Diagnostico-molecular-de-enfermedades-mitocondriales--localizacion-de-la-mutacion-a3243g-asociada-al-fenotipo-melas-por-medio-de-la-secuenciacion-completa-del-DNA-mitocondrial

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FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
CUAUTITLÁN 
o".,' 
UDIAGNOSTICO MOLECU[iR" DE ENFERMEDADES 
'" 
MITOCONDRIALES: LOCAlIZAClON D1: LA MUTACION 
A3243G ASOCIADA AL FENOTIPO MELAS PQR Ñ'lED}ü DE 
LA SECUENCIAClON COMPLETA DEL DNA MITOCO~D,RIALu 
T E S 1 S 
QUE PARA OBTENER EL TITULO DE: 
QUIMICA FARMACEUTICA BIOLOGA 
P R E S E N T A 
RUTH DELGADO SANCHEI 
ASESOR: DR, JOSE FRANCISCO MONTIEL SOSA 
CUAUTITLAN IZCALLI, ESTADO DE MEXICO 
 
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FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLAN 
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ASUNTO: VOTOS APROBATORIOS 
/~ 1 \J[k-) L i¡..\l <~: J' .. \ ). ~ 
. \'ij'O.'iC\'1A Lr 
\'. r. i .l' 
DR. JUAN ANTONIO MONTARAZ CRESPO 
DIRECTOR DE LA FES CUAUTITLAN 
PRESENTE 
U. N. A. 4f 
FAcULTAD O • 
$lJpflll{)f¡~ f f6rUDIO$ 
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OepCr!cm 
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¡ er:to d, 
PtcteJ/OnCf:l 
ATN: Q. Ma. del Carmen García Mijares 
Jefe del Departamento de Exámenes 
Profesionales de la FES Cuautitlán 
Con base en el arto 28 del Reglamento General de Exámenes, nos permitimos comunicar a 
usted que revisamos la TESIS: 
Diagnóstico Molecular de Enfermedades Mitocondriales: Localización 
de la mutación A3243G a130ciada al fenotipo MELAS por medjo de la 
secuenciación completa del DNA mitocondrial. 
que presenta la pasante: Ruth Delgado Sánchez 
con número de cuenta: 9637800-9 para obtener el título de : 
Química Farmacéutica Bióloga 
Considerando que dicho trabajo reúne los requisitos necesarios para ser discutido en el 
EXAMEN PROFESIONAL correspondiente, otorgamos nuestro VOTO APROBATORIO. 
ATENTAMENTE 
"POR MI RAZA HABLARA EL ESPIRITU" 
Cuautitlán Izcalli, Méx. a ~ de __ o_c_t_u_b_r_e _____ de __ 2_0_0_4 __ _ 
PRESIDENTE Dr. José Francisco Montiel sosa_~==~~~~~~~ 
VOCAL Q.F.B. Ma. Esther Revuelta MirallU~_~4L_~~ __ ___ 
SECRETARIO Dra. Sandra Díaz Barriga Arceo 
PRIMER SUPLENTE Q.F.B. Rosalba Bonilla Sánchez 
SEGUNDO SUPLENTE Q. F. l. Guadalupe Koizumi castro, _____ ---.1~~~~---
A Na/lely 
Para la realización de esta tesis, conté con la colaboración de grandes personas, a quienes 
deseo hacer patente mi reconocimiento y sobre todo mi agradecimiento, muy 
especialmente: 
a la Dra. Patricia Miranda por brindarme el espacio en el laboratorio de Biotecnología para 
la realización de la parte experimental ... gracias por su apoyo. 
al Dr. Alejandro Zárate Moysén por su imprescindible colaboración al 
proporcionarme la muestra a estudio ... gracias por la oportunidad. 
al M. en C. Alejandro Monsalvo Reyes por su participación y ayuda en la obtención de la 
secuencia .... gracias por todo. 
AGRADECIMENTOS 
Al Dr. Francisco Montiel Sosa 
A la QFB María Esther Revuelta Miranda 
A la QFB Adela Tolosa Villegas 
Al Dr. Rubén García Ramírez 
Al QFB Vladimir Montelongo Herrera 
A la QFB Norma Edith Padilla Mejía 
A la QFB Oiga Udia Irigoyen Osorno 
Al QFB Jesús Sánchez Reyes 
A Tom, Norma, Moni y Humber gracias por el constante estímulo, orientación e 
incondicional apoyo. Gracias por que me han dado lo mejor ... su amor y compañía 
siempre presentes. 
A Chucho, por el tiempo juntos ... amor mío gracias. 
A mis estimadas niñas y apreciados amigos, gracias por escucharme, por los ánimos y por 
estar ahí. Gracias infinitas por hacerme reír ... es una alegría de que existan. 
Gracias Universidad Nacional Autónoma de México ... es un honor ser parte de ti. 
Gracias FES Cuautitlán por los conocimientos transmitidos. 
ÍNDICE. 
RESUMEN •................................................................................................................. .i 
A. INTRODUCOÓN ......•.........•................................................................................... 1 
B. OBJETIVOS .............•............................................................................................. 2 
C. JUSTlACAOÓN .................................................................................................... .3 
D. HIPÓTESIS ..............•......•.......................................................•............................. .3 
l.MARCO TEÓRICO .......•.............................................•.............................................. .4 
CAPÍTULO 1. MITOCONDRIAS ........................................................................... .5 
1.1 Concepto y función de las mitocondrias ..................................... .5 
1.2 Estructura Morfológica de las mitocondrias ................................. 6 
1.3 Origen endosimbiótico de las mitocondrias ................................. 8 
1.4 Metabolismo mitocondrial ...•............................•........................ 8 
1.4.1 cadena Transportadora de electrones .......................... ll 
1.4.2 Fosforilación oxidativa (OXPHOS) ................................ 13 
1.5 Mitocondrias y estrés oxidativo ................................................ 15 
CAPÍTULO 11. SISTEMA GENÉTICO MITOCONDRlAL.. ......................................... 16 
n.l Antecedentes ........................................................................ 16 
11.2 Estructura y organización del DNA mitocondrial... .................... 17 
11.2.1 Origen genético de las subunidades proteicas de los 
complejos respiratorios ...................................................... 17 
11.3 Transmisión y expresión de la información del 
DNAmitocondrial ...................•.......................•............................. 20 
11.3.1 Replicadón .............................•............•................... 20 
11.3.2 Transcripción .......•................................................... 22 
11.3.3 Traducción .............................................................. 24 
11.3.4 Regulación de la expresión del sistema genético 
mitocondrial ...................................................................... 26 
11.4 Genética Mitocondrial. .......................................................... 26 
11.4.1 Poliplasmía .............................................................. 26 
11.4.2 Homoplasmía y heteroplasmía .................................. 27 
11.4.3 Efecto umbral. ...•.................................................... 27 
11.4.4 Segregación mitótica o distribución de la mutación en 
diferentes tejidos .............................................................. 29 
11.4.5 Herencia materna .................................................... 29 
11.4.6 Alta tasa de mutación .............................................. 32 
11.5 El DNA mitocondrial en estudios de la evolución 
humana .................................................................................... 33 
11.5.1 Haplogrupos mitocondriales nativo-
.americanos ..................................................................... 36 
CAPÍTULO III. PATOLOGÍA MITOCONDRlAL.. ................................................. .39 
III.l Antecedentes y concepto de enfermedad 
mitocondrial. .............................................................................. 39 
1II.2 Mutadones en el DNA mitocondrial y enfermedades 
asociadas .................................................................................. .42 
1II.3 Clasificación de las enfermedades 
mitocondriales ............................................................. ............. 47 
I1I.3.1Alteraciones en el DNA mitocondrial... ................... .48 
111.3.2 Alteraciones en el DNA nuclear .............................. 49 
1II.3.3 Alteraciones en la comunicación 
intergenómica .................................................................. 50 
1II.4 Manifestaciones clínicas de algunos fenotipos patológicos 
clásicos ..................................................................................... 51 
111.5 Estudio de las enfermedades mitocondriales ........................ 54 
2. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................... 57 
2.1 Material biológico ........................................ ............................................ 58 
2.2 Materiales y equipos ........ ............................................................ ....... ..... 59 
2.2.1 Obtendón de la muestra de sangre por pundón 
venosa ............................................................................................... 59 
2.2.2 Extracdón de DNA a partir de sangre ........................................... 60 
2.2.3 Determinación de pureza de DNA ................................................. 60 
2.2.4 Amplificación en 24 fragmentos traslapantes del DNA mitocondrial 
mediante la PCR .................................................................................. 60 
2.2.5 Electroforesis en geles horizontales de agarosa ............................. 63 
2.2.6 Purificación de los fragmentos de DNA mitocondrial obtenidos por la 
PeR .................................................................................................... 64 
2.2.7 Secuendación automática del DNA mitocondrial 
completo ............................................................................. ................ 64 
2.3 Métodos experimentales .................................................... , .......... ............ 64 
2.3.1 Obtendón de la muestra de sangre por punción. 
venosa ............................................................................................... 64 
2.3.2 Extracdón de DNA a partir de sangre ........................................... 65 
2.3.3 Determinación de pureza de DNA ................................................ 66 
2.3.4 Amplificación en 24 fragmentos traslapantes del DNA mitocondrial 
mediante la PCR .................................................................................. 66 
2.3.5 Electroforesis en geles horizontales de agarosa ............................. 69 
2.3.6 Purificación de los fragmentos de DNA mitocondrial obtenidos por la 
PCR ................. ......................................................................... .......... 70 
2.3.7 Secuenciación automática del DNA mitocondrial 
completo ............................................................................................. 71 
2.4 Métodos de análisis bioinformático ....................................................... .... .74 
3. RESULTADOS ...................................................................................................... 75 
4. ANÁUSIS DE RESULTADOS .................................................................................. 91 
5. CONCLUSIONES ........................................................................... ........................ 96 
6. ANEXOS ..................... ................................................................ ............ ... .......... 98 
A. Alineamiento completo del DNA mitocondrial de la 
muestra ................................................................. ....................................... 99 
B. Electroferogramas de los polimorfismos encontrados .................................. 115 
7. REFERENCIAS ................................................................................................... 133 
RESUMEN 
Las enfermedades mitocondriales (EM) son un grupo de desórdenes producidos por 
alteraciones en el mtDNA (DNA mitocondrial). El mtDNA como segundo sistema genético 
celular es importante para la vida pues codifica 13 proteínas integrantes de los complejos del 
sistema de fosforilación oxidativa. Cualquier alteración en la función mitocondrial puede 
producir fenotipos con afectación multisistémica, incluso diferentes mutaciones en el mtDNA 
pueden dar lugar a un mismo fenotipo generando criterios de sospecha diagnostica de EM. El 
fenotipo MELAS (encafalomiopatía mitocondrial con acidosis láctica y accidentes cerebro 
vasculares) se ha asociado a la mutación A3243Gleu que se ha presentado en 80% de los 
casos. 
