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ALTERNATIVA PARA LA DETOXIFICACIÓN DE TORTAS DE
Jatropha curcas l A ESCALA LABORATORIO PARA SU EMPLEO EN
ALIMENTACIÓN ANIMAL

PAOLA LÓPEZ BERTEL

UNIVERSIDAD EAFIT
ESCUELA DE INGENIERÍA
DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA DE PROCESOS
MEDELLÍN
2008
ALTERNATIVA PARA LA DETOXIFICACIÓN DE TORTAS DE
Jatropha curcas l A ESCALA LABORATORIO PARA SU EMPLEO EN
ALIMENTACIÓN ANIMAL

PAOLA LÓPEZ BERTEL

TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL
TÍTULO DE INGENIERO DE PROCESOS

ASESOR
GUILLERMO LEÓN PALACIO GONZÁLEZ ,
Ph. D. EN QUÍMICA

UNIVERSIDAD EAFIT
ESCUELA DE INGENIERÍA
DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA DE PROCESOS
MEDELLÍN
2008
Nota de aceptación
__________________________
__________________________

__________________________
Presidente del Jurado

__________________________
Jurado

Medellín ___ de __________ de 2008
A Dios por acompañarme y darme la oportunidad de continuar y coronar con éxito
mis proyectos.
A mis padres por su confianza, por su apoyo pero especialmente su comprensión
con mis acciones y aspiraciones.
A mi hermana por su acompañamiento en todos mis procesos y por compartir
conmigo sus conocimientos.
A mis amigos por compartir conmigo sus experiencias y aportar a mi desarrollo
integral.

AGRADECIMIENTOS

La autora expresa sus agradecimientos a todas las personas que colaboraron en
la realización de este proyecto:

Al Dr. Guillermo León Palacio, Profesor del departamento de Ingeniería de
Procesos de la Universidad Eafit, por su asesoría y acompañamiento en la
realización de este proyecto.
A Elisabeth Ocampo. Ingeniera de Procesos, por su asesoría en la realización de
este proyecto.
A Mónica López Bertel, Ingeniera de Producción, por su disposición y colaboración
al facilitar material para pruebas de laboratorio.
Al Personal de los laboratorios de Ingeniería de Alimentos, Corporación
Universitaria Lasallista, María Eugenia Villada, por su acompañamiento y asesoría
en la realización de este proyecto.
Al Personal del Laboratorio Especializado de Análisis – LEA y Laboratorio de
Biología, Universidad de Antioquia. Por su colaboración y acompañamiento en la
realización de las pruebas de laboratorio.
Al Personal de los laboratorios de procesos, Edgar Arbeláez, Jhon Estrada y
Sigifredo Cárdenas. Por su disposición y colaboración.
A los profesores del pregrado en Ingeniería de Procesos de la Universidad Eafit e
Ingeniería de Alimentos de la universidad de Antioquia por sus contribuciones y
conocimiento integrado en este trabajo.
i

TABLA DE CONTENIDO
pág.
LISTA DE TABLAS .................................................................................................. v
LISTA DE FIGURAS .............................................................................................. vii
LISTA DE ANEXOS ................................................................................................ ix
1 RESUMEN .............................................................................................. x
2 INTRODUCCIÓN .................................................................................. 12
3 OBJETIVOS .......................................................................................... 15
4 MARCO TEÓRICO ............................................................................... 16
4.1 GENERALIDADES DE LA JATROPHA CURCAS L. ............................ 16
4.1.1 Generalidades de la
planta………………………………………………………………………16
4.1.2 Composición química de la
planta………………………………………………………………………16
4.2 TOXICIDAD DE PLANTAS ................................................................... 18
4.2.1 Toxicidad de la Jatropha curcas
L…………………………………………………………………………….19
4.2.2 Efectos de la toxicidad de la jatropha curcas l…………………………...26
4.3 DETOXIFICACIÓN DE ALIMENTOS .................................................... 27
4.3.1 Métodos de descontaminación……………………………………………27
ii

5 ANTECEDENTES ................................................................................. 30
6 METODOLOGÍA ................................................................................... 32
6.1 MATERIALES Y EQUIPO ..................................................................... 32
6.2 MÉTODOS DE ANÁLISIS ..................................................................... 33
6.2.1 Determinación cuantitativa de proteínas por método Kjeldhal. Ref AOAC
945.18-18…………………………………………………………………….34
6.2.2 Determinación de ésteres de forbol por HPLC………………………….37
6.2.3 Prueba de hemoaglutinación……………………………………………..38
6.3 PREPARACIÓN DE LA MUESTRA ...................................................... 41
6.3.1 Recibo y reconocimiento de la torta………………………………..……..41
6.3.2 Separación de núcleo y semilla……………………………………….......42
6.3.3 Secado de los núcleos de la semilla………………………………………42
6.3.4 Obtención de la harina……………………………………………………...42
6.3.5 Homogenización de la harina……………………………………………...43
6.3.6 Caracterización tóxica y nutricional de la harina sin tratar……………..43
6.4 TRATAMIENTO DE LA MUESTRA……………………………………… 43
6.4.1 Tratamiento térmico (TT)…………………………………………………...43
6.4.2 Tratamiento químico (TQ)………………………………………………44
• Tratamiento con Metanol (TQM) ........................................................... 44
iii

• Tratamiento con Etanol (TQE) .............................................................. 44
• Tratamiento con NaOH y NaOCl (TQNa) ............................................. 45
6.5 Acondicionamiento final de la harina ..................................................... 45
6.5.1 Balance de masa del material trabajado…………………………………45
6.6 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DEL MATERIAL PROCESADO
.............................................................................................................. 46
7 RESULTADOS Y ANÁLISIS ................................................................. 48
7.1 PREPARACION DE LA MUESTRA ...................................................... 48
7.2 Tratamiento de la muestra .................................................................... 49
7.2.1 Tratamiento térmico…………………………………………………………49
7.2.2 Tratamiento químico………………………………………………………...50
7.2.3 Acondicionamiento final de la harina…………………………………….52
7.2.4 Caracterización fisicoquímica del material procesado…………………54
• Valoración de calidad y nutricional ........................................................ 55
• Valoración tóxica ................................................................................... 57
7.3 SELECCIÓN DE LA ALTERNATIVA DE DETOXIFICACIÓN ............... 59
8 DESCRIPCIÓN DEL PROCESO .......................................................... 62
8.1 DIAGRAMA DE FLUJO DE BLOQUES (BFD) ...................................... 62
8.1.1 Descripción del proceso…………………………………………………...62
iv

9 CONCLUSIONES ................................................................................. 65
10 RECOMENDACIONES ......................................................................... 67
11 BIBLIOGRAFÍA ..................................................................................... 69
12 CIBERGRAFIA ...................................................................................... 75
ANEXOS ………………………………………………………………………………...78
v

LISTA DE TABLAS
pág.
Tabla 1. Composición de aminoácidos esenciales de la Jatropha curcas L.
Comparación con harina de ricino, harina de soya y la referencia de la FAO. ...... 17
Tabla 2. Reactivos, materiales y equipos empleados para el desarrollo del
proyecto. ................................................................................................................ 33
Tabla 3. Reactivos para pruebade Kjeldhal .......................................................... 34
Tabla 4. Condiciones equipo HPLC ....................................................................... 37
Tabla 5. Reactivos para método HPLC aplicado a J curcas. ................................. 37
Tabla 6. Rampas de composición en el tiempo para solventes de fase móvil para
HPLC ..................................................................................................................... 38
Tabla 7. Reactivos y equipos para prueba de hemaaglutinación. .......................... 39
Tabla 8. pH y porcentaje de sólidos de los sobrenadantes de lavado en los
tratamientos térmicos con agua y tratamientos químicos con metanol y etanol para
harina de J. curcas. ................................................................................................ 49
Tabla 9. Granulometría de muestra no tratada y producto de los tratamientos
químicos para harina de J curcas. ......................................................................... 52
Tabla 10. Información de caracterización y asignación de pruebas realizadas a las
muestras de J curcas trabajadas. .......................................................................... 54
Tabla 11. Valores de % proteína, % humedad y % cenizas de los materiales y
productos de tratamiento de J curcas .................................................................... 55
Tabla 12. Valores de actividad de lectina y contenido relativo de ésteres de forbol
determinados para productos de tratamiento de J curcas. .................................... 57
vi

Tabla 13. Matriz de decisión de alternativa de detoxificación de harina de J curcas.
............................................................................................................................... 61
Tabla 14. Cantidades trabajadas para determinación de % Proteína por Método
Kjeldahl. ................................................................................................................. 78
vii

LISTA DE FIGURAS
pág.
Figura 1. a) Numeración de la estructura básica del forbol. b) Estructura del forbol
............................................................................................................................... 21
Figura 2. Estructura del 12-deoxyl-16-hydroxyphorbol .......................................... 21
Figura 3. Estructura del DHPB (the 4'-[12',14'-butadienyl]-6'-[16',18',20'-
nonatrienyl]_bicyclo [3.1.0]hexane-2' -[carboxylic acid]-3' -[8' -butenoic acid-
IO']diester of 12-deoxy-16-hydroxyphorbol), un éster de forbol aislado de las
semillas de Jatropha curcas L............................................................................... 21
Figura 4. Equipo de digestión, descarga de gases y destilación Kjeldhal .............. 35
Figura 5. Indicador mixto de color para destilación con HCl .................................. 36
Figura 6. Diagrama de flujo de preparación de PBS .............................................. 39
Figura 7. Equipos y condiciones para medición de humedad y cenizas ................ 47
Figura 8. Análisis granulométrico de la muestra original y los productos de
tratamiento químico de harina de Jatropha curcas L. ............................................ 53
Figura 9. BFD del proceso de detoxificación de semillas de Jatropha curcas L a
escala laboratorio ................................................................................................... 64
Figura 10. Cromatograma HPLC para harina no tratada NT ................................. 80
Figura 11. Cromatograma HPLC para harina tratada químicamente con Metanol
TQM ....................................................................................................................... 81
Figura 12. Cromatograma HPLC para harina tratada químicamente con Etanol
TQE ....................................................................................................................... 82
viii

Figura 13. Cromatograma HPLC para harina tratada químicamente con NaOH –
NaOCl TQNa.......................................................................................................... 83

LISTA DE ANEXOS
pág.
Anexo 1. CUANTIFICACIÓN DE PROTEÍNAS POR MÉTODO KJELDHAL. ........ 78
Anexo 2. SEPARACIÓN DE ESTER DE FORBOL POR HPLC DE ACEITE DE
J. curcas ................................................................................................................ 79
Anexo 3. CROMATOGRAMAS HPLC PARA HARINAS NT, TQM, TQE Y TQNa . 80
Anexo 4. DIAGRAMA DE FLUJO DEL PROCESO ................................................ 84

1 RESUMEN

En este trabajo se acondicionaron los núcleos de las semillas prensadas (tortas)
de Jatropha curcas L de origen brasileño, producto del procesamiento para la
obtención de aceite para Biodiesel.
La toxicidad se debe a la presencia de diferentes sustancias, especialmente
ésteres de forbol y lectinas, y algunos antinutrientes como taninos, fitatos e
inhibidores de proteasa (Trabi, et al, 1997; Makkar y Becker, 1998b).
Con esta investigación, mediante modificaciones a los procedimientos de
tratamiento recomendados en la literatura y definiendo una serie de condiciones a
nivel laboratorio, se buscó detoxificar las semillas de Jatropha curcas L reduciendo
el grado de toxicidad de la harina de Jatropha curcas L mediante tratamientos
térmicos y químicos, reduciendo la concentración de ésteres de forbol y
eliminando o reduciendo los niveles de actividad de algunos antinutrientes
presentes, especialmente lectinas, valorando el producto final físicoquímica y
nutricionalmente.
Se valoraron nutricionalmente los núcleos y cáscaras de la semilla de Jatropha,
reportando valores de contenido de proteína del 57.7% para los núcleos y valores
del 4.2% para las cáscaras, justificando así la separación de las mismas antes de
los tratamientos. La valoración tóxica de la harina no tratada se hizo a las mismas
condiciones de tamaño de partícula y humedad que las muestras a tratar y mostró
niveles de actividad de lectina de 111 (inverso 0.009 mgMUESTRA/mlSOLUCIÓN) la cual
se determinó por hemaaglutinación de eritrocitos bovinos y reportó la presencia de
ésteres de forbol determinados por HPLC, empleando Tetrahidrofurano como fase
móvil y un flujo de 1.3 ml/min.
xi

Los tratamientos térmicos seco y húmedo (con agua) aplicados a la harina molida
y homogenizada de tamaño inferior a 2 µm, eliminaron la actividad de
antinutrientes termolábiles y pudo verificarse que la actividad de lectina se redujo
hasta niveles indetectables, estos tratamientos afectaron el contenido nutricional
de la harina hasta valores entre 47% y 50% según el tiempo de exposición a altas
temperaturas. Estos tratamientos no tienen efecto sobre los ésteres de forbol
debido a la insolubilidad en agua y estabilidad térmica de los mismos.
Los tratamientos químicos aplicados reportaron efectos diferentes sobre el
contenido de proteína y ésteres de forbol. Los tratamientos con Metanol y Etanol,
mostraron un efecto menor sobre el contenido de proteína reduciendo su
porcentaje hasta 51.6% y 52.6% respectivamente, la reducción en el contenido de
ésteres de forbol lograda respecto al contenido de la muestra sin tratar fue del
48.3% y 32.2% respectivamente. El tratamiento con NaOH y NaOCl reportó la
mejor reducción en el contenido de ésteres de forbol siendo del 93.1%, sin
embargo, el tratamiento produjo una alta degradación de la proteína llevándola
hasta un valor del 5%.

Finalmente, tras una valoración tóxica, nutricional y tecnológica, y de acuerdo con
la finalidad del producto, se seleccionó la alternativa de detoxificación con Etanol,
como la más apropiada para la formulación de alimento concentrado para
animales.

2 INTRODUCCIÓN

El agotamiento de combustiblesfósiles ha desencadenado el desarrollo de
estudios enfocados en la obtención de fuentes alternativas y renovables de
energía. Estos desarrollos deben ligarse a las condiciones propias de los países
que los investigan, es por esto que las fuentes de energía a partir de biomasa han
tomado gran importancia especialmente en países tropicales, que cuentan con
gran número de especies botánicas y oleaginosas de buen contenido de aceite
para su estudio. Sin embargo, ningún proyecto, pese a presentar buen rendimiento
productivo, será apoyado económicamente si no muestra factibilidad técnica,
económica y ambiental (Minminas y Minagricultura, 2004).

Se han estudiado diferentes variedades de plantas que ofrecen rendimientos
satisfactorios, como Higuerilla, Girasol, Palma Africana, Soja, Colza, Algodón y
Jatropha, entre otras (Madriz, et al, 2005; Singh, et al, 2008). El estudio en
Colombia de éstas y otras variedades, buscan cubrir necesidades de:
disponibilidad territorial, condiciones agrícolas (cultivo, recolección y extensión),
factibilidad económica y seguridad alimentaria con repercusiones a nivel mundial
tomando como referencia la producción de biocombustibles a partir del maíz y
algunas oleaginosas comestibles (FAO, 2008b) debido a que muchas de estas
semillas son de consumo humano y animal y constituyen un requerimiento
nutricional básico.

De esta forma, los estudios con algunas especies tóxicas de Jatropha para la
extracción de aceite y producción de biodiesel despiertan gran interés por sus
restricciones para consumo humano y animal y resulta ventajoso frente a otras
plantas.
13

La toxicidad de la Jatropha curcas L. se debe a diversos compuestos presentes en
un número considerable de los componentes de los diferentes tipos de plantas
(incluido el aceite), lo cual hace de la detoxificación completa un proceso
complicado (Jongschaap, et al, 2007). Se ha encontrado que las semillas
presentan un alto valor nutritivo comparable con el de harina de soja (Singh, et al.,
2008; Gandini, et al., 2007 y Makkar y Becker,1998b), de esta manera, una de las
alternativas de aprovechamiento de la torta de Jatropha, es para alimentación
animal, debido a que pese a ser tóxica para mamíferos superiores de ganado
bovino, porcino y caprino (Reyes y Flores, 1999), algunos rumiantes adultos
presentan resistencia a ciertas toxinas (Luciani, 2003; Bose y Wanderley, 1988;
Polo, 1998), sin embargo, este aprovechamiento no puede hacerse sin la previa
detoxificación de las semillas (Gross, et al,1997; Makkar y Becker, 1998b) y aún
así, solo es recomendable para consumo animal (Ferreira, 2007; Gandini, et al,
2007), debido a que la detoxificación total es bastante compleja (Jongschaap, et
al, 2007) y puede restarle contenido nutricional a la harina.

La viabilidad de un proyecto de biocombustible, depende de las ventajas técnicas
del cultivo de la planta, extracción del aceite y producción de biodiesel. El gran
obstáculo para el uso del biodiesel está en sus costos de producción, actualmente
el costo de producción de aceite de Jatropha como sustituto del gasóleo es
superior al costo de diesel en sí (Rockefeller, 1998), esto se debe principalmente a
que los costos del petróleo suelen estar subsidiados o sus precios no
corresponden a todo el costo porque afectaría las economías nacionales (Coello y
Gnecco, 2000) y porque el precio del biodiesel ha sido fijado. Por lo anterior, se
busca favorecer la viabilidad económica de estos proyectos a través de la
integración de los subproductos del proceso en otros procesos, llevando así al
aprovechamiento integral de la planta.

Actualmente, el análisis de ciclo de vida del biodiesel, también considera el
aprovechamiento alterno de uno de los subproductos de su producción, la
glicerina; sin embargo, el análisis se hace a partir de la producción de biodiesel,
dejando de lado los subproductos de algunas etapas previas como la extracción
de aceite para su obtención. En algunos casos se plantean posibles integraciones
de los subproductos a otros procesos, sin embrago el seguimiento que se le da no
es muy amplio debido a que el interés económico no está dirigido a éstos.

Por lo anterior surge la necesidad de integrar procesos a partir de la extracción de
aceite de Jatropha. Es por esto que se pretende desarrollar una alternativa para la
detoxificación de la torta de Jatropha que resulta de la extracción del aceite, para
aprovechar la harina de la semilla de Jatropha curcas L. como elemento de
formulación de concentrado para alimento animal por su alto contenido proteínico,
reduciendo el uso de otras harinas más costosas y empleadas en otros fines, y
contribuyendo así a la viabilidad, sostenibilidad y aceptabilidad de la Jatropha
como materia prima para la producción de Biocombustible, respaldando así las
ventajas agronómicas de este cultivo frente a otras oleaginosas (Octagon, 2006;
Coello y Gnecco, 2000) y el hecho de no afectar directamente el mercado
alimenticio (Makkar y Becker,1998b).

3 OBJETIVOS
OBJETIVO GENERAL
Evaluar alternativas de detoxificación de la torta de Jatropha curcas L, mediante
ensayos experimentales a escala laboratorio, considerando aspectos nutricionales
y tóxicos, con el fin de valorar su implementación en alimentación animal.
OBJETIVOS ESPECIFICOS
• Analizar el tipo de toxicidad y contenido nutricional asociado a la especie de
Jatropha curcas L seleccionada, mediante revisión bibliográfica y análisis
fisicoquímico de la harina de Jatropha, que permita establecer el método de
detoxificación adecuado.

• Evaluar las variables y condiciones de los procesos de detoxificación de
acuerdo a las mediciones de contenido de ésteres de forbol, actividad de
lectina y contenido proteínico de la harina obtenida, para establecer las
condiciones apropiadas del proceso de detoxificación.

• Proponer el BFD y descripción del proceso de detoxificación que permita
identificar puntos de mejoramiento o aplicación para otras especies con
intereses de detoxificación.

• Determinar el contenido de proteínas y el grado de detoxificación de la
harina de Jatropha mediante pruebas a nivel laboratorio para la posterior
formulación del alimento concentrado de pruebas in vivo.
16

4 MARCO TEÓRICO
4.1 GENERALIDADES DE LA Jatropha curcas L.
4.1.1 Generalidades de la planta
La planta Jatropha curcas l recibe diferentes nombres en el continente según el
lugar de producción, es conocida como Higo de infierno, Piñón, Wassa supay
(Bolivia); Chagsis, Vocudyes (Bolivia: Mosetén, La Paz; Chimane, Beni); Piäo
branco (Brasil); Purga, Piñón de purga, Piñón (Colombia); Piñón (Ecuador); Piñol,
Piñon (Perú); Piñón de purga, Piñón de fraile, Túa-túa (Venezuela) (Heller, 1996),
Piñoncillo (México), tempate (Honduras y El Salvador) (Ferreira, 2007).

Es una oleaginosa de porte arbustivo con más de 3500 especies agrupadas en
210 géneros. Originaria de México y Centroamérica, pero crece en la mayoría de
los países tropicales. Se la cultiva en América Central, Sudamérica, Sureste de
Asia, India y África. (Cultivos Energéticos, 2007). Es una especie con gran
distribución en los trópicos y presente en varias regiones de la cuenca amazónica;
se cultiva frecuentemente (Correa y Bernal, 1992). Es una planta de la familia
Euphorbiaceae, crece desde el nivel del mar hasta los 1 000 metros de altitud. El
piñón se adapta a sitios de baja fertilidad y suelos alcalinos, pero los mejores
rendimientos se obtienen si son fertilizados con pequeñas cantidades de calcio,
magnesio y azufre (Coello y Gnecco, 2000).

4.1.2 Composición química de la planta
El género Jatropha contiene: alcaloides, sapogeninas, taninos, toxoalbúminas
ésteres, compuestos cianogénicos. Además, contiene aceites fijos, ácidos grasos
17

(palmítico, oleico, linoléico, esteárico).La presencia en la semilla de curcina, una
albúmina tóxica termolábil (lectina), y de ésteres de forbol, le otorgan elevada
toxicidad. La semilla contiene minerales como fósforo, calcio, sodio, potasio y
magnesio. Las hojas presentan estigmasterol y glicósidos flavonoides (FAO,
2008a).

La composición química de la variedad Jatropha se ha estudiado por separado. El
núcleo está compuesto principalmente de lípidos (57%) y proteínas (26%), con
muy poca humedad (<6%) y cenizas (3.4%); en cuanto a la cáscara, ésta se
compone principalmente de fibras (>83% fibra detergente neutra, FDN) y lignina
(>45% de lignina detergente ácida, ADL) y muy bajo contenido de proteína (<5%),
indicando su bajo valor nutritivo. Sin embargo, la cáscara puede ser una buena
fuente de combustible por tener una alta energía bruta (Makkar y Becker, 1998b).

Tabla 1. Composición de aminoácidos esenciales de la Jatropha curcas L. Comparación con harina
de ricino, harina de soya y la referencia de la FAO.
AMINOÁCIDOS
ESENCIALES
COMPOSICIÓN AMINOACIDOS (g/16gN)
Jatropha curcas L Ricino Soja Referencia FAO
Lisina 3.81 3.86 6.08 5.8
Leucina 7.16 4.48 7.72 6.6
Isoleucina 4.61 6.27 4.62 2.8
Metionina 1.74 1.65 1.22
Cisteína 1.86 1.42 1.7 2.5
Fenilamina 4.58 4.04 4.84
Tirosina 3.19 2.65 3.39 6.3
Valina 5.25 5.53 4.59 3.5
Histidina 3.19 2.19 2.5 1.9
Treonina 3.75 3.35 3.76 3.4
Triptofano 1.27 - 1.24 1.1
Fuente: Makkar y Becker, 1998b
La composición de aminoácidos esenciales en el alimento de Jatropha han sido
estudiados en la harina de esta variedad y comparado con los de harina de Ricina
y de Soja. Para el género Jatropha, los niveles de aminoácidos esenciales,
18

excepto lisina, fueron superiores a los sugeridos por la FAO para suplementos
alimenticios de alto contenido proteico (FAO, 1985); los niveles de aminoácidos
esenciales, excepto isoleucina, se reportan más altos o similares en comparación
con la harina de ricino, y revela un patrón similar a los de la harina de soja (Makkar
y Becker, 1998b). Los datos reportados se presentan en la tabla 1.

4.2 TOXICIDAD DE PLANTAS
Planta tóxica es aquella que ingerida por el animal, en períodos cortos o
prolongados, ejerce su efecto dañino enfermándolo y en algunos casos originando
su muerte. La evaluación de las propiedades tóxicas de las plantas presenta
lagunas si se les compara con la de otras categorías de compuestos que
intervienen en los productos alimentarios (Moll y Moll, 2006). Las plantas tóxicas
no presentan la misma peligrosidad en todo su ciclo vegetativo; su toxicidad puede
ser (Luciani, 2003):
• Permanente. Se manifiesta en cualquier momento de dicho ciclo aunque su
peligrosidad puede variar.
• Temporaria. La planta sólo es tóxica en un período de su crecimiento, es el
caso del sorgo de alepo, que sólo produce problemas cuando es pequeña o
está rebrotando.
• Circunstancia. Plantas con eventual toxicidad, es el caso pastos del
género Cynodon (gramilla común, pasto estrella) que pueden ser nocivas
cuando crecen en suelos con buen tenor de nitrógeno.
• Parasitación. Cuando pastos y granos forrajeros adquieren toxicidad al ser
parasitados por hongos de diversos géneros (claviceps, fusarium).
19

La toxicidad de una planta no depende solamente de la cantidad ingerida de una
sustancia tóxica o de su composición, depende en gran parte de las
características propias del animal que condicionan las reacciones de
biotransformación que ocurren en el organismo, tendientes a la eliminación de las
sustancias exógenas ingeridas (Roige y Tapia, 1996).

4.2.1 Toxicidad de la Jatropha curcas L
Los constituyentes del género Jatropha incluyen taninos, sapogeninas, alcaloides,
ésteres (aceites), toxalbúminas y compuestos cianogénicos. En los frutos y
semillas de la J. curcas se han reportado propiedades contraceptivas (Schultes y
Raffauf, 1990).

La toxicidad de la planta está asociada a diferentes compuestos del tipo
mencionado, los cuales están presentes tanto en hojas como en frutos. Luego de
la extracción del aceite, el cual lleva consigo varios de los compuestos tóxicos,
haciendo inadecuado su aprovechamiento alimenticio, la torta de la extracción aún
contiene muchos de los componentes tóxicos que se encuentran presentes en las
semillas de Jatropha curcas L.

La toxicidad de la torta puede ser causada por varios componentes, entre ellos los
ésteres de forbol, lectinas (curcina) y ácido curcalónico así como algunos
componentes antinutricionales que incluyen saponinas, fitatos e inhibidores de
proteasa (tripsina) (Trabi, et al, 1997; Makkar y Becker, 1998b).

Los antinutrientes pueden definirse como sustancias que por ellas mismas o a
través de sus productos metabólicos generados en el organismo, interfieren en la
utilización de los alimentos, pudiendo afectar a la salud de los consumidores. Las
20

sustancias antinutritivas suelen clasificarse de forma clásica como (Morales y
Troncoso, 2006):

• Sustancias que afectan o inhiben la utilización de las proteínas.
• Sustancias que impiden que algunas vitaminas sean utilizadas
correctamente por el cuerpo humano, llamadas también antivitaminas.
• Sustancias que interfieren en la absorción o asimilación de los minerales.
• Sustancias que pueden interferir sobre varios grupos de nutrientes,
presentando una actividad polivalente.

Si bien la mayoría de los tóxicos y otras sustancias antinutricionales puede ser
destruida por tratamiento térmico, los ésteres de forbol parecen resistir incluso la
ebullición del aceite según los reportes de Trabi y colaboradores (1997).

Ésteres de Forbol
El contenido de ésteres de forbol varía según la variedad y procedencia de la
semilla; por otro lado, mediciones en el contenido de este compuesto en el aceite
y la semilla antes de la extracción del aceite demuestran que la torta conserva
cantidades representativas de este compuesto, lo cual puede tener un efecto
significativo en la no aceptación de una dieta para animales que contenga harina
de Jatropha o causar toxicidad (Makkar y Becker, 1998a).

Éste es el componente más tóxico de la Jatropha y se encuentra presente en
elevadas concentraciones en los núcleos de las semillas según su grado de
desengrase (Gandini, et al, 2007). Las figuras 1, 2 y 3 muestran la estructura del
forbol y dos de sus derivados comúnmente aislados de las semillas de Jatropha
curcas L.

Figura 1. a) Numeración de la estructura básica del
forbol. b) Estructura del forbol (Goel, et al, 2007).
Figura 2. Estructura del 12-deoxyl-
16-hydroxyphorbol (Trabi, et al,1997).

Figura 3. Estructura del DHPB (the 4'-[12',14'-butadienyl]-6'-[16',18',20'-nonatrienyl]_bicyclo
[3.1.0]hexane-2' -[carboxylic acid]-3' -[8' -butenoic acid-IO']diester of 12-deoxy-16-hydroxyphorbol),
un éster de forbol aislado de las semillas de Jatropha curcas L (Trabi, et al,1997).
El forbol, mostrado en la figura 1 y sus diferentes derivados, según se informa, son
potentes promotores de tumores, además de este efecto, inducen a una notable
diversidad de otros efectos biológicos a concentraciones excepcionalmente bajas.
Son responsables de efectos irritantes de piel, purgante y promoción tumoral, ya
que estimulan la proteína quinasa C (PKC), que participa en la señal y la
transducción de los procesos de desarrollo de la mayoría de las células y los
tejidos, produciendo una variedad de efectos biológicos en una amplia gama de
organismos (Goel, et al, 2007). Las semillas de Jatropha contienen al menos
cuatro esteres diferentes, las estructura del compuesto principal se muetsra en la
figura 3, y otro forbol aislado e identificado se muestra en la figura 2, las
22

estructuras de los otros dos compuestos aun no son totalmente claras (Hass y
Mittelbach, 2000)
En los experimentos realizados con peces, ratones, ratas, ovejas ycabras, para
evaluar la toxicidad de plantas con contenido de Ésteres de Forbol han mostrado
efectos como la disminución en el nivel de glucosa, aumento en la concentración
de arginasa, glutamato y oxaloacetato, falta de apetito, disminución de la ingesta
de agua, diarrea, deshidratación y otros efectos hemorrágicos en diferentes
órganos (Adam y Magzoub, 1975).
Algunos estudios con las variedades tóxicas y no tóxicas (bajo o nulo contenido de
ésteres de forbol) han revelado que la aceptación de la harina de estas semillas
como alimento humano o animal se ve afectada por el contenido de este
compuesto; cuanto más alto sea la cantidad, menor será la aceptación de la
semilla de Jatropha (Makkar y Becker, 1998a).

Lectinas
Las lectinas son un grupo de productos naturales, proteínas o glucoproteínas con
la propiedad de estar ligadas a ciertos glúcidos y la capacidad para aglutinar los
eritrocitos (Moll y Moll, 2006). Estos productos presentan además otras
propiedades químicas y biológicas de interés como: capacidad para inducir
mitosis, para aglutinar células tumorales o para interactuar con grupos sanguíneos
específicos, así como su toxicidad en animales, todos estos efectos derivan de la
unión de las lectinas a ciertos tipos de azúcares presentes en la superficie celular
(López, et al, 2006). Afortunadamente la mayoría de las lectinas son termolábiles y
su actividad puede disminuirse por tratamiento térmico (Aregheore, et al, 1998),
sin embargo en algunas condiciones no se logra una detoxificación completa,
sobre todo si se utilizan semillas molidas o si se aplican procedimientos
industriales rápidos, dado que las lectinas no se inactivan por el tratamiento de
23

calor seco (Jaffe, 1980); y por su carácter proteico se desnaturalizan al aplicar
calor húmedo (Morales y Troncoso, 2006).
La curcasina o cursina, una lectina o albúmina tóxica parecida al ricino, y una
sustancia resinosa (resinolipoide), es considerado el principio activo tóxico de la
planta de Jatropha, se encuentra en las semillas y su aceite, frutos y savia,
altamente irritante y con características propias de un antígeno (Gil, et al, 2006;
FAO, 1983)
La toxicidad de las semillas se atribuyó generalmente a la presencia de lectina, sin
embargo, estudios en especies tóxicas y no tóxicas muestran que éste no es el
único compuesto tóxico de la planta, por la ausencia de este compuesto en las
variedades no tóxicas de Jatropha. La lectina no parece ser responsable de la
toxicidad de corto plazo, pero puede aumentar los efectos tóxicos en combinación
con otras toxinas como los ésteres de forbol (Makkar y Becker, 1998b).

Inhibidores de proteasa - Inhibidores de Tripsina.
Los inhibidores de proteasas pueden producir ciertos efectos fisiológicos en
animales; se especula aún sobre los efectos nutricionales y significancia fisiológica
en humanos. La amplia distribución de los inhibidores de proteasa entre aquellas
plantas que son una fuente importante de proteínas, ha estimulado la investigación
sobre su posible implicación nutricional. Los inhibidores más estudiados han sido
los de tripsina, ya que es una enzima digestiva de gran importancia en la digestión
de los monogástricos como el ser humano (Morales y Troncoso, 2006).
En muchos casos, en el material vegetal no existe solo un inhibidor, sino una serie
de ellos que se diferencian en su especificidad, actividad y estabilidad térmica. En
relación a su efecto antinutriente, parecen causar retraso en el crecimiento y un
bajo índice de la eficacia protéica. Estos inhibidores enzimáticos, debido a su
24

naturaleza protéica, se desnaturalizan térmicamente en la mayoría de los casos,
perdiendo su efecto antinutriente (Morales y Troncoso, 2006).
Algunos estudios destinados a evaluar la actividad del inhibidor de tripsina (AIT)
de la harina de Jatropha, mostraron ser del mismo orden que en la harina de soja
en bruto (sin tratamiento térmico), lo cual podría causar efectos fisiológicos
negativos en monogástricos (Makkar y Becker, 1998a).

Fitatos
Compuestos cíclicos, sal de ácido fítico ( hexafosfato de inositol) que es un agente
de quelación cargado negativamente que puede combinarse con cationes di y
trivalentes para formar complejos insolubles. Estos compuestos reducen la
biodisponibilidad de los minerales esenciales y pueden aumentar la absorción de
otros minerales tóxicos (Moll y Moll, 2006).
El acido fítico es la forma de reserva del fósforo en ciertos organismos vegetales, y
se acumula en las semillas de algunas especies vegetales durante su maduración;
su efecto antinutricional está asociado a la susceptibilidad de quelación con el
calcio, magnesio, zinc, hierro y cobre. Los fitatos además de acomplejar iones,
interactúan de forma inespecífica con proteínas e hidratos de carbono como el
almidón. Esta unión altera la solubilidad, funcionalidad, digestión y absorción de
estos componentes de los alimentos; por otro lado, el ácido fítico puede
interaccionar con las enzimas digestivas, inhibiendo su función.
Debido al efecto antinutriente del ácido fítico se ha estudiado la forma de
eliminación de los alimentos que lo componen, llegándose a la conclusión de que
la germinación o malteado y la fermentación son los procesos más eficientes a
causa de la actividad de la fitasa. (Morales y Troncoso, 2006).
25

Algunos estudios mostraron contenidos altos de fitatos en la harina de Jatropha
comparados con los de soya, indicando un constituyente antinutricional importante
que puede disminuir biodisponibilidad de minerales, especialmente Ca+2 y Zn+2, sin
embargo, los reportes de tratamientos térmicos muestran disminuciones
satisfactorias de este compuesto. A estos fitatos también se le dan implicaciones
en la disminución de la digestibilidad de la proteína al formar complejos e
interactuar con las enzimas como la tripsina y pepsina (Makkar y Becker, 1998a).

Saponinas
Son glicósidos muy difundidos en el reino vegetal. Son tóxicas para el hombre en
razón a su capacidad de hemolizar los glóbulos rojos; algunos tienen acciones
inhibidoras de enzimas (Moll y Moll, 2006).
Las Saponinas de algunas plantas producen efectos adversos y/o beneficiosos. La
saponina de la Soya es relativamente inocua, y en estudios comparativos el
contenido de saponina (como diosgenina equivalente) para la harina Jatropha fue
inferior a la de Soya. Este compuesto no parece desempeñar un papel importante
en la toxicidad de la semilla (Makkar y Becker, 1998b).

Taninos
Estos compuestos engloban un grupo heterogéneo de polifenoles con alto peso
molecular, que aparecen en las plantas y que contienen suficientes grupos
hidroxilo que permiten uniones estables con proteínas. El efecto antinutricional de
los taninos está relacionado con su capacidad de formar complejos con las
proteínas, disminuyendo la digestibilidad de las mismas y aumentando los niveles
de nitrógeno fecal, así como complejos con iones de calcio, hierro y cobre. Estos
compuestos también pueden inhibir las enzimas digestivas como amilasas y
26

proteasas, y actuar como antivitaminas. Sin embargo, estos compuestos también
ejercen efectos beneficiosos sobre la salud: tienen actividad antioxidante,
previenen y mejoran actividades cardiovasculares y ejercen actividad
anticancerígena (Morales y Troncoso, 2006).
Estudios para la Jatropha mostraron una cantidad insignificante de fenoles totales
en la harina y la cáscara. Sin embargo, no se observó presencia de Taninos y
taninos condensados en la harina. (Makkar y Becker, 1998b).

4.2.2 Efectos de la toxicidad de la Jatropha curcas L
La acción de la planta se describe como: Hemético, vermífugo, purgante drástico,
rubefaciente, antiinflamatorio y tóxico (FAO, 2008a). Estudios en animales han
mostrado mortalidad en peces y ratones (Gross, et al, 1997) y algunos efectosmenores como diarrea, espasmos musculares, dilatación de pupilas en bovinos,
caprinos y porcinos (Reyes y Flores, 1999); además, el contenido de los factores
tóxicos y antinutritivos en el alimento no afecta a la digestibilidad y fermentación
de productos rumiales (Gandini, et al, 2007); el rumen puede detoxificar ciertos
tóxicos naturales ingeridos y, además, transformarlos en sustancias inocuas. La
flora rumial se hace tolerable gradualmente a la ingestión de ciertos compuestos
cuando estos son ingeridos en forma continua (Polo, 1998).
Los efectos tóxicos en humanos se presentan con trastornos gastrointestinales,
trastornos hepáticos, parasitosis, lesiones dérmicas secundarias: erosiones,
úlceras, escoriaciones, etc. En dosis elevadas el aceite produce alteraciones en el
tracto gastrointestinal, que se manifiestan por malestar, vómitos y gran sudoración;
estas reacciones pueden llevar a la muerte. Las bebidas alcohólicas son el
contraveneno de los efectos tóxicos. (SIAMAZONIA, 2008)

4.3 DETOXIFICACIÓN DE ALIMENTOS
La prevención y eliminación de la toxicidad producida por toxinas de origen
químico o natural, implica el conocimiento de cuáles son las de mayor incidencia,
de su estructura y de la capacidad reactiva con otras moléculas que permitan su
transformación en otras estructuras no tóxicas o que puedan interferir con otros
procesos metabólicos.
La FAO estableció una serie de criterios para determinar si el proceso de
descontaminación es apropiado o no; dentro de estos se deben tener en cuenta
(Lopez, et al,1999):
• Destruir, inactivar o eliminar la toxina.
• No producir residuos tóxicos o carcinogénicos en productos finales o
alimentos obtenidos a partir de animales que se alimentaron de una dieta
detoxificada.
• Mantener el valor nutritivo y la aceptabilidad del producto.
• No alterar las propiedades tecnológicas importantes de forma significativa.

4.3.1 Métodos de descontaminación
Los métodos de descontaminación o detoxificación dependen no solo de las
características físicas del alimento, sino también de los componentes que tenga y
la aplicabilidad final que se le dará al producto. Sin embargo, ningún tratamiento
por sí mismo puede eliminar totalmente el agente contaminante, el control debe
realizarse desde un punto de vista integrado (Anton y Lizaso, 2001).

Métodos físicos
Los métodos físicos incluyen un adecuado manejo, a través de operaciones de
reducción de tamaño, tratamientos térmicos, adsorción, absorción, entre otros, los
cuales han presentado éxito para el control de algunos agentes tóxicos según la
especie y tipo de toxina (Anton y Lizaso, 2001)
Los métodos físicos y electrónicos de separación y control de especies
contaminantes a menudo han sido extremamente usados por industrias que
benefician productos alimenticios, sin embargo, requieren de procedimientos
adicionales de detoxificación (Mallmann, et al, 2006).

Métodos químicos
La detoxificación de productos contaminados por inactivación a través de
reacciones químicas, alta presión o extracción, usando un solvente orgánico o una
combinación de estos, ha sido utilizada para el control de toxinas desde 1960. La
degradación de esta toxina puede ocurrir durante el procesamiento de alimentos y
también por el uso de aditivos, los cuales son compuestos relativamente seguros
cuando se manejan ciertos niveles en su empleo (Mallmann, et al, 2006).
Es importante resaltar que las toxinas existen conjuntamente con otros
compuestos que pueden interactuar entre sí en alimentos y raciones, influyendo
en su toxicidad; el efecto negativo se ve favorecido por la combinación de
diferentes compuestos tóxicos (Mallmann, et al, 2006).

Métodos microbiológicos
Otra forma de descontaminación es el proceso fermentativo con diferentes
levaduras; este proceso de descontaminación ocurre debido a que la levadura
29

puede adsorber las toxinas presentes, reduciendo la contaminación (López, et al,
1999).
30

5 ANTECEDENTES
El carácter toxico de la semilla y el aceite de Jatropha curcas L, así como el
contenido nutricional de la semilla, han llevado a la investigación sobre métodos
para detoxificarlos y así emplearlos de diferente forma según los requerimientos
finales del material.
Se ha reportado que luego de la extracción del aceite, el contenido de ésteres de
forbol disminuye en un 45 % (Rakshit, et al, 2008), obteniendo un aceite
igualmente tóxico, sin embargo investigaciones han mostrado que luego de las
actividades de desacidficación y blanqueamiento en el refinado del aceite para
biodiesel, reducen el contenido de esteres de forbol en un 55 % (Hass y
Mittelbach, 2000).

Los estudios por métodos térmicos, se han enfocado principalmente en la
eliminación e inactivación de antinutrientes termolábiles considerados nocivos en
la semilla. Autores como Aregheore y colaboradores (1997) y Trabi y
colaboradores (1997), han reportado disminuciones enactividad de antinutrientes
por tratamientos secos y disminución en la atividad de lectina por tratamiento
húmedo a partir de los 30 minutos de cocción.
La resistencias de los ésteres de forbol a las condiciones térmicas e incluso a la
ebullición del aceite, han llevado a investigaciones para la detoxificación de estas
semillas mediante la extracción con solventes orgánicos y tratamientos químicos
combinados. Autores como: Trabi y colaboradores (1997), Aregheore y
colaboradores (2003), Martinez y colaboradores (2005) y Rakshit y colaboradores
(2008) han empleado etanol, metanol, álcalis (NaOH y Ca(OH)2 , combinaciones
31

alcohol- álcalis, alcohol-NAHCO3 y NaOH-NaOCl, reportando disminusciones por
encima del 40 en el contenido de estrés de forbol.
Ninguno de los experimentos ha evaluado perdida de contenido nutricional en el
producto tratado, sin embargo muchos de ellos han hecho pruebas in vivo de la
toxicidad del producto final.

Los efectos de los componentes tóxicos de la Jatropha han sido estudiados en
ratas, peces, ovejas, cabras y terneros (Adam y Magzoub, 1975; Trabi, et al, 1997;
ADERIBIGBE, et al, 1997; Aregheore, et al, 2003 y Rakshit, et al, 2008)
Los efectos a la salud de cada animal dependen de las características de los
mismos, grado de detoxificación de la harina y formulación de la misma en las
dietas.

En Colombia no se conocen estudios sobre la toxicidad o detoxificación de las
semillas de Jatropha curcas L o su aceite para alimentación animal.

6 METODOLOGÍA

La metodología para esta investigación se basa en trabajos publicados por:
(Makkar, et al, 1997; Trabi, et al, 1997; Wink, et al,1997; Gross, et al, 1997;
Aregheore, et al, 1998; Aregheore, et al, 2003 y Martínez, et al, 2006). Los
métodos de análisis empleados se adaptaron de los propuestos por Makkar, et al,
1997 para la determinación de estrés de forbol por HPLC y Aregheore, et al,1998

Con base en la revisión bibliográfica, se ha reportado la presencia de lectinas,
pero especialmente de ésteres de forbol como responsables de la toxicidad de la
semilla de las especies tóxicas de Jatropha curcas L.

6.1 MATERIALES Y EQUIPO
En la tabla 2 se listan los principales reactivos, materiales y equipos con sus
características, empleados para el desarrollo del proyecto. Los materiales
requeridos por los métodos de análisis, se mencionan en procedimiento de los
mismos.
Se hizo un barrido por HPLC para determinar la presencia de compuestos de
Forbol en la muestra de harina de Jatropha curcas L, así como una prueba de
actividad de lectina por hemoaglutinación. Para evaluar el contenido nutricional de
la harina no tratada, se hizo una prueba de contenido de proteína cruda por
método Kjeldahl, este valor está directamente relacionado con el grado de
extracción del aceite logrado por el grupo anterior de investigadores (Alzate, et al,
2008),por lo que se hizo una extracción Soxlet del aceite retenido en la semilla y
la evaluación proteica del material extraído. Estas pruebas se realizaron a la
33

harina bajo las mismas condiciones de preparación de la muestra para
tratamiento.
Tabla 2. Reactivos, materiales y equipos empleados para el desarrollo del proyecto.

REACTIVOS
Agua destilada Hipoclorito de sodio (NaOCl)
Etanol comercial 96% Hidróxido de sodio (NaOH)
Metanol comercial Cloruro de sodio (NaCl)

MATERIALES Y EQUIPOS

CARACTERÍSTICAS
Vidriería e instrumentos
básicos

Semillas de Jatropha
desengrasadas
Origen brasilero.
Cultivadas en Sopetrán – Antioquia. Suministradas
por Colombiana de Biocombustibles
Molino Oster , base cromada.
Modelo 450-21. 3 velocidades
Serie de tamices y tamizador STANDARD ASTM E-11
Estufa MEMMERT.
Modelo TU 250
Autoclave TRIDENT MEDICAL CORPORATION.
Modelo EA 620
Plancha de calentamiento CORNING.
Modelo PC 4200
Analizador de humedad SARTORIUS.
Modelo MA45V1
Mufla INDUSTRIAS TERRIGENO.
Modelo 8. Serie 1482
Mezclador con motor
Rotaevaporador BUCHI.
Modelo R 114

6.2 MÉTODOS DE ANÁLISIS
Los métodos de análisis empleados en el desarrollo del proyecto son:
determinación de contenido de proteína por digestión Kjeldhal de contenido de
esteres de forbol por HPLC y actividad de lectina por Hemoaglutinación de
eritrocitos bovinos. Los métodos se describen a continuación.

6.2.1 Determinación cuantitativa de proteínas por método Kjeldhal. REF
AOAC 945.18-18.
El método de Kjeldhal se emplea para la determinación cuantitativa de proteínas,
basado en la mineralización del nitrógeno orgánico para transformarlo en sulfato
ácido de amonio y su posterior descomposición para dar amoniaco (Gaviria y
Bernal, 1995). Las diferentes etapas del método se llevaron a cabo en los
laboratorios de análisis de alimentos de la Corporación universitaria Lasallista y se
empleo el equipo acoplado de digestión Kjeldhal y destilación marca VELP
Scientifica con extractor de gases integrado. En la tabla 3 se listan los reactivos y
cantidades empleadas para estas pruebas y la figura 4 muestra las unidades del
equipo empleado.
Tabla 3. Reactivos para prueba de Kjeldhal
REACTIVO CONCENTRACIÓN CANTIDAD
Muestras harina Tamaño < 2 micras 0.5 gr
Sulfato de sodio (Na2SO4) Anhidro 7 gr
Acido Sulfúrico (H2SO4) 96% 12 ml
Peróxido de hidrógeno (H2O2) 35% 5 ml
Agua 100 ml
Hidróxido de sodio (NaOH) 35% 50 ml
Acido bórico (H3BO3) 2% 100 ml
Acido clorhídrico (HCl) 0.2 N Titulación

Digestión. La muestra con sulfato de sodio, se trata con ácido sulfúrico en
presencia de un catalizador. En esta operación la materia orgánica se destruye y
el nitrógeno se transforma en sulfato ácido de amonio de acuerdo con la reacción:
4422
42 HSONHOHCON SOH
ORGÁNICO
++ →

Figura 4. Equipo de digestión, descarga de gases y destilación Kjeldhal

a. Unidades de digestión, lavado de gases y destilación acopladas.

b. Proceso de digestión Kjeldhal c. Destilación

Destilación. El sulfato ácido de amonio se descompone por medio de un exceso
de álcali fuerte (NaOH) para liberar amoniaco, el cual se recoge por destilación en
ácido bórico:
OHBOHNHBOHOHNH
OHNHOHNH
OHSONaNHNaOHHSONH
2324334
423
242344 22
+→+
→+
++→+

Titulación. El borato de amonio formado se titula con una solución valorada de
ácido clorhídrico 0.1953 N empleando un indicador mixto con cambio de color de
verde (básico) a rosado (ácido). La reacción de titulación es:
334324
BOHClNHHClBOHNH +→+
Figura 5. Indicador mixto de color para destilación con HCl

a. Solución básica– Producto destilación b. Solución ácida - Producto titulación.
Para calcular la cantidad de proteína bruta, primero se determinan los datos
analíticos obtenidos durante la titulación y se determina el porcentaje de nitrógeno
mediante la fórmula:
muestradePeso
meqNHClcm
N
100
%
3
×××
=
1000/14:
:
=Nitrógenodellentemiliequivameq
NormalidadN

Para obtener el porcentaje de proteína bruta se emplea la expresión:
FactorNBrutaoteina ×=%Pr%
37

6.2.2 Determinación de ésteres de forbol por HPLC
El método se montó con base en la metodología propuesta por Makkar, et al,
1997, la extracción de las muestras y pruebas se hicieron en los laboratorios de
investigación y química instrumental de la Universidad Eafit. Las condiciones del
equipo HPLC y los reactivos empleados se muestran a continuación:
Tabla 4. Condiciones equipo HPLC
CARACTERÍSTICAS DEL EQUIPO
Equipo HPLC y automuestreador Agilent Tchnologies
Serie 1200
Detector Arreglo de diodos
Columna analítica Fase reversa
Dimensiones 250 x 4 mm x 5 µm

Tabla 5. Reactivos para método HPLC aplicado a J curcas.
REACTIVO CONCENTRACIÓN CANTIDAD
Muestras harina
(NT, TQM, TQE, TQNa)
Tamaño < 2 micras 3 gr
Diclorometano (Cl2CH2) 96% 600 ml
Tetrahidrofurano THF Grado HPLC 250 ml
Acido Fosfórico 85% 2 ml
Agua Grado HPLC 1000 ml
Acetonitrilo Grado HPLC 250 ml

Preparación de la muestra
3 gr de cada muestra de harina se mezclan con 20 ml de Diclorometano y se
procesan en un mortero por 5 minutos, el producto se filtra y el material es
nuevamente procesado con 20 ml de Diclorometano y se filtra nuevamente, el
proceso se repite 3 veces más y los líquidos filtrados se unen; el material sólido se
somete a ondas de ultrasonido por 3 minutos en presencia de 50 ml de
Diclorometano, se filtra y el líquido se une con el anterior. El líquido extraído se
38

rotaevapora a 40 ºC. El residuo se diluyó en 5 ml de Tetarhidrofurano (THF), se
pasó por un filtro de 0.2 µm y finalmente se inyectaron 20 µl en el equipo HPLC.

Marcha del método
Se puso en marcha el equipo a un flujo de 1.3 ml/min, con el previo ajuste de la
fase móvil adicionando los solventes: Ácido Fosfórico, Acetonitrilo y
Tetrahidrofurano, empleando rampas con gradientes de concentración de la
siguiente forma:

Tabla 6. Rampas de composición en el tiempo para solventes de fase móvil para HPLC
Tiempo (min) 0 10 40 55 70 75
Acido Fosfórico 60 50 25 60
Acetonitrilo 40 50 75 100 40
Tetrahidrofurano 100

Para el cálculo del contenido de ésteres de forbol, se tomó como referencia el
porcentaje de compuesto con base en las áreas reportadas para la muestra no
tratada (NT), y el contenido de ésteres de forbol de las muestras producto de
tratamientos químicos se calcularon de forma similar, la disminución en el
contenido se hizo con base en el valor para la muestra NT.

6.2.3 Prueba de hemaglutinación
El método se montó con base en la metodología propuesta por Aregheore, et al,
1998. La preparación de las soluciones y pruebas se hicieron en los laboratorios
de bromatología y biología de la Universidad de Antioquia. Para las pruebas de
39

hemaglutinación, deben prepararse por separado las muestras de sangre y las de
harina. Los reactivos y equipos empleados se muestran a continuación:

Tabla 7. Reactivos y equipos para prueba de hemaaglutinación.
REACTIVOS MATERIALES Y EQUIPOS CARACTERÍSTICAS
NaCl (0.9%) Centrifuga HETTICH
Modelos UNIVERSAL 16
PBS (pH 7.4) Microscopio McAfee.
Modelo 400
Sangre bovina Porta y cubre objetos
Harinas NT y TT Balones volumétricos
Agua desionizada Pipetas volumétricas

Muestra de sangre
Se mezclan la sangre bovina y la solución de Buffer Fosfato salino (PBS)
guardando una relación 1:2 v, la mezcla se agita constantemente por 1 hora, se
refrigera y se reserva para la prueba de hemoaglutinación. La muestra preparada
no debe durar más de 8 horas refrigerada. El PBS fue preparado previamente, la
secuencia de preparación se muestra en la figura 6.

Figura 6. Diagrama de flujo de preparación de PBS

Fuente: Elaboración propia, adaptación ONCOINMUN, 2008.

Muestra de harina
Se prepara una solución empleando0.5gr de harina (NT y TT) de tamaño fino en
10 ml de solución de NaCl 0.9%, la mezcla se agita constantemente por 5 minutos,
luego se centrifuga a 3200 rpm por 10 minutos, el sobrenadante resultante se
centrifuga nuevamente a 3500 por 5 minutos. El sobrenadante obtenido es
rotulado como solución madre, la cual debe contener una cantidad de lectina
representativa de la muestra de harina,; la solución se refrigera y reserva para la
prueba de hemoaglutinación. La concentración de la solución madre se calcula
teniendo en cuenta el volumen final obtenido y la harina del fondo de los tubos
que es secado en horno para la realización del balance.

Procedimiento
En un portaobjeto se coloca 1 gota de muestra de sangre y colorante de Wright,
encima de esta se agrega 1 gota de la solución de NaCl 0.9%, se deja reposar
por 1 hora, se le coloca el cubreobjeto y se lleva a un microscopio para ser
observado con el objetivo de 100X (Rodriguez, et al, 2004); esta muestra es
tomada como blanco para la prueba dado que no se evidencia hemoaglutinación
por la ausencia de lectina en la muestra.

De la misma forma de hace la prueba para la solución madre de harina no tratada
(MNT), si se evidencia aglutinación, la cual se manifiesta como un anillo de
eritrocitos, se procede a repetir el procedimiento para la dilución 1 (DNT1) y se
observa la imagen, si se presenta aglutinación se repite con la siguiente dilución
(DNT2) y así sucesivamente hasta que no se observe aglutinación (imagen similar
a la del blanco), luego se registra el valor de la concentración de harina en mg/ ml
y la actividad de Lectina para esa muestra se expresa como el inverso de este
valor.
El procedimiento se realiza de igual forma para la solución madre de harina de
tratamiento térmico (MTT), sin embargo para este caso no se presentó
41

aglutinación y fue necesario preparar soluciones madres de mayor concentración
de 0.5gr con incrementos de 1 gr para diluirlos en 10 ml, hasta llegar a la muestra
que no evidencia aglutinación y el valor de actividad de lectina se calcula de igual
forma.

Las diluciones se hacen de 1ml de la solución madre en 5 ml de solución de NaCl
0.9% y posteriormente de 1 ml de solución producto en 5 ml de la solución de
NaCl, para los casos que no presentan hemoaglutinación se hicieron diluciones
intermedias de 2 ml y 4 ml de solución en 5 ml de NaCl, hasta llegar a un valor
más acertado de la actividad.

La cuantificación de la actividad de lectina, se hizo por el inverso de la mínima
cantidad de material del núcleo en mg/ ml que produce aglutinación.

6.3 PREPARACIÓN DE LA MUESTRA
El material trabajado requiere de un acondicionamiento inicial para aislar las
partes de interés de la torta recibida y llevar el producto a condiciones de fácil
manejo.

6.3.1 Recibo y reconocimiento de la torta.
El material trabajado proviene de un proceso previo de extracción del aceite, el
cual se realizó de forma mecánica, empleando una prensa hidráulica marca ELE,
modelo 9934.1055, con adaptación de un sistema de vacío. La variedad de
Jatropha curcas L es de procedencia brasilera (ver tabla 2). El porcentaje de
aceite extraído determina el contenido de proteína cruda del producto final.

6.3.2 Separación de núcleo y semilla.
El bajo contenido proteínico de la cáscara, inferior al 5% (Gandini, et al, 2007)
respecto al del núcleo que puede alcanzar el 55% de proteína cruda dependiendo
del aceite residual presente en la torta luego de la extracción del mismo (Wink, et
al, 2007), hace necesaria la separación del núcleo y la cáscara de la semilla.

Se separaron manualmente las semillas completas y fragmentos más pesados, de
las semillas livianas y/o partidas y las cáscaras desprendidas de la masa de torta
manejada, luego se aislaron las semillas enteras y se hizo la separación manual
de núcleo y cáscara.

6.3.3 Secado de los núcleos de la semilla.
Este secado se hizo para fragilizar el material, facilitando la molienda del mismo.
El calentamiento se hizo en un horno a 121 ºC por 40 minutos. Las condiciones de
este secado se hicieron acorde a los requerimientos del tratamiento térmico seco
que requiere el material para la inactivación de algunos antinutrientes termolábiles
(Morales y Troncoso, 2006), eliminando así esta etapa en el tratamiento térmico
de la harina. El producto caliente se dejó reposar a temperatura ambiente y se
pasó a molienda. En el caso de no llevarse inmediatamente a molienda, el
producto debe almacenarse herméticamente.

6.3.4 Obtención de la harina.
La reducción de tamaño se hizo en seco, para esto se empleó un procesador de
cuchillas a 4000 rpm, cargando el material hasta el 40% de la capacidad de la
máquina para facilitar el procesamiento del producto granular y en polvo.

6.3.5 Homogenización de la harina.
Fue necesario tamizar el material para asegurar la homogeneidad del mismo y
facilitar su manejo en los tratamientos húmedos siguientes. El tamizado se hizo en
una sola etapa empleando un tamiz de diámetro de malla de 2 µ. El material se
clasificó luego en una serie de tamices y se construyó la curva granulométrica
correspondiente.

6.3.6 Caracterización tóxica y nutricional de la harina sin tratar.
Una vez acondicionada la harina, hasta las condiciones de tratamiento, se le hizo
medición de contenido de proteína cruda por método Kjeldahl, presencia de
ésteres de forbol por HPLC y actividad de lectina por hemoaglutinacion.

6.4 TRATAMIENTO DE LA MUESTRA
Los tratamientos a realizar buscan reducir especialmente las concentraciones de
compuestos tóxicos, así como desnaturalizar o desactivar algunos compuestos
antinutritivos. Los tratamientos aplicados fueron adaptados de los propuestos por
Makkar, et al, 1997; Trabi, et al, 1997; Gross, et al, 1997; Aregheore, et al, 1998;
Aregheore, et al, 2003 y Martínez, et al, 2006.

6.4.1 Tratamiento Térmico (TT)
Todos los tratamientos químicos tienen dos etapas previas de tratamiento térmico
para la eliminación de toxinas termolábiles: primero en seco en un horno a 121ºC
por 20 minutos para eliminar la humedad y posibles micotoxinas presentes; este
tratamiento se aplicó a los núcleos de las semillas antes de molerse, en la etapa
6.3.3.
44

El tratamiento térmico en húmedo se realizó con una relación harina-agua de 1:2
para la humidificación del material, realizando 3 lavados previos con agua a 40ºC
(Trabi, et al, 1997), para la eliminación de compuestos tóxicos solubles, y
finalmente se llevó a cocción por 1.5 horas en un horno a 121ºC (Aregheore, et al,
1998). El tratamiento en húmedo busca reducir los niveles de actividad de lectina,
hasta una actividad que no afecte la ingesta. Luego la harina se dejó reposar al
ambiente, se eliminó el agua sobrenadante y se secó en bandeja en un horno a
100ºC.

6.4.2 Tratamiento Químico (TQ)
Estos tratamientos buscan reducir el contenido de ésteres de forbol,
específicamente de 12-deoxyl-16-hydroxyphorbol que es la especie que ha sido
aislada de la semilla (Trabi, et al,1997).

• Tratamiento con Metanol (TQM)
Empleando una relación 1:2 v/v de harina - Metanol al 92%, se lavó 3 veces la
harina mediante agitación y decantación, y finalmente con la última adición de
metanol se formó una pasta y se sometió a calentamiento en un horno a 121ºC
por 30 minutos (Aregheore, et al, 2003). El producto se lavó con agua para
disminuir la concentración de metanol en el producto, se decantó para reducir
la humedad y finalmente se secó en bandeja en un horno a 100ºC.

• Tratamiento con Etanol (TQE)
Empleando una relación 1:10 v/v de harina-etanol 92 % (Gross, et al, 1997), se
lavó la harina mediante agitación y decantación, siendo necesarios como
45

mínimo 4 lavados y guardando la relación harina – alcohol. Luego se tapó y
dejó reposar, se retiróel etanol sobrenadante y se secó en un horno a 74°C y
dispuso para su análisis final.

• Tratamiento con NaOH y NaOCl (TQNa)
Se formó una pasta con la harina y una cantidad de NaOH al 4% guardando
una relación 1:3 harina-solución, luego se agrega el 10% (en peso de harina)
de una solución de NaOCl al 15% de forma intermitente. La mezcla se sometió
a calentamiento en una autoclave a 121ºC por 30 minutos (Martínez, et al,
2006).La pasta se dejó enfriar, se decantó y se filtró, luego se lavó con agua
hasta eliminar coloración amarilla producto del tratamiento térmico y el exceso
de NaOH hasta ajustar el pH a 7, finalmente se secó en un horno a 100ºC para
su evaluación final.

6.5 ACONDICIONAMIENTO FINAL DE LA HARINA
Luego de dejar reposar a temperatura ambiente los productos de los diferentes
tratamientos químicos, estos se homogenizaron nuevamente por tamizado y el
material de mayor tamaño, producto de la aglomeración después de la
humectación y secado, se llevó al procesador y posteriormente se tamizó acorde a
la norma AOAC 965.22.

6.5.1 Balance de masa del material trabajado.
El balance de masa para el material en el proceso de detoxificación se hizo por
seguimiento gravimétrico y volumétrico del material, los solventes y reactivos
empleados y desechados en sus diferentes etapas.
46

6.6 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DEL MATERIAL PROCESADO
A las harinas procesadas se les hizo análisis fisicoquímico para evaluar la
toxicidad del alimento determinando concentración de ésteres de forbol por HPLC
según método descrito por Makkar, et al, 1997 y medición de la actividad de
lectina por hemoaglutinación de eritrocitos, según método descrito por Aregheore,
y colaboradores (1998) y medición por el Método Kjeldahl del contenido de
proteína cruda para la valoración nutricional. Las pruebas de proteína, humedad y
cenizas se hicieron acorde a las normas establecidas en la NORMA CODEX
PARA METODOS DE ANÁLISIS Y DE MUESTREO RECOMENDADOS - CODEX
STAN 234-199 (FAO y OMS, 2007) y se listan en la tabla 10, la humedad se
determinó por medio de un analizador de humedad SARTORIUS y las cenizas se
determinaron por carbonización en mufla, ambos equipos disponibles en los
laboratorios de análisis de alimentos de la Corporación universitaria Lasallista.

Las condiciones y equipos empleados para estas pruebas se muestran en la figura
7.

Figura 7. Equipos y condiciones para medición de humedad y cenizas

Determinación % Humedad Determinación % Cenizas
T= 105ºC
M= 0.096 g – 0.150 g
Tiempo: Según la muestra
T= 500ºC – 550ºC
M= 3gr
Tiempo: 2 hrs

Dado que no se cuenta con el estándar para HPLC de un éster de forbol puro, se
tomó como referencia el contenido de la muestra sin tratar; el espectro resultante
se comparó con el reportado por Wink, et al, 1997: forbol – miristato 13 – acetato
(TPA) (ver espectro de referencia en el anexo 2); por lo anterior los resultados de
HPLC se dieron en % de disminución en lugar de concentración de la especie en
la muestra.

La valoración de la actividad de lectina se hizo de forma cualitativa por la
observación de grupos o anillos de eritrocitos en lugar de cadenas, en las
muestras trabajadas, sin embargo, la cuantificación de la actividad se hizo por el
inverso de la mínima cantidad de material del núcleo en mg/ ml que produce
aglutinación.
48

7 RESULTADOS Y ANÁLISIS

7.1 PREPARACION DE LA MUESTRA
La valoración tóxica y nutricional del material sin tratamiento se muestra en las
tablas 6 y 7.

El rendimiento de aceite obtenido previamente por los investigadores, se reportó
en un 24.6% (Alzate, et al, 2008), en este caso a la torta obtenida no le fue
retirado el aceite superficial y se dejó secar a temperatura ambiente.
Después de la separación de núcleos y cáscaras, los porcentajes de núcleo
respecto a la masa de torta manejada fue del 42.4% en promedio, y un 10%
correspondió al material fragmentado y prensado de difícil separación.

Luego del secado se evidenció una pérdida de peso por humedad del 7% en
promedio, obteniendo un material más quebradizo, que facilita la reducción de
tamaño de los núcleos. De los valores de humedad determinados, se obtuvo un
15.4% restante en el material a trabajar, estos datos se muestran en la tabla 6.

El material obtenido luego de la molienda y el tamizado tiene un tamaño
homogéneo inferior a 2 µm. Se pudo verificar visualmente y por muestreo, que la
harina final contiene menos del 0.001% de restos de cáscara. La curva
granulométrica para el material a tratar se muestra en la figura 7 junto con los
productos de los diferentes tratamientos.

Adicionalmente se le realizó una prueba de contenido de proteína a las cáscaras
de la semilla que arrojó un valor del 4.1%, que resultó ser consistente con el valor
49

promedio de 4.4% de la literatura (Gandini, et al, 2007), y que justificó la actividad
de separación de núcleo y semilla previo a los tratamientos.

7.2 TRATAMIENTO DE LA MUESTRA
7.2.1 Tratamiento térmico
La harina mostró un alto grado de humectación (turgencia), hasta casi duplicar su
volumen por la adición de agua y formando una pasta suave y poco compacta, la
cantidad de agua agregada antes de ver sobrenadante fue de 3L/kg HARINA. Los
valores de pH en las soluciones de lavado para el tratamiento térmico húmedo
reportados en la tabla 8 muestran bajos niveles de acidez, que disminuye
conforme se realizan más lavados. Estos lavados llