han observado que son esenciales para la liberación o 
procesamiento de proteínas membranales no son necesariamente las mismas en condiciones 
in vitro: pH bajo, actividades proteolíticas y glicosilación. Sin embargo, siempre es 
necesaria una alta concentración espermática para obtener una mejor capacitación in vitro, 
creando las condiciones apropiadas. Durante la incubación, 10% o más de los 
espermatozoides liberan su contenido acrosomal de manera espontánea, liberando enzimas 
en el medio en cantidades necesarias (estas dependen de la concentración espermática), 
pudiendo modificar la composición de las proteínas de membrana permitiendo la 
capacitación de una proporción de espermatozoides vivos. 
 
2.10. Tinciones específicas para evaluar el estado del acrosoma. 
 
Las lectinas son unas moléculas que gracias a su alta selectividad para unirse a 
determinadas secuencias oligosacarídicas, pueden ser de gran utilidad para darnos una 
mayor información acerca de los receptores espermáticos que intervienen en la 
fecundación. Los estudios que se han hecho hasta ahora con lectinas, tanto en animales 
como en humanos, han permitido observar que hay una reestructuración de glucoproteínas 
desde la espermatogénesis hasta el momento de la fecundación, así como también, han 
permitidoidentificar determinadas secuencias oligosacarídicas que juegan un importante 
papel en dicho proceso. Del mismo modo se han utilizado para evaluar el estado del 
acrosoma y estudiar el estado funcional de la población espermática (Cross et al; 1986; 
Cross y Watson, 1994; Elgavish y Shaanan, 1997; Montoya et al., 2008). 
 Las lectinas y anticuerpos no siempre están unidos a los espermatozoides de manera 
uniforme. Esto sugiere que existe una heterogeneidad en la población de espermatozoides. 
Esta propiedad ha permitido observar los cambios que sufre la superficie de la membrana 
39 
 
espermática durante la maduración epididimaria en los espermatozoides de diversos 
mamíferos incluyendo el cordero, rata, conejo, mono, cerdo, perro y el ratón, también ha 
revelado cambios durante la capacitación en el mono, en el ratón, en el cerdo y en humanos 
(Cross y Watson, 1994; Montoya et al., 2008). 
Su patrón representativo de marcaje puede ser útil a la hora de estudiar el estado 
funcional de la población espermática y de predecir su valor fecundante, Nishikimi utilizó 
la lectina CoA, para evaluar el estado funcional del acrosoma en espermatozoides de 
vacunos, ya que dicha lectina presenta distintos patrones de marcaje en espermatozoides 
que han sufrido la reacción acrosómica (AR) y en los que no, obteniendo buenos resultados 
(Cross et al; 1986; Nishikimi et al; 1997). 
La prueba de la clortetraciclina fluorescente (CTC) permite cuantificar las 
proporciones de espermatozoides no capacitados con acrosoma intacto, capacitados con 
acrosoma intacto, y capacitados con reacción acrosomal. Las proporciones de los patrones 
de CTC, observados en los espermatozoides de mamíferos, se modifican a medida que los 
espermatozoides sufren la capacitación, por esto se considera esta prueba como un 
indicador útil de los cambios fisiológicos de este proceso (Cross y Watson, 1994; Fraser, 
2010). 
La prueba de la CTC está formada por un complejo fluorescente con calcio el cual 
se liga a la membrana. A medida que la membrana plasmática del espermatozoide es 
modificada durante varios procesos fisiológicos y patológicos, cambia el patrón de 
fluorescencia (Cross y Meizel 1989). Este método se ha usado efectivamente en cerdo, 
equino, toro, macho cabrío, borrego, mono ardilla y en humano (Graham et al., 1990; 
Rajamahendran et al., 1994; Mattioli et al., 1996). Las desventajas de este método es que 
tiende a ser un proceso laborioso y tardado al evaluar la reacción acrosomal (Cross y 
Meizel 1989; Mendoza et al., 1992). 
 
Por lo anterior, en el presente trabajo se pretende inducir la capacitación y reacción 
acrosomal a espermatozoides de diferentes machos, como una medida indirecta de la 
capacidad fértil de esos individuos. Esto con la finalidad de probar si este tipo de pruebas 
funcionales permiten predecir la fertilidad in vivo de los machos destinados a ser los 
sementales de algún rebaño. 
40 
 
 
 
 
3. Hipótesis: Al inducir la capacitación espermática y la reacción acrosomal a 
espermatozoides de un grupo de machos jóvenes, se podrá evaluar así, de manera indirecta 
su capacidad reproductiva. 
 
 
 
 
4. Objetivo general: Medir la proporción de espermatozoides que sufren la reacción 
acrosomal previa capacitación, para identificar a aquellos machos con alto, medio y bajo 
potencial reproductivo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
41 
 
5. Materiales y Métodos. 
 
5.1. Animales. 
 
El presente trabajo se llevó a cabo en el módulo de caprinos del Centro de 
Enseñanza Agropecuaria y en el laboratorio de Reproducción y Comportamiento Animal de 
la Unidad Multidisciplinaria de Investigación (UMI) de la Facultad de Estudios Superiores 
Cuautitlán Campo 4, UNAM la cual se localiza a 30 Km. al Norte de la Ciudad de México. 
Geográficamente delimita con los paralelos 19°- 39‟- 19°- 45‟ N y con los Meridianos 99° 
88‟- 99° 45‟ W a una altitud de 2250 m.s.n.m, el clima de Cuautitlán se clasifica según 
Kopen adaptada a las condiciones de México por Enriqueta García (1973) como C (Wo) 
(W) b (1‟‟) denominado templado, el más seco de los templados subhúmedos, con una 
temperatura media anual de 12° y 18 °C con un régimen de lluvia en verano y menos del 
5% de lluvias en invierno (García, 1973). 
Se utilizó un grupo de 8 machos cabríos encastados con la raza alpina francesa, de 
18 meses de edad aproximadamente, los cuales fueron previamente entrenados para la 
recolección de semen, con el método de la vagina artificial. Los machos se encontraban 
alojados en un corral comunitario de aproximadamente 16m
2 
(la mitad techada), con agua y 
alimento ad libitum, la cual consistía en ensilado de maíz, paja de avena, alfalfa henificada 
y concentrado comercial. Cada macho fue identificado con un arete de plástico. Se 
emplearon distintas hembras como maniquí y la recolección se realizó por las mañanas 
entre las 10:00 y 12:00 hrs. 
 
5.2. Obtención y transporte del semen. 
 
El semen se colectó por el método de la vagina artificial, dos muestras por día de 
trabajo, a cada muestra se le etiquetó con el volumen en ml y el número de identificación 
del animal, a continuación se le añadió al eyaculado una solución amortiguadora a 33°C 
(1:1 v/v, Evans y Maxwell, 1990) dentro de una caja térmica para su transporte al 
laboratorio, el experimento se realizó entre los meses de octubre del 2009 al mes de enero 
del 2010. 
42 
 
5.3. Evaluación y procesamiento del semen. 
 
Al llegar al laboratorio, el semen se introdujo en un baño maría a 33°C, enseguida 
se tomó una gota del semen para evaluar la motilidad masal. A continuación se agregó 0.2 
ml del semen fresco a 9.8 ml de solución salina fisiológica (ssf), previamente calentada a 
33°C, para obtener una dilución de 1:100. De esta dilución se evaluó la motilidad 
progresiva lineal y otra gota de muestra se tiño con eosina-nigrosina para evaluar a los 
espermatozoides vivos y muertos. 
Las variables que se evaluaron inicialmente fueron: motilidad masal, motilidad 
progresiva lineal y el porcentaje de vivos y muertos. Una vez obtenidos estos parámetros se 
eligieron los dos eyaculados con las mejores características, éstos fueron centrifugados y se 
procedió a su procesamiento para la incubación. 
 
5.4. Motilidad masal. 
 
Para evaluar la motilidad masal se depositó una gota de semen fresco en un 
portaobjetos previamente calentado a 33°C y así poder observar los movimientos 
ondulatorios con el objetivo 10x del microscopio, y dependiendo de las ondas observadas, 
se le asignó una calificación de 1 a 3, calificando con el número 3 a la muestra con la 
mejor motilidad masal. 
 
5.5. Motilidad Progresiva lineal. 
 
Para evaluar la motilidad progresiva lineal se depositó una gota de la muestra 
diluida 1:100 en ssf sobre un portaobjetos previamente calentado a 33°C y se colocó un 
cubreobjetos, se observó al microscopio óptico con el objetivo 40x, otorgándose un valor 
de movimiento rectilíneo progresivo de 0-100% en múltiplos de 5. 
5.6. Porcentaje de vivos y muertos. 
 
 Para su realización se preparó una tinción de Eosina-Nigrosina (Barth y Oko, 1989). 
Se realizó un frotis en el cual se depositó una gota de la tinción en un extremo de 
43 
 
portaobjetos y una gota de la muestra previamente diluida 1:100, se mezclaron ambas gotas 
y se extendió en una capa delgada para secarlo al aire rápidamente. El frotis se observó al 
microscopio óptico con el objetivo de 40x, contándose 200 espermatozoides por laminilla, 
expresándose el resultado de vivos y muertos en porcentaje. 
 
5.7. Procedimiento para la incubación en TALP. 
 
En el semen diluido en medio TALP los parámetros evaluados fueron: motilidad 
progresiva lineal, concentración espermática, integridad del acrosoma y estado de 
capacitación. 
 
5.8. Lavado de los espermatozoides. 
 
A la muestra de semen se le agregaron 5 volúmenes de solución de lavado