El siguiente trabajo tuvo como objeto de estudio al DNA mitocondrial, herramienta 
importante para el diagnóstico confirmatorio de enfermedad mitocondrial. Se estudió una 
muestra procedente de un individuo con diagnóstico clínico de enfermedad mitocondrial, el 
diagnóstico molecular se realizó mediante la amplificación del DNA mitocondrial en 24 
fragmentos traslapantes, la purificación de los fragmentos y la secuenciación automática 
bidireccional de cada uno de ellos. El análisis de la secuencia completa de mtDNA de la 
muestra reportó la presencia de 37 polimorfismos y 1 mutación patológica asociada al 
fenotipo MELAS. La mayor parte de los polimorfismos encontrados clasifican a la muestra 
dentro del haplogrupo mitocondrial B. 
La utilización de esta estrategia experimental nos permitió corroborar el diagnóstico 
clínico basado en el hallazgo de la mutación A3243G. Es así como se propone esta estrategia 
para el estudio de asociación entre el genotipo mitocondrial con patologías mitocondriales. 
A. INTRODUCCIÓN 
Las enfermedades mitocondriales (EM) son entidades clínicas asociadas a deficiencias 
del componente final del metabolismo oxidativo mitocondrial (sistema OXPHOS), son 
heterogéneas desde el punto de vista clínico, bioquímico y genético. Los órganos y tejidos 
que preferentemente se afectan son la visión, el sistema nervioso central y periférico, 
músculo, corazón, páncreas, riñón e hígado. Debido a que la mayoría de los tejidos dependen 
para su correcta fisiología del metabolismo mitocondrial, cualquier alteración en la función 
mitocondrial puede producir fenotipos con afectación multisistémica, incluso diferentes 
mutaciones en el mtDNA pueden dar lugar a un mismo fenotipo generando criterios de 
sospecha diagnostica de EM. Un trastorno mitocondrial debe sospecharse en aquellos 
pacientes con presentación o asociación atípica de síntomas que sugieran la interacción de 
aparatos o sistemas aparentemente no relacionados. 
El diagnóstico confirmatorio de estos padecimientos no es fácil de establecerse, este 
debe fundamentarse bajo hallazgos clínicos, bioquímicos, histológicos y moleculares. En 
ocasiones, estos procedimientos no son completados, por lo que el diagnóstico de estas 
patologías se ve sesgado y por lo tanto no concluyente. 
El presente trabajo plantea una estrategia para el diagnóstico confirmatorio empleando 
al DNA mitocondrial como una herramienta fundamental para este fin.En MéxiCO existen 
pacientes diagnosticados clínicamente como enfermos mitocondriales, sin embargo, muchos 
de ellos no tienen el diagnóstico confirmatorio, por lo anterior, nuestro trabajo ofrece un 
amplio campo de estudio a nivel del DNA mitocondrial para conocer la asociación de fenotipos 
patológicos con el fondo genético mitocondrial en población mexicana. 
1 
B. OBJETIVOS 
OBJETIVO GENERAL: 
Realizar el análisis de la secuencia completa del DNA mitocondrial de una muestra de sangre 
procedente de un paciente con fenotipo patológico de enfermedad mitocondrial 
-MELAS-, mediante la amplificación por la reacción en cadena de la polimerasa y la 
secuenciación automática, para confirmar el diagnóstico clínico de la patología. 
OBJETIVOS PARTICULARES: 
Establecer vínculos con el sector salud para la obtención de muestras de sangre de pacientes 
que tienen un diagnóstico clínico o incluso sospecha de enfermedad mitocondrial. 
Obtener y procesar la muestra de sangrede un paciente con amplia historia clínica que dirija 
el diagnóstico hacia enfermedad mitocondrial. 
Establecer la estrategia general para realizar el diagnóstico molecular de enfermedades 
mitocondriales mediante la amplificación del DNA mitocondrial en 24 fragmentos traslapantes, 
la purificación de los fragmentos y la secuenciación automática bidireccional de cada uno de 
ellos. 
Interpretar y analizar la información proporcionada por la secuencia del DNA mitocondrial del 
paciente para identificar el haplogrupo mitocondrial al que pertenece y las mutaciones 
patológicas mediante la utilización de programas informáticos y bases de datos. 
2 
C. JUSTIFICACIÓN 
la Cátedra de Investigación "El DNA mitocondrial marcador molecular con aplicaciones 
multidisciplinarias" tiene una línea de investigación relacionada al estudio de las 
enfermedades mitocondriales y su diagnóstico, en la cual se propone realizar estudios de 
asociación entre mutaciones y fenotipos clínicos en población mexicana. El presente trabajo 
plantea una estrategia diagnóstica basada en la secuenciación completa del genoma 
mitocondrial que nos permita confirmar sí existe o no patología mitocondrial, dado que la 
diversidad fenotípica de estas enfermedades dificulta su diagnóstico confirmatorio, el cual 
debe establecerse bajo hallazgos clínicos, bioquímicos, histológicos y genético-moleculares. 
Hoy en día, la utilidad de técnicas moleculares representa una vía importante para detectar 
alteraciones en el mtDNA. 
D. HIPÓTESIS 
la secuenciación completa del genoma mitocondrial proporcionará información más 
amplia del fondo genétiCO mitocondrial puesto que permitirá un mejor conocimiento 
relacionado a mutaciones patológicas y polimorfismos. 
3 
1. MARCO TEÓRICO 
4 
Capítulo! 
CAPÍTULOL 
MITOCONDRIAS 
1.1 CONCEPTO Y FUNCIÓN DE LAS MITOCONDRIAS. 
Las mitocondrias (del griego, mitos-hilo y condros-gránulo) son organelos 
subcelulares citoplasmáticos con doble membrana que se encuentran en casi todas las células 
eucariotas (excepto eritrocitos maduros y algunos protozoos), ver figura 1.a. Las mitocondrias 
tienen como función principal realizar el metabolismo oxidativo, para la producción de energía 
en forma de ATP (adenosín trifosfato), necesaria para el funcionamiento celular [Taanman, 
1999; Enríquez, et.al., 1998; López de Munain, 1998]. 
El metabolismo oxidativo es un proceso que incluye una serie de pasos que forman 
parte, tanto de la cadena transportadora de electrones como de la fosforilación oxidativa, en 
conjunto se le conoce como sistema de la fosforilación oxidativa (sistemaOXPHOS), que al 
final producen cierta cantidad de ATP. En los organismos aeróbicos, más del 90% del ATP 
que se necesita para mantener la vida proviene de las mitocondrias; el resto se forma en las 
glucólisis anaeróbicas [DiMauro, et.al.,2003]. 
La característica más singular de las mitocondrias es la de poseer un sistema genétiCO 
propio con toda la maquinaria necesaria para su expresión, es decir, para la síntesis de DNA 
(áCido desoxirribonucleico), RNA (ácido ribonucleico) y de todas las proteínas que codifica, 
que son importantes para realizar el metabolismo mitocondrial [Enríquez, et.al.,1998; Castro-
Gago, et.al., 2000]. 
5 
CapítulO] 
retículo elldoplásmico rugoso 
ribosomas 
retículo elldop!ásmico liso 
Illitocondri.ls 
:Marco 'léórico 
nucleolo NÚCLEO 
poro nuclear J 
Illelllbr ana IUlClear 
,lp,lr ato de golgi 
centriolo 
lisosomas 
citoplasma 
membrana celular 
Figura l.a. Organelos de la Célula Eucariótica. Se observan cuales son los organelos 
membranosos y se ejemplifica su abundancia, se observa que hay más de una mitocondria en 
una célula eucariótica. 
1.2 ESTRUCTURA MORFOLÓGICA DE LAS MITOCONDRIAS. 
las mitocondrias tienen 4 compartimentos (Figura 1.b): la membrana externa, la 
membrana interna, el espacio intermembrana y la matriz (región dentro de la membrana 
interna) [Di Mauro, et.al., 2003]. 
la membrana externa separa a la misma mitocondria del citoplasma de la célula, 
rodea por completo a todo el organelo y no forma pliegues. Esta es permeable a moléculas e 
iones pequeños, que se trasladan a través de canales transmembrana compuestos por 
6 
Capítulo! !MatrO '1éórico 
proteínas integrales de membranas (porinas). La membrana interna presenta 
invaginaciones (crestas) y le propordonan una mayor superficie, para mayor producción de 
energía. La membrana interna es impermeable a la mayoría de moléculas e iones pequeños, 
incluido el protón W, las únicas espedes que la atraviesan, son aquellas para las que existen 
trasportadores específicos. Algunas enzimas, como los cinco complejos de la cadena 
respiratoria se encuentran incrustados en la membrana interna. La matriz esta rodeada por 
esta membrana, y es una disolución acuosa altamente concentrada en enzimas e 
intermediarios químicos que participan en el metabolismo energético [Taanman, 1999; 
Cabello, et.al.,1998]. 
El espacio intermembrana, situado entre las membranas externa e interna, 
contiene enzimas que utilizan el ATP generado en el interior de la mitocondria. Su 
composidón iónica es similar a la del citoplasma, pues la membrana externa posee una gran 
permeabilidad [Cabello, et.al.,1998]. 
espacio intermembrana 
Figura 1.b Estructura de las mitocondrias. Se muestran los 4 compartimentos que tienen las 
mitocondrias como organelo membranoso. 
7 
CapítlÚoI :Marco Teórico 
1.3 ORIGEN ENDOSIMBIÓnCO DE LAS MITOCONDRIAS. 
La teoría endosimbiótica de Margulis (1981) postula que la mitocondria es 
descendiente de una bacteria que se integró por simbiosis a una célula huésped con núcleo. 
Diferentes estudios apoyan, el origen de la mitocondria a partir de una eubacteria ancestral 
relacionada con un subgrupo de las a-proteobacterias. Sin embargo, estudios recientes en 
eucariotas unicelulares (protistas), indican que la mitocondria surge de un ancestro común e 
incrementa la posibilidad de que se haya originado al mismo tiempo que el núcleo de la célula 
eucariota más que en una etapa posterior. Filogenéticamente, la mitocondria es ancestral, 
anterior a la separación de los animales multicelulares, hongos y plantas, con una antigüedad 
de aproximadamente 2 mil millones de años [Gray, et.aL,1999, Doolittle, 1998, Lang, et aL, 
1997; Montiel, 2002]. 
Con la mitocondria, las células eucariotas ancestrales adquirieron la capacidad de 
metabolizar el oxígeno. Aunque la mayoría de los genes mitocondriales han emigrado al 
núcleo, la mitocondria conserva su facilidad "bacteriana" para multiplicarse por fisión 
simple, independientemente del ciclo celular del huésped y el exceso de mitocondrias es 
eliminado por la actividad autofágica IisosomaL Este control actúa en respuesta a la diferente 
demanda de energía de los tejidos [Cummins, 1998; González-Halphen, et.aL,2003]. 
1.4 METABOLISMO MITOCONDRIAL. 
Las mitocondrias, en su espacio interno o matriz, realizan diferentes tareas como son 
la oxidación de piruvato, el ciclo de Krebs y el metabolismo de aminoácidos, ácidos grasos y 
esteroides (Figura 1.c). Como ya se mencionó, su función primordial es la generación de 
energía en forma de ATP, mediante el acoplamiento de la cadena de transporte de electrones 
y la de fosforilación oxidativa (sistema OXPHOS) [Dimauro, et.aL, 2003; López de Munain, 
1998]. 
8 
CapftufoI 
Figura l.c. Función de las mitocondrias. Se presenta un esquema general a cerca de la 
formación de ATP a partir de los productos del metabolismo de lípidos y carbohidratos 
memllran .... 
• nllototlllrlal 
Irrt~na 
8I1Z¡III.l$ 
deshldlogenasas 
t 
Ciclo de KI eIIs 
a.1a Oxld~ión 
H' H' 
espacio ¡n'etnMl.rbld.1.l 
Figura l.d Sistema OXPHOS. Formado por los cinco complejos (1, 11, I1I, IV Y V). De 
complejo I al IV ocurre el transporte de electrones y en el complejO V, se sintetiza el ATP. 
9 
CapftufoI :Marco 'Teórico 
El sistema OXPHOS (Figura l.d), consiste de cinco complejosproteicos multiméricos 
(Tabla 1.1) y requiere de dos pequeñas moléculas transportadoras móviles de electrones: 
ubiquinona (coenzima Q10, CoQ) y dtocromo e [Dimauro, et.al., 2003]. 
Tabla 1.1 Complejos Respiratorios 
COMPLEJO NOMBRE SUBUNIDADES 
PROTEICAS 
1 NADH ubiquinona oxidorreductasa 46 
II Succinato ubiquinona oxidorreductasa 4 
m Ubiquinol (QH2) citocromo c oxidorreductasa 11 
IV Citocromo e oxidasa 13 
V Fo-F1 ATP sintetasa 16 
Estos complejos realizan, por una parte, reacciones de oxidorreducción que conllevan a 
un consumo de oxígeno y, por otra, la fosforilación del ADP (adenosin difosfato) para 
producir ATP [Galán-ortega, et.al., 1999]. 
Sólo una pequeña propordón de las subunidades constituyentes de los complejos 
respiratorios derivan del DNA mitocondrial. El resto de las subunidades proteicas están 
codificadas en el DNA nuclear y se sintetizan en el citoplasma. Esas subunidades proteicas 
deben ser transportadas a la mitocondria a través de su membrana interna. El proceso 
involucra una compleja maquinaria de receptores de membrana que reconocen secuencias 
ami no-terminal específicas, pudiéndose importar así, al interior de la mitocondria, 
determinadas subunidades proteicas. La proteína de choque térmico ~haperonina- facilita el 
despliegue de las subunidades proteicas para que puedan atravesar la doble membrana 
mitocondrial en forma de largas cadenas; ya en la matriz mitocondrial, las proteínas son 
vueltas a plegar para que sean ensamblados los componentes de la cadena de transporte de 
electrones [Barrera-Ramírez, et.al., 1999]. 
10 
Capítulo! 
L4.1. Cadena transportadora de electrones. 
El combustible para la producción de energía en la mitocondria es suministrado 
predominantemente por los carbohidratos (vía piruvato, mediante la glucólisis aeróbica), los 
ácidos grasos al sufrir la l3-oxidación y la oxidación del acetil-coenzima A en el cid o de Krebs, 
éste último también conocido como cido del ácido cítrico o de los ácidos tricarboxílicos 
[Galán-Ortega, et.aI.1999]. La oxidación de estas sustancias producen la liberación de 
equivalentes de hidrógeno (H+), en forma de NADH y FADH2, los cuales serán el sustrato que 
es oxidado en la cadena de transporte de electrones [Barrera-Ramírez, et.al., 1999; Rubio, et. 
al. 1998; Saraste, 1999 ]. 
El flujo de electrones se canaliza en reacciones de oXidorreducción, con el oxígeno (02) 
como aceptor final del hidrógeno liberado, reduciéndolo a H20. La energía que se produce en 
estas reacciones generan un potencial eléctrico y un gradiente de pH a través de la 
membrana interna. Las energías libres de estos procesos se utilizan para bombear protones 
desde un lado a otro de la membrana en tres lugares específicos de la cadena, y el gradiente 
electroquímico resultante se usa para sintetizar ATP, mediante el complejo V [Rubio, 
et.al.,1998; Castro-Gago, et.al.,2000; Saraste, 1999]. 
El proceso del transporte de electrones se lleva a cabo de la siguiente forma: 
Complejo l. Denominado NADH ubiquinona oxidorreductasa, es el complejo más grande de 
la cadena respiratoria. El complejo 1 cataliza la transferencia de electrones desde el NADH a 
la ubiquinona ligada a translocación de protones. El complejO 1 esta integrado por 
aproximadamente 46 subunidades proteicas, de las cuales 7 están codificadas por el DNA 
mitocondrial, y por varios componentes no proteicos, entre los que se encuentran flavín 
mononucleótidos (FMN), 8 núcleos de hierro-azufre (Fe-S) de naturaleza no hérnica y 
fosfolípidos. El complejo puede separarse en tres fracciones: una hidrofóbica, una hidrofílica 
de Fe-S y una fracción flavoproteica hidrofílica. Las subunidades del complejo 1 se disponen 
en forma de L. Un brazo de la estructura se encuentra inmerso en la membrana interna 
11 
Capítulo! 
mitocondrial mientras que el otro penetra dentro de la matriz. El brazo periférico, que incluye 
un mononucleótido de flavina y al menos cuatro núcleos Fe-S, forma la fracción NADH 
deshidrogenasa. El brazo unido a la membrana contiene las siete subunidades codificadas por 
el DNA mitocondrial, uno o dos núcleos Fe-S, y constituye la fracción ubiquinona reductasa. 
Complejo 11. Sueeinato ubiquinona oxidoffedUctasa. Contiene cuatro péptidos y es el único 
complejo que no tiene subunidades codificadas por el DNA mitocondrial. Este complejo 
cata liza la oxidación, en la matriz mitocondrial, de succinato a fumarato transfiriendo los 
electrones a la ubiquinona. El complejo 11 se pude dividir en dos fracciones: una soluble 
formada por la succinato deshidrogenasa (SDH) y otra que sirve como anclaje a la 
membrana. La SDH está formada por una subunidad flavo proteica, que contiene el lugar de 
unión del succinato y la parte de FAD que está unida covalentemente a la enzima, y una 
subunidad Fe-S que contiene tres diferentes núcleos. La SDH se une a la membrana interna 
mitocondrial mediante dos polipéptidos que contienen un único grupo hemo (citocromo bsss); 
estas dos proteínas son necesarias para la unión con la ubiquinona. 
Complejo 111. Ubiquinol (QH2) eitoeromo e oxidorreductasa. Integrado por 11 subunidades, 
de las cuales una, el citocromo b, está codificado por el genoma mitocondrial. El resto de los 
polipéptidos están codificados por el DNA nuclear. Las cinco mayores subunidades contienen 
cuatro centros de oxidorreducción: citocromo el, la proteína Fe-S de Rieske y los dos grupos 
hemo del citocromo b (bH Y bJ. El complejo III transloca cuatro protones desde la matriz a la 
membrana mitocondrial, por cada par de electrones que se transfieren del ubiquinol al 
citocromo c. El mecanismo implicado en este proceso se explica en términos del denominado 
ciclo Q: el citocromo e actúa como un transportador intermediario de transferencia electrónica 
entre el complejo III y el complejo N. Es una pequeña proteína hérnica localizada en el 
espacio intermembrana, débilmente asociada a la membrana interna mitocondrial. Los 
lugares de unión del citocromo e se encuentran en el citocromo el del complejo III y en la 
subunidad dos del complejo N. 
12 
Capítulo 1 
Complejo IV. Citocromo e oxidasa (COX). Cata liza la transferencia de cuatro electrones 
desde el citocromo e al oxígeno molecular. La energía generada por la reacción apoya la 
actividad de bombeo de dos protones desde la matriz a través de la membrana. El complejo 
IV esta formado por 13 subunidades, las tres unidades mayores (1, II Y III) están asociadas 
al grupo prostético y realizan las funciones catalíticas y de bombeo protónico, están 
codificadas por el DNA mítocondrial. Las diez más pequeñas están codificadas por el DNA 
nuclear, su función consiste en modular la actividad total de COX, optimizándola a los 
requerimientos metabólicos de los diferentes tejidos. El complejo IV purificado contiene dos 
átomos de hierro, tres átomos de cobre, un átomo de zinc y otro de magnesio. La 
transferencia de electrones en este complejo se inida por la unión del citocromo e a la 
subunidad II en la parte externa de la membrana. Esta subunidad contiene el centro de cobre 
bimetálico (CuA). Los electrones pasan desde el citocromo e al CuA, luego al hemo a, y de ahí 
al centro binuclear hemo a3-CuB, El hemo a, hemo a3 y el CuB se encuentran ligados a la 
subunidad 1. La subunidad III no contiene centro redox y parece desempeñar un papel 
importante en el ensamblaje del complejo IV [Rubio, et.al.,1998; DiMauro, et.aI.2003, 
Saraste, 1999]. 
L4.2 Fosforilación oxidativa 
Complejo V. Fo-Fl ATP sintetasa. Éste complejo cata liza la producción de ATP a partir de 
ADP y Pi. Convierte el gradiente protónico transmembrana generado en la cadena respiratoria 
en energía química, al sintetizar ATP desde el ADP. El complejo V esta formado por dos 
fracciones Fo Y Fl. La Fo esta unida a la membrana interna y tiene como misión la conducción 
de protones, y la Fl es la porción catalítica de la enzima. El flujo de electrones a travésde los 
complejos 1, III Y IV da lugar al bombeo de protones a través de la membrana mitocondrial 
interna haciendo que la matriz sea alcalina con respecto al espacio intermembrana. Este 
gradiente de protones suministra la energía (fuerza-protón motriz) para la síntesis del ATP a 
partir del ADP y Pi por la ATP sintetasa (ATPasa). Esta enzima lleva a cabo "catálisis 
rotacional" en la que el flujo de protones a través de Fo hace que cada uno de los tres sitios 
de unión de nucleótidos de Fl giren desde la conformación que une (ADP + Pi) a la que une 
13 
CapftufoI :Marro Teórico 
ATP Y finalmente la vaáa. La formación de ATP por la enzima requiere poca energía; el papel 
de la fuerza protón-motriz es empujar el ATP de su sitio de unión en la sintasa. El ATP 
generado en la matriz mitocondrial es intercambiado por ADP cito plasmático por el 
translocador de adenina. Aproximadamente, al complejo V lo forman 16 subunidades, las 
subunidades 6 y 8 están codificadas por el DNA mítocondriaL La región Fl penetra en la 
matriz y se encuentra conectada a la porción Fo por una estructura similar a un pequeño tallo. 
La fracción Fl es una proteína soluble formada por cinco subunidades diferentes y la fracción 
Fo esta compuesta por tres subunidades: a, b y c. La subunidad a, está codificada por la 
ATPasa 6 mitocondrial [Rubio, et.aL,1998; Castro-Gago, et.aL,2000; Saraste, 1999]. 
En resumen, los cinco complejos del sistema OXPHOS funcionan como transportadores 
de electrones. Así, el complejo 1 (NADH ubiquinona oXidorreductasa) oxida el NADH 
procedente del ciclo de Krebs y transfiere los electrones al complejo m, a través de la 
ubiquinona. El complejo II (succinato ubiquinona oxidorreductasa) toma los electrones del 
succinato, transferidos al FADH2 mediante la succinato deshidrogenasa, y se los transmite al 
complejo m. El complejo m (ubiquinona-citocromo e oXidorreductasa) recupera los 
electrones del complejo 1 y II Y se los cede al citocromo C, situado en la cara externa de la 
membrana mítocondrial interna. El complejo IV (citocromo e oxidasa) oxida el citocromo 
reducido y asegura el consumo de oxígeno molecular. La energía liberada de este proceso es 
utilizada para transportar protones a través de la membrana interna hacia el exterior de la 
mitocondria gracias a los complejos 1, III Y IV, lo que resulta en un gradiente electroquímico 
que es aprovechado por el complejo V (ATP sintetasa) para condensar difosfato de adenosina 
(ADP) y fósforo inorgánico (Pi) y sintetizar ATP [Barrera-Ramírez, et.aL,2000; Saraste, 1999]. 
Aunque no existe un conocimiento total acerca de la estructura y función del sistema 
OXPHOS, cualquier déficit enzimático que lo afecte a él mismo, independientemente de su 
localización, afectará marcadamente al metabolismo celular. La deficiencia enzimática de la 
cadena respiratoria puede ser única, que afecten un solo complejo o combinados. El 
resultado será, la limitación en la cantidad de ATP celular [Barrera-Ramírez, et.al. 1999]. 
14 
Capítulo! 
1.5. MITOCONDRIAS y ESTRÉS OXIDATIVO. 
Las especies reactivas de oxígeno (ROS) se producen como una consecuencia de la 
función normal de la cadena respiratoria y un incremento en su producción puede a su vez 
inhibir la cadena respiratoria. El 02 tras los procesos metabólicos en los que esta implicado 
(principalmente en la fosforilación oxidativa), se transforma en H20, generando las ROS, 
como el peróxido de hidrógeno (H202), ion hidroxilo (OH') y ion peróXido (Oi), que son 
potentes radicales libres capaces de producir daño oxidativo. Una exposición crónica a estos 
radicales libres, junto con la alteración de los sistemas defensivos celulares, ocasionarían que 
macromoléculas esenciales para la estabilidad celular, como los ácidos grasos de la 
membrana, el DNA y las proteínas, se dañaran por acción de estos tóxicos, afectando al 
sistema OXPHOS. Una disminución de la cantidad de ATP, así como un incremento en ROS, 
produciría un deterioro crónico y progresivo en la mitocondria [Ortí-Pareja, et.al.,1998]. 
15 
Cap(tufo JJ 9ttarco 'Teórico 
CAPÍTULOIL 
SISTEMA GENÉTICO MITOCONDRIAL 
n.l ANTECEDENTES. 
Una de las particularidades de las mitocondrias es la de poseer un sistema genético 
propio -DNA mitocondrial- (mtDNA) con los requerimientos necesarios para su expresión 
[Solano, et.al., 2001]. 
El DNA mitocondrial como segundo sistema genético celular, a pesar de contener un 
número muy pequeño de genes, es indispensable para la vida celular porque codifica 13 
proteínas integrantes de los complejos que forman la cadena respiratoria. Sin embargo, las 
mitocondrias no son autónomas, ya que tanto la formación del organelo como la expresión de 
su genoma dependen de un gran número de proteínas codificadas por el DNA nuclear 
(nDNA) que son sintetizadas en los ribosomas citoplasmáticos para posteriormente ser 
incorporadas a la mitocondria [Barrera-Ramírez, et.al.,1999; Enríquez, et.al.,1998]. 
La biogénesis de las mitocondrias representa un caso único en la célula, ya que su 
formación está bajo el control de los dos sistemas genético celulares: el nuclear y el 
mitocondrial [Martín, et.al.,1998]. 
El mtDNA se descubrió en los años 60 y desde entonces se ha ido obteniendo una 
imagen más detallada de su estructura, así como su relación en determinadas enfermedades. 
En 1988 se describieron por primera vez mutaciones en el mtDNA que podían causar 
enfermedades degenerativas humanas con deficiencias en la producción de ATP, y es así 
16 
Capftufo II ~rco 'Teórico 
como el estudio de la bioenergética y genética mitocondrial ha adquirido nuevas dimensiones 
[Enríquez, et.al., 1998; Solano, et.al., 2001]. 
II.2 ESTRUCTURA Y ORGANIZACIÓN DEL DNA MITOCONDRlAL. 
En cada célula existe un número variable de mitocondrias (entre 100 y 1000) en 
función de los requerimientos energéticos de la misma y cada una de ellas tiene varias copias 
del genoma mitocondrial. Cada mitocondria posee, entre 2 y 10 moléculas de mtDNA, éstas 
se encuentran ancladas a proteínas de la membrana interna. El número de copias de mtONA 
en una célula oscila entre 200 y 100 000, dependiendo del tejido pasando por unos cuantos 
cientos en los espermatozoides y hasta unas 100 000 en el ovocito [LÓpez de Munain, 
et.al.,1998; OiMauro, et.al.,2003]. 
El ONA mitocondrial es una molécula circular y de doble cadena, en humanos, lo 
componen 16 569 pares de bases (bp), con una longitud aproximada de 5J.1m y una masa 
molecular de 10 MOa; es muy pequeño, sí se compara con los 3 millones de kilobases del 
genoma nuclear. La relación aproximada entre el número de copias del ONA mitocondrial y el 
ONA nuclear, indica que el ONA mitocondrial total supone, entre 0.05% y un 20% del ONA 
total de la célula, dependiendo de las necesidades energéticas del tejido. A diferencia del 
ONA nuclear, que es de gran complejidad, con regiones codificantes y no codificantes, el ONA 
mitocondrial es en su mayoría codificante y no repetitivo. La región codificante 577-16023 
incluye espacios pequeños intergénicos no codificantes [Luque, et.al., 2001; Solano, et.al., 
2001]. 
IL2.1 Origen genético de las subunidades proteicas de los complejos respiratorios 
El ONA mitocondrial humano (Figura Le) codifica para un total de 37 genes: 13 de los 
cuales codifican proteínas de la cadena respiratoria. (Tabla 1.2): 7 subunidades del complejo 
I, 1 subunidad del complejo III, 3 subunidades del complejo IV y 2 subunidades del complejo 
17 
Capítulo JI 
v. El complejo II de la cadena respiratoria (succinato ubiquinona oxidorreductasa), es 
codificado en su totalidad por genes nucleares. Los otros 24 genes codificados por el DNA 
mitocondrial son necesarios para la traducción de proteínas en los ribosomas mitocondriales: 
22 genes codifican RNA de transferencia (tRNA) y 2 RNA ribosomales (rRNA: 125 y 165). 
Éstas subunidades, suponen sólo el 5% de las proteínas mitocondriales, mientras que el restoestán codificadas por DNA nuclear, al igual que el complejo 11 [López de Munain, et.al., 1998; 
Solano, et.al., 2001, DiMauro, et.al., 2003]. 
Tabla 1.2. Origen genético de las subunidades proteicas de la cadena respiratoria. 
TOTAL DE SUBUNIDADES 
COMPLEJO NOMBRE SUBUNIDA- CODIACADAS AcaÓN 
DES POR mtDNA 
1 NADH ubiquinona Aprox.46 7: ND1, ND2, 
oxidorreduc.tasa ND3, ND4, Oxidación de NADH 
ND4L NDS ND6 
II Succinato ubiquinona 4 Ninguna Oxidadón sustratos FADH2 
oxidorreduc.tasa deoendientes 
III Ubiquinol dtocromo C 11 1: Cyt b Oxidadón sustratos NADH y 
oxidOlTeduc.tasa FADH2 dependientes 
IV Citocromo C oxidasa (COX) 13 3:COXI,COX Transfiere equivalentes 
II COX III reductores del dtocromo e al O, 
V ATP sintetasa 16 2: ATPasa6, Convierte gradiente 
ATPasa8 transmembrana en energía 
I (ADP pasa a ATP) 
La mayor parte de los genes codificados en el DNA mitocondrial se encuentran 
situados uno a continuación del otro sin apenas nucleótidos intermedios ni intrones. 
Solamente una pequeña región del DNA mitocondrial que presenta alrededor de 1121 pares 
de bases (alrededor del 7%) es conocida como bucle de desplazamiento (bucle-D o D-
Loop) y no codifica ningún gen. Esta región también se conoce como asa de desdoblamiento 
o región control, debido a que aquí se encuentran los promotores de la transcripción y los 
elementos reguladores de la expresión del mtDNA [Montoya, et.al., 2000, Luque, et.al., 
2001]. 
18 
Capítulo II 
I , 
F·met ~Gln 
~Ol 
Pro 
ND 6 
.1 CO 11 l ' \ 
Asp L 5 \ 
Y i ATPasa 6 CO \11 
ATPasa 8 
CADENA 
/ PESADA 
. NO 5 
Leu 
-../ 
- -Ser 
'" His 
Figura l.e. Organización del DNA mitocondrial. Los dos círculos representan las dos cadenas 
(cadena pesada y cadena ligera) del mtDNA con los genes que codifican: subunidades 
proteícas de los complejos respiratorios, aminoácidos, tRNA y rRNA. También se señalan los 
orígenes de replicación y la región del D-Loop. 
19 
CapítufoIl %zrro'Teórico 
La doble cadena del mtDNA esta formada por: la cadena pesada (H) y la cadena ligera 
(l). La cadena H posee un mayor contenido de bases púricas (en especial de guanina), hecho 
que la distingue de la cadena L. la cadena pesada (H) codifica los 2 rRNA, 14 tRNA Y 12 
subunidades proteicas, y la cadena ligera (l) solamente contiene información para 8 tRNA Y 
la subunidad (ND6). En la región del bucle de desplazamiento, se encuentra el origen de 
replicación de la cadena H y los orígenes de trascripción de ambas cadenas (H y l). los 
genes en la cadena pesada (H), se encuentran juntos, sin tramos no codificantes intermedios. 
La mayor parte de genes codificantes de proteínas carecen de un cadón de terminación 
[Montoya, et.al.,2000, luque, et.al., 2001] 
Otra de las peculiaridades de la organización genética del mtDNA es la distribución de 
genes de los tRNA a lo largo de la secuencia del DNA. En la cadena pesada, éstos separan 
casi con absoluta regularidad los genes de los rRNA y los codificantes de proteínas. Esta 
disposición tendrá consecuencias muy importantes para el procesamiento del RNA [Enríquez, 
et.al.;1998]. 
11.3 TRANSMISIÓN Y EXPRESIÓN DE LA INFORMACIÓN DEL DNA MITOCONDRIAL. 
IL3.1 Replicación. 
La replicación del genoma mitocondrial humano se realiza por un mecanismo diferente 
al del gen ama nuclear de eucariotas. la primera característica singular de la replicación del 
mtDNA es que no tiene lugar específicamente en la fase S del ciclo celular, sino a lo largo de 
todo el ciclo celular. La replicación esta de acuerdo con la división de las mitocondrias 
durante la interfase, en desfase con la división de otros orgánulos y de la célula. Además, no 
todas las moléculas de DNA se replican una vez por ciclo, sino que lo hacen al azar 
[Taanman, 1999; luque, et.al., 2001]. 
20 
CapftufolI ~rco 'Teórico 
Otra característica que diferencia esta replicación de la del nONA es su avance 
unidireccional, mediante dos horquillas que parten de orígenes distintos y avanzan en sentido 
opuesto sintetizando una sola cadena cada una. Como consecuencia de este mecanismo, la 
replicación también se diferencia de la del nONA, por ser no simultánea, bifocal y continua 
(no se forman fragmentos de Okazaki, las dos cadenas se sintetizan como conductoras). 
la síntesis del mtDNA es asimétrica y requiere de dos orígenes de replicación, uno 
para la cadena pesada (OH), localizado en la región control, y otro para la cadena ligera (Ol), 
situado entre los genes de los tRNA(;ys y tRNAAsp. La región control carente de secuencias 
codificantes, se extiende entre los genes de los tRNA prolina y fenilalanina y contiene además 
del origen de replicación, los promotores de la transcripción de las dos cadenas y las 
secuencias de regulación. La replicación comienza con la síntesis de un pequeño RNA 
iniciador o cebador, originado por procesamiento de un RNA transcrito a partir del promotor 
de la cadena ligera, que se prolonga por la acción de la ONA polimerasa¡ específica de la 
mitocondria. la transición de síntesis de RNA a síntesis de ONA se produce previa acción de 
una endorribonucleasa específica que corta el RNA precursor originando el extremo 3' del 
RNA iniciador que actúa como sustrato para su extensión por la ONA polimerasa. La 
replicación comienza con la síntesis de un segmento corto de cadena H (ONA 75 de 680 
nucleótidos), que permanece unido al ONA molde, desplazando la cadena H y formando una 
triple hélice (bucle-O). 
la elongación de la cadena H hija continúa de forma unidireccional alrededor de toda 
la cadena L, al tiempo que desplaza la cadena H parental. La replicación de la cadena L 
requiere la acción de una primasa específica y sólo comienza cuando el desplazamiento de la 
cadena H ha dejado la zona de origen de replicación Ol en forma de cadena sencilla. La 
síntesis de la cadena ligera hija termina después que la cadena pesada [Enriquez, et.al.,1998; 
Taanman, 1999; Luque, et.al.,2001]. 
21 
CapftUÚJ II 5\{an:o 'Teórico 
II.3.2 Transcripción. 
Las particularidades que presenta la estructura genética y organización del mtONA se 
refleja también en su modo de expresión. Las dos cadenas del ONA se transcriben completa y 
simétricamente. Los productos de transcripción del mtONA humano son: dos rRNA (125 y 
165), un RNA precursor de los mismos, los tRNA y 18 RNA poliadenilados en el extremo 3' 
(poli A-RNA), la mayoría de los cuales corresponden a los RNA mensajeros (mRNA). La 
mayor parte de los RNA maduros corresponden a un único gen. Solamente dos de ellos, los 
mRNA de los genes para las subunidades 6 y 8 de la ATPasa y ND4 Y 4L, contienen dos 
genes, cada uno con el marco de lectura solapado. Los tres poli A-RNA mayores (RNA 1, 2 Y 
3) Y el menor (RNA 18) Y 8 tRNA son productos de transcripción de la cadena ligera del 
mtDNA, mientras que el resto de los RNA lo son de la cadena pesada [Enriquez, et.al.,1998; 
Taanman, 1999; Luque, et.al.,2001]. 
Los tRNA tienen una tamaño que varía entre 59 y 75 nucleótidos, son más pequeños 
que sus homólogos del citoplasma o de procariotas, se caracterizan por estar metilados, 
aunque el grado de metilación es más bajo que el de los RNA citoplasmáticos. La región que 
ha conservado las características generales de los tRNA, aparte del extremo -CCA, no 
codificada en el nONA, es la región del anticodón. Con la excepción del tRNASer, todos los 
tRNA mitocondriales pueden plegarse en la característica hoja de trébol. Los tRNA 
mitocondriales desempeñan además un papel muy importante en el procesamiento de los 
rRNA. 
El mtDNA humano contiene 13 genes que codifican proteínas con un tamaño que varía 
de 70 a 610 aminoácidos. Los mRNA mitocondriales humanos comienzan directamente por el 
codón de iniciación AUG, AUA o AUU, o tienen muy pocos nucléotidos (1 a 3) delante de los 
mismos. carecen por tanto, de uno de los caracteres típicos de los mRNA de otros sistemas, 
como es la presencia de un tramo no codificante en el extremo 5'. Asimismo,el extremo 3' de 
la mayor parte de los mRNA carece de una región no codificante y finaliza con un codón de 
terminación incompleto U o UA. La poliadenilación desempaña un papel muy importante, y en 
22 
CapítUÚJ JI ~rco'1éórico 
particular, la adición postranscripcional de la cola de poli-A genera en todos los casos el 
codón de terminación UAA. 
La síntesis de RNA se inicia en tres lugares diferentes; uno en la cadena ligera (L) y 
dos en la cadena pesada (H1 y H2), situados cerca del origen de replicación, originando tres 
moléculas policistrónicas largas que se procesan posteriormente por cortes endonucleolíticos 
precisos delante y detrás de los tRNA que dan lugar a los rRNA, tRNA y mRNA maduros. De 
acuerdo con este modelo, que se denomina de puntuación por el tRNA, las secuencias de los 
tRNA situados entre los genes de rRNA y mRNA actúan como señales de reconocimiento para 
las enzimas de procesamiento, al adquirir la configuración en hoja de trébol en las cadenas 
nacientes de RNA. Para la transcripción del mtDNA, se requiere de una RNA polimerasa y un 
factor de transcripción (mtTFA). Hay también la participación de un segundo factor de 
transcripción (mtTFB), responsable de la iniciación específica en los promotores [Enriquez, 
et.al.,1998; Taanman, 1999; Luque, et.al.,2001] .. 
La cadena ligera se transcribe mediante una única unidad de transcripción que 
empieza en el lugar de iniciación L, cerca del extremo 5' del RNA 75 (poli A-RNA 18) dando 
lugar a 8 tRNA Y al único mRNA (ND6) codificado en esa cadena. La cadena pesada se 
transcribe mediante dos unidades de transcripción solapadas en la región de los rRNA. La 
primera de ellas, que se transcribe, más frecuentemente, comienza en el lugar de iniciación 
H1, situados unos 19 nucleótidos por delante del gen para el tRNAPhe, termina en el extremo 
3' del gen para el rRNA 165 Y es responsable de la síntesis de los rRNA 125 y 165, del 
tRNAPhe y del tRNAvaI. Un factor de terminación mTERF actúa uniéndose en una secuencia 
inmediatamente posterior al gen del rRNa 165 situada en el gen del tRNAleu• El segundo 
proceso de transcripción, es menos frecuente que el anterior, comienza en el punto de 
iniciación H2, cerca del extremo 5' del gen rRNa 125, se extiende más allá del extremo 3' del 
gen rRNA 165 y produce un RNA policistrónico que corresponde a casi la totalidad de la 
cadena pesada. Los RNAm de 12 péptidos y 12 tRNA se originan por procesamiento de este 
RNA policistrónico. 
23 
Capltuló II 
Este modelo de transcripción muestra asimismo un mecanismo por el cual se puede 
producir una regulación en la transcripción diferencial de los rRNA y de los mRNA [Montoya, 
et.al.,2000; Taanman, 1999, Enriquez, et.al., 1998]. 
IL3.3 Traducción. 
Los mRNA mitocondriales traducen su mensaje en un sistema de traducción propio de 
la mitocondria con ribosomas específicos. Los componentes de los ribosomas mitocondriales, 
están codificados por los dos sistemas genéticos de la célula. Así, mientras que los rRNA 
están codificados en el mtDNA, las proteínas ribosómicas los están por el genoma nuclear. El 
coeficiente de sedimentación de los ribosomas mitocondriales es de 555, con subunidades de 
285 y 395, que contienen 33 y 52 proteínas, respectivamente [Montoya, et.al.,2000; 
Taanman, 1999, Enriquez, et.al., 1998]. 
El código genético (Tabla 1.3) [Mitomap] utilizado por la mitocondria para traducir sus 
genes presenta algunas diferencias muy significativas en la lectura de codones con respecto 
al código universal. Así el codón UGA codifica triptófano en lugar de ser uno de los codones 
de terminación. Asimismo, además de AUG, la mitocondria humana utiliza AUA: metionina y 
AUU como codones de iniciación, mientras que AGA y AGG, codones de arginina en el código 
universal, son señales de terminación [Montoya, et.al.,2000; Taanman, 1999, Enriquez, et.al., 
1998]. 
Otra de las características particulares, es el uso de un modelo de reconocimiento de 
codones inusual, que permite la lectura del código genétiCO con sólo los 22 tRNA codificados 
en el mtDNA. Según este mecanismo, cada una de las ocho familias del código con 4 codones 
para un aminoácido, son leídas por un solo tRNA, mientras que las otras seis familias siguen 
utilizando 2 tRNA para leer los cuatro codones. De esta forma, bastarían 24 tRNA para 
traducir el código genético mitocondrial. La ausencia de los codones AGG y AGA hacen que 
24 
Cap(tuWIl !Man;o 'Teórico 
un total de 22 tRNA sean suficientes para la síntesis de proteínas codificadas en el orgánulo 
[Montoya, et.al.,2000; Taanman, 1999, Enriquez, et.al., 1998]. 
Tabla 1.3 Código genético del mtDNA. 
Ala 
A Cys Asp Glu 
GCU C D E 
GCC UGU GAU GAA 
GCA UGC GAC GAG 
GCG 
Gly Ile Phe G His I F GGU H AUU!, UUU GGC CAU 
UUC GGA CAC AUC 
GGG 
Leu (2) 
Lys Leu (1) L (CUN) Met 
K L(UUA/G) CUU M 
AAA UUA CUC AUA 
AAG UUG CUA AUG 
CUG 
Pro Arg 
Asn P Gln R 
N CCU Q CGU 
AAU CCC CAA CGC 
AAC CCA CAG CGA 
CCG CGG 
Ser (1) Ser (2) Thr Val S (UCN) S T V UCU 
(AGU/C) 
ACU GUU 
UCC ACC GUC 
UCA AGU ACA GUA 
UCG AGC ACG GUG 
Trp Tyr Ter Ter 
W y 
UGA UAU UAA AGA 
UGG UAC UAG AGG 
25 
Cap{tUÚJ IJ !Marco 'Teórico 
II.3.4 Regulaci6n de la expresi6n del sistema genético mitocondriaJ. 
la mayoría de las subunidades proteicas que forman parte de la cadena respiratoria, 
así como todas las proteínas necesarias para la replicación, transcripción y traducción 
mitocondriales, están codificadas en genes nucleares. Este hecho determina el carácter 
especial de la cadena respiratoria y del sistema OXPHOS, pues requieren la expresión 
coordinada de los dos genomas: nuclear y mitocondrial. la formación de las membranas 
mitocondriales y los compartimentos que ellas definen esta controlado por genes nucleares y 
no se realiza de novo sino por crecimiento a partir de membranas ya existentes y la 
diferenciación de los orgánulos para la cadena respiratoria y la fosforilación oxidativa esta 
controlado por genes nucleares y mitocondriales. la expresión de los genes codificados en el 
mtDNA pueden regularse a distintos niveles: en control de dosis génica, regulación 
transcripcional, postranscripcional y traduccional [Enriquez, et.al.,1998; Taanman, 1999]. 
11.4 GENÉTICA MITOCONDRIAL. 
El sistema genético mitocondrial presenta características genéticas particulares que lo 
diferencian del nuclear. Su modo de herencia es diferente al observado en el DNA nuclear, 
pues el mtDNA no sigue el comportamiento clásico mendeliano. 
II.4.1 Poliplasmía. 
la poliplasmía es el elevado número de copias del mtDNA en cada célula. En 
contraposición a los genes nucleares, que contienen dos alelos (uno de origen materno y otro 
de origen paterno), cada célula, dependiendo de sus requerimientos energéticos contiene un 
número elevado de mitocondrias, y cada organelo tiene en promedio 5 genomas 
mitocondriales (con la excepción de las plaquetas y el óvulo que contienen una sola copia de 
mtDNA por organelo), de forma que cada célula puede llegar a tener cientos o miles de 
copias de mtDNA. Cuando se produce la división celular, las mitocondrias (y los mtDNA)se 
26 
CapitUÚJ II %lrco 'Teórico 
distribuyen aleatoriamente en las células hijas [López de Munain, 1998; Montoya, 
et.aL,2000]. 
IL4.2 Homoplasmía y Heteroplasmía. 
Todas las células en un individuo normal, tienen copias idénticas de mtDNA, y se 
denomina homoplasmía normal. Si existe una mutación en el mtDNA, ésta puede afectar a 
todos los genomas, en este caso se denomina homoplasmía mutada; o puede afectar a 
parte de ellos, coexistiendo en la misma célula o en el mismo tejido mtDNA normal y mutado, 
denominándose esta situación heteroplasmía [Montoya, et.aL,2000; Chinnery, 2002]. 
Cuando se produce una mutación en el ovocito o en el cigoto, ésta se va a transmitir 
de forma aleatoria a generaciones sucesivas, pudiendo dar lugar a células que no tengan 
genoma mutante (homoplasmía normal), otras quecontengan todo su genoma mutado 
(homoplasmía mutante) y otras que reciban los dos tipos de genoma (heteroplasmía). La 
distribución aleatoria del mtDNA mutado explicaría la afectación o no de diferentes tejidos. 
Durante el proceso de la división celular la proporción de mtDNA mutado puede ir cambiando 
en las células hijas y puede cambiar también la expresión fenotípica [Guerrero, et.aL,1998; 
Martín, et.aL,1998; Chinnery, 2002]. 
IL4.3 Efecto umbral. 
La expresión fenotípica de una mutación patogénica del mtDNA no sigue las reglas de 
la herencia mendeliana, y depende en gran medida de las proporciones de mtDNA normal y 
mutado que existe en un tejido en particular. El efecto umbral representa la proporción 
mínima de mtDNA necesaria para alterar el metabolismo oxidativo a nivel suficiente para que 
se produzca la disfunción de un determinado órgano o tejido. El efecto umbral representa un 
concepto relativo, ya que el número de genomas necesarios para producir una disfunción 
celular varía de tejido a tejido, en función de su dependencia del metabolismo oxidativo. El 
corazón, cerebro, músculo esquelético, y en particular, la musculatura ocular, tienen grandes 
27 
Capítulb III ~arco '1é6rico 
demandas de energía oxidativa, y por lo tanto, bajos umbrales para una disfunción 
mitocondrial cuando son comparados con otros tejidos como el hígado, sangre o piel 
[Montoya, et.al., 2000; castro-Gago, et.al., 2000; Chinnery, 2002; Yaffe, 1999]. 
La presencia de una determinada mutación en una proporción de un 80% en hígado 
puede ser clínicamente silente, mientras que la misma proporción en músculo o cerebro 
puede dar lugar a una expresión fenotípica. Además, la vulnerabilidad metabólica puede 
variar en el mismo tejido en función del tiempo y de acuerdo con las demandas energéticas 
[Martín, et.al.,1998]. 
Si el número de moléculas mutadas es pequeño, se producirá una complementación 
de la función con las moléculas de mtDNA normal y no se manifestará el defecto genético. 
Sin embargo, al aumentar el porcentaje de mtDNA mutado se hará patente un fenotipo 
patogénico. Es decir, el fenotipo se manifiesta de acuerdo con un efecto umbral. Si la 
producción de ATP llega a estar por debajo de los requerimientos mínimos necesarios, se 
produce la aparición de patogenicidad, debido a la presencia de mitocondrias defectuosas 
[Guerrero, et.al.,1998; Martín, et.al.,1998]. 
Los tejidos dependen, en diverso grado de la energía producida por la mitocondria, y el 
número de orgánulos y de moléculas de mtDNA es diferente en cada tejido. Los tejidos que 
preferentemente se afectan son la visión, el sistema nervioso central y periférico, músculo, 
corazón, islotes pancreáticos, riñón e hígado [Montoya, et.al.,2000; Guerrero, et.al.,1998]. 
La heteroplasmía intermitocondrial puede ser el factor crítico que controla la ventaja 
replicativa de las moléculas defectuosas de mtDNA, mientras que la heteroplasmía 
intramitocondrial permitiría una complementación del defecto provocadO por la mutación y así 
evitaría la ventaja replicativa de las moléculas mutadas [Bornstein, et.al,,1998]. 
28 
Capftufo JI ~arro 'Teórico 
IL4.4 Segregad6n mit6tica O distTibuci6n de la mutaci6n en diferentes tejidos. 
la división de las mitocondrias y la replicación del mtDNA son procesos aleatorios 
independientes del ciclo celular, lo que causa la denominada segregación mitótica del 
mtDNA. Durante el proceso de división celular la proporción de mtDNA mutado puede ir 
cambiando en las células hijas, y puede cambiar también la expresión, originando situaciones 
de homoplasmía o heteroplasmía según tengan una o más poblaciones de mtDNA distintas. 
Debido a este hecho, sí un paciente, es heteroplásmico, la proporción de moléculas de 
mtDNA puede variar de tejido a tejido y, en un mismo tejido, en función del tiempo. Esto 
significa que un paciente puede tener una serie de síntomas en un momento dado de su vida 
y variar posteriormente [Solano, et.al.,2001; castr<K;ago, et.al.,2000, Guerrero, et.al.,1998]. 
II.4.5 Herenda Materna. 
El mtDNA se hereda por vía materna con un patrón vertical no mendeliano (Rgura 1.f). 
En la fecundación, el espermatozoide y el ovocito aportan la misma cantidad de información 
genética nuclear. Sin embargo, prácticamente todo el mtDNA que contiene el cigoto es 
aportado por el ovocito. En la herencia materna o mitocondrial, se afectan todos los 
descendiente de una mujer afectada debido a la aportación exclusiva de mitocondrias por 
parte del gameto femenino al cigoto, lo que impide a los varones transmitir un trastorno de 
esta clase a su descendencia. Esto se debe al elevado número de moléculas de mtDNA que 
existe en los óvulos (entre 100 000 Y 200 000 copias), en comparación con unos pocos 
cientos que hay en los espermatozoides. Además, las mitocondrias que pueden entrar en el 
óvulo fecundado se eliminan por un proceso activo [Solano, et.al., 2001; Lightowlers, 1997; 
Yaffe; 1999]. 
29 
CapítufolI 
Figura 1.f Árbol genealógico que esquematiza la herencia materna. Las madres son 
portadoras de la mutación y sólo se la transmitirá a sus hijos. 
Una mujer con una mutación heteroplásmica o una duplicación en el mtDNA, puede 
transmitir una cantidad variable de mtDNA mutado a sus hijos. Se propone que durante el 
desarrollo de la línea germinal femenina, el número de moléculas de mtDNA en cada ovocito 
se reduce dramáticamente antes de la subsiguiente amplificación hasta alcanzar el número 
final de cerca de 100 000 en cada ovocito maduro Esta restricción y amplificación llamada 
"cuello de botella" (figura 1.g) causa las principales diferencias del nivel de heteroplasmía 
entre los ovocitos individuales, y por tanto diferentes niveles de mtDNA mutado en la 
descendencia de una mujer, resultando con esto, que una mujer que posee un defecto 
patogénico en su mtDNA puede transmitir una baja proporción de mtDNA mutado a parte de 
su descendencia y alta a otra. Algunos de estos niños pueden ser severamente afectados y 
morir a temprana edad, mientras algunos otros pueden mantenerse asintomáticos durante 
toda su vida [Poulton, et al., 1998; Chen, et al., 1995; Yaffe, 1999]. 
La mayor variación entre la descendencia de una mujer se presenta en sus ovocitos 
primarios, los cuales a su vez se formaron cuando ella misma se desarrollaba en el interior de 
su madre. Estos hechos indican que los eventos durante la embriogénesis temprana en la 
mujer son críticos en la determinación del nivel de heteroplasmía transmitida a la siguiente 
generación [Montiel, 2002]. 
30 
Capitulo II 
I Implantación 
(!) Q
fe\-+ 
Blastocisto 
• r.:-...~.V 
(!)~ ~~= 
Células 
germinales 
primordiales 
I Cuello de botella 
copias de mtDNA 
por célula 
d 
e 
s 
e 
e 
n 
d 
e 
D 
e 
8 
Figura 1.g. El "cuello de botella" en la genética mitocondrial. Proporciona la explicación del 
diferente porcentaje de mtDNA mutado que se puede presentar entre hermanos. Se piensa 
que hay una restricción en el número de copias de mtDNA en la célula temprana durante el 
desarrollo de la línea germinal femenina, esto permite marcadas diferencias en el nivel de 
heteroplasmia en los ovocitos primarios en la misma mujer afectando por tanto a su 
descendencia. 
A pesar de esta variabilidad, el nivel de heteroplasmía transmitido a la descendencia se 
encuentra entre ciertos limites. Esto es probablemente debido a que hay relación entre el 
nivel del rntDNA mutado en una mujer con una mutación patogénica en su mtDNA y el riesgo 
de que' su descendencia esté afectada, al menos para algunas mutaciones. Hay una 
proporción significativa de mujeres con mutaciones en su mtDNA que al parecer no 
transmiten el defecto genético a su descendencia y generalmente carecen de historia familiar 
de enfermedad mitocondrial. Ellas a menudo presentan una mutación en el mtDNA que está 
presente en algunos tejidos (incluido el músculo esquelético), pero no en otros (incluidos lasangre, y probablemente los ovarios). Estos individuos tal vez adquieren una mutación 
31 
---------- - -- ~~ - ~ ~ 
Cap(tUÚJ II %l1ro Tronco 
somática en el mtONA en una temprana línea celular somática durante la embriogénesis 
[White, et al., 1999; Chinnery, et al., 1998]. 
En general, una madre que porte una mutación en su mtONA puede transmitirla a sus 
hijos e hijas, pero sólo sus hijas la transmitirán a sus descendientes. Aunque la transmisión 
materna de una mutación patogénica sea una realidad a nivel genético-molecular, puede no 
ser evidente a nivel clínico, debido a la heteroplasmía y al efecto umbral, lo cual ayuda a 
comprender por qué diferentes individuos en la línea materna de una misma familia pueden 
estar afectados de forma variable o ser asintomáticos [López de Munain, 1998; Montoya, 
et.al.,2000; Castro-Gago, et.al.,2000, Guerrero, et.al.,1998]. 
IL4.6 Alta tasa de mutación. 
El mtDNA presenta una tasa de mutación espontánea 10-20 veces superior a la del 
ONA nuclear. Este fenómeno puede estar causado porque en la mitocondria se producen 
continuamente radicales de oxígeno, como consecuencia de la oxidación final de los 
compuestos carbonados, y pueden dañar al mtDNA que no esta protegido por proteínas, 
como las histonas en el nONA. Sin embargo, no quiere decir, que carezca de mecanismos de 
reparación (de hecho son muy parecidos a los de bacterias) sino que no son suficientes. 
Debido a este hecho, la variación de secuencias entre individuos de una misma especie puede 
ser grande, y en un mismo individuo se está generando a lo largo de la vida, una pequeña 
heterogeneidad en el mtDNA. De este modo, se ha llegado a proponer que la disminución en 
la capacidad respiratoria de los tejidos que tiene lugar en el envejecimiento pueda ser debida 
a una acumulación de este daño mitocondrial [Mandavilli, et.al., 2002; Golden, et.al.,2001]. 
La armonía del mtONA se ve afectada por factores endógenos y exógenos, originando 
mutaciones del mtDNA (puntuales, deleciones, inserciones y depleciones). Entre los factores 
endógenos como el estrés oxidativo (radicales superóxido, peróxido de hidrógeno y 
radicales hidroxilo), deaminación de nucleótidos (citosina-guanina por timidina-adenina) y 
mecanismos de depurinación insuficientes. Los factores exógenos incluyen susceptibilidad 
32 
CapítUÚJ II !Marro 'Teórico 
del mtDNA agentes alquilantes, radiaciones ultravioleta, radiaciones ionizantes, rayos X y 
fármacos como la zidovudina (que produce una miopatía con fibras rojo rasgadas) [Ruíz-
Sandoval, et.al., 2002]. 
El mtDNA no presenta recombinación, y su alto índice de mutación y acumulación de 
las mismas con la edad, hacen que se asocie con el proceso de envejecimiento humano y con 
el desarrollo de ciertas enfermedades neurodegenerativas (por ejemplo, Alzheimer y 
Parkinson) [Ortí-Pareja, et.al.,1998; Barrera-Ramírez, et.al.,2000; Mandavilli, et.al., 2002]. 
Il.S EL DNA MITOCONDRIAL EN ESTUDIOS DE LA EVOLUCIÓN HUMANA. 
En el mtDNA se encuentra la mayor tasa de divergencia (sobre todo en la región no 
codificante, D-loop) en relación con los genes nucleares que da lugar a secuencias cortas 
pero de tamaño suficientes para realizar análisis filogenéticos. Su herencia exclusiva por vía 
materna hace que la historia de la evolución pueda reconstruirse sin la complejidad añadida 
de la recombinación biparental [Wallace, et.al.,1999; Elson et.al.,2001; Montiel, 2002]. 
Las mutaciones en el mtDNA se acumulan a lo largo y en torno a linajes femeninos. 
Los linajes individuales del mtDNA se han extendido en forma radial como migraciones de la 
mujer desde África hacia los distintos continentes durante los - 150 000 años de evolución 
humana. Durante este tiempo, se han acumulado mutaciones en el mtDNA que hoy son 
reconocidas con alta frecuencia como secuencias polimórficas del mtDNA específicas de los 
diferentes continentes [Wallace, et al., 1999; Montiel, 2002]. 
Los polimorfismos en el mtDNA fueron las primeras variantes que se identificaron, 
algunos de estos corresponden a sustituciones de nucleótidos, identificables porque alteran el 
sitio de reconocimiento de las endonucleasas de restricción, es decir, se modifica la secuencia 
específica de nucleótidos dando como resultado una variación de longitud del tamaño de los 
fragmentos de restricción (RFLP' s). Estudios por análisis de RFLP en el mtDNA de una amplio 
33 
CapituIiJ II 
rango de poblaciones humanas han revelado la existencia de un número estable de sitios 
polimórficos en regiones codificantes del mtDNA, los cuales definen grupos relacionados de 
mtDNAs llamados haplogrupos. La mayoría de las mutaciones observadas tanto en regiones 
codificantes y control en poblaciones humanas modernas, han ocurrido en esos haplogrupos 
preexistentes y definen los tipos individuales de mtDNA o haplotipos [Torroni, et al.,1996; 
Wallace, et al.,1999; Montiel, 2002]. 
La primera evidencia clara de que la variación en el mtDNA correlaciona con el origen 
étnico o geográfico de un individuo, proviene de los RFLPs para la enzima HpaI, observados 
por Wallace en mtDNAs africanos, asiáticos, y europeo-americanos. Un ejemplo lo constituyó 
el polimorfismo (C3594D, muy frecuente en los africanos (96% pigmeos). No se presentó ni 
en asiáticos ni en europeos [Wallace, et al.,1999; Montiel, 2002]. 
Un trabajo acerca de la variación del mtDNA, fue la utilización de 5 enzimas de 
restricción (HpaI, BamHI, HaeIl, MspI, y AvaIl), los resultados confirmaron la alta variación 
del mtDNA asociado al origen geográfico del individuo. También mostró que todos los 
mtDNAs son parte de un único árbol filogenético. Con éste y otros estudios se apoyó la 
hipótesis del origen africano de los humanos (conocida como la hipótesis "Out of Africa''). De 
esta forma se estableció al continente africano como el del origen del Homo sapiens, con una 
antigüedad estimada para el árbol de - 200 000 años (Hipótesis de la Eva africana) [cann, et 
al.,19B7; Montiel, 2002]. A medida que las mujeres emigraron desde África para colonizar 
nuevas tierras, surgieron mutaciones adicionales en el mtDNA, estableciéndose por flujo 
genético y resultando en una variación del mtDNA específica de continente (figura l.h) 
[Wallace, et al.,1999]. 
34 
Capítufo!I 
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Figura 1.h. Migraciones del hombre moderno desde África hacia el resto de continentes. Se 
muestra la distribución geográfica específica de los diferentes haplogrupos [MITOMAP]. 
Los análisis moleculares han demostrado que la mayor parte de las secuencias del 
mtDNA (y su variación) son acumuladas a lo largo del patrón de herencia materna a partir de 
grupos de mtDNA fundadores, esto durante y después de los procesos de colonización de las 
diferentes regiones geográficas. Esta es la razón por la cual haplogrupos de mtDNA son 
geográficamente y étnicamente específicas. Estos análisis se realizaron utilizando las técnicas 
de RFLP, PCR, análisis en geles de electroforesis y secuenciación principalmente del D-Loop 
en el mtDNA [Torroni, et.al., 1996; Montiel, 2002]. 
3S 
Capítufoll %"1:0 'Teórico 
II.S.l Haplogrupos Mitocondriales Nativo-Americanos. 
La distribución de haplogrupos en el mundo aparenta ser muy específica pero se ha 
visto que algunos continentes comparten los mismos haplogrupos, como Europa con el este 
de Asia y América con el oeste de Asia [Wallace, et.al.,1999; Montiel, 2002]. 
Nativo-americano es el término que se refiere a la gente indígena u oriunda del 
continente Americano. También se les conoce como indios Americanos y comprende a la 
gente del norte, centro y sur de América. Los nativo-americanos son más parecidos 
físicamente a los pobladores asiáticos que a los pobladores de cualquier otra regióndel 
mundo. Esto se asúme por el hecho de que descienden de asiáticos que cruzaron el Estrecho 
de Bering. Sus características físicas son: piel morena, ojos cafés o negros y pelo lacio negro. 
Estas características pueden diferir actualmente por la adaptación al medio o por ser mezclas 
con europeos o africanos [Wallace, et.al.,1999; Torroni, et.al., 1994] 
Se han realizado estudios de frecuencias de haplogrupos en diversas poblaciones que 
han permitido tener una visión más amplia de la frecuencia de los cinco haplogrupos 
encontrados en el continente (A, B, C, D y X) Y así poder suponer las rutas migratorias desde 
Asia y a través del Norte al Centro y Sur de América [Torroni, et.al., 1994; Montiel, 2002]. 
Para encontrar la relación entre la población americana con la asiática, se realizó un 
estudio de la variación de la secuencia de mtDNA en 167 amerindios (norte, centro y sur) y 7 
poblaciones de Asia con un número total de 153 asiáticos. Se utilizaron 14 enzimas de 
restricción encontrándose un total de 67 sitios polimórficos, que definieron 50 combinaciones 
de alelos y una deleción de 9 pares de bases. Las combinaciones se agruparon en cuatro 
grandes grupos (ver tabla 1.4): 
36 
Capítulo II 
Tabla 1.4. Los cuatro Haplogrupos Mitocondriales Nativo-Americanos. 
Haplogrupo Nucleótido RFLP 
16290T 
A HaeIII+663 
16319 
16189C 
B Deleción 9bp 
16217C 
16298 AluI+13262 
C 16327 
16517 HaeIl 
D AluI-5176 
Posteriormente, se realizó un estudio en el cual, se examinaron 60 nativo-americanos 
de la región mixe: mixteca alta y mixteca baja y del valle del Zapoteco (que comprenden los 
estados de Oaxaca y Guerrero) por medio de PCR y RFLP. Los resultados obtenidos muestran 
una alta frecuencia de haplogrupo A (66%), una relativa frecuencia de B (18%) Y muy 
ligeramente de C (16%), el haplogrupo D no se presentó [Torroni, et.al., 1994] 
Diversos estudios realizados en poblaciones Amerindias, han establecido la presencia 
de polimorfismos relacionados al Haplogrupo Mitocondrial B Nativo-Americano (tabla 1.5 y 
1.6). Los polimorfismos ya no sólo incluyen la región hipervariable o D-Loop, sino también 
son polimorfismos que forman parte de la región codificante [Herrnstadt, et.al.,2002]. 
Tabla 1.5 Polimorfismos descritos para Haplogrupo Mitocondrial B Nativo-Americano dentro 
de la Región Control. 
A16182C 
T16189C 
T16217C 
T16517C 
37 
Capítulo II 
Tabla 1.6 Polimorfismos descritos para el Haplogrupo Mitocondrial B Nativo-Americano en la 
Región Codificante. 
750 4977 11177 
827 6473 11719 
1438 7241 13590 
2706 7028 14757 
3547 Del- 9 bp (-C-) 8281 14766 
4755 8860 15326 
4769 8702 15535 
4820 9950 
Es así, como se han clasificado y caracterizado más haplogrupos específicos de 
diferentes regiones. Conforme aumentaron las muestras de mtDNA fue cada vez más dificil su 
clasificación y había haplogrupos que compartían haplotipos. En la actualidad no se 
secuencian sólo las regiones hipervariables, ya que como se mencionó anteriormente puede 
estar sujeta a errores al realizar los árboles filogenéticos debido a la alta tasa de mutación 
que presenta, es por esto que se secuencia todo el mtDNA. 
38 
CapítuJé III !Marro 'Tt6rico 
CAPÍTULO III. 
PATOLOGÍA MITOCONDRIAL 
III.1 ANTECEDENTES Y CONCEPTO DE ENFERMEDAD MITOCONDRIAL. 
Las enfermedades o citopatías mitocondriales, empezaron a estudiarse en 1962, 
cuando Rolf Luft y colaboradores, describieron el primer caso de una enfermedad 
mitocondrial documentado bioquímicamente, se trataba de una mujer joven con 
hipermetabolismo asociado a un defecto en el acoplamiento de la fosforilación oxidativa a 
nivel de las mitocondrias musculares. A finales de los años 60, algunos autores se refirieron a 
estas entidades como miopatías mitocondriales para hacer alusión al sistema nervioso 
periférico (músculo), incluso también se nombraron encefalomiopatías mitocondriales; sin 
embargo, debido a que las manifestaciones clínicas pueden ser muy variadas se encuentran 
más difundidos los términos de enfermedades mitocondriales, citopatías mitocondriales, 
desordenes de la cadena respiratoria mitocondrial y más recientemente enfermedades de la 
fosforilación oxidativa [Barrera-Ramírez, et.al.,2000; Chinnery, 2000]. 
En 1963, Engel y Cunningham describieron una modificación de la técnica Tricrómica 
de Gomori que permitía visualizar las mitocondrias en tejido congelado, ya que se teñían 
intensamente de rojo. Con esta técnica, algunas fibras musculares mostraban, grandes 
acúmulos de estos organelos, entre los que se formaban hendiduras al ser cortado el tejido, 
debido a este hecho fueron llamadas ragged red fibers (fibras rojo rasgadas, FRR). Éste 
término se hizo popular, ya que la presencia de estas fibras implica casi constantemente la 
existencia de mitocondrias anormales; aún en la actualidad es marcador fiable en el 
diagnóstico de las enfermedades mitocondriales [cabello, et.al.,1998]. 
39 
---------- - - - - - -
CapítUÚJ III ~arco 'Teóriro 
El estudio del genoma mitocondrial en relación con la patología humana surgió en el 
año de 1988 con la descripción de deleciones del mtDNA en relación con las miopatías 
mitocondriales, en particular el síndrome de Kearns-Sayre, y el hallazgo de una mutación 
puntual asociada a la neuropatía óptica hereditaria de Leber (LHON). Desde entonces se han 
identificado un gran número de mutaciones en el genoma mitocondrial asociadas a una gran 
variedad de fenotipos clínicos [Martín, et.al.,1998; Chinnery, 2000]. 
Se designa con el nombre de enfermedades mitocondriales a un grupo de 
trastornos cuya característica común es un defecto en la prodUCCión de ATP. Este término 
frecuentemente se ha aplicado a trastornos producidos por daños en la cadena respiratoria y 
en la fosforilación oxidativa (alteraciones en el sistema OXPHOS), esto es debido a que, 
clurante muchos años sólo se habían encontrado mutaciones en el mtDNA relacionados con 
los mismos [López de Munain, 1998; Barrera-Ramírez, et.al.,2000; Galán-Ortega, et.al.,1999; 
Solano, et.al., 2001; Castro-Gago, et.al., 2000; Martín, et.al.,1998]. 
Otras características de las enfermedades mitocondriales son la heterogeneidad clínica 
y afectación multisistémica, debidas a la diferente expresión del mtDNA mutado en los 
distintos tejidos. los órganos y tejidos que preferentemente se afectan son la visión, el 
sistema nervioso central y periférico, músculo, corazón, páncreas, riñón e hígado, se atribuye 
a que éstos, son tejidos estables compuestos por células postmitóticas diferenciadas que no 
realizan un rearreglo fisiológico y dependen de la energía proporCionada por las 
mitocondrias(Rgura 1.i) [Colomer, et.al.,2000; Chinnery, 2000]. 
El doble control genético de las mitocondrias y la complejidad de la comunicación 
intergenómica y del mecanismo de importación de las proteínas mitocondriales, explican 
porqué las enfermedades mitocondriales pueden ser debidas a una variedad de errores 
genéticos [Rubio, et.al.,1998]. 
40 
Capítufo III 
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Cor.lLón 
Figura 1.i. Órganos que se afectan por alteraciones en el mtDNA. Los órganos más 
afectados son aquellos que utilizan cantidades importantes de energía para su 
funcionamiento. 
Por lo tanto, esto hace que las enfermedades mitocondriales sean consideradas como 
complejas, tanto desde el punto de vista clínico como bioquímico y genético, en 
consecuencia, el diagnóstico de éstas es difícil de determinar. En primer lugar, por la 
variabilidad de la presentación clínica de síntomas no explicables (neurológicas o 
extramusculares), que afectan a órganos no relacionados entre sí; por otra parte, el doble 
control genético, de los complejos de la cadena respiratoria, favorece la complejidad de 
dichas enfermedades y aunque se trate de enfermedades hereditarias, en ocasiones aparecen 
como casos esporádiCOS, no disponiéndose por tanto, de antecedentes familiares; además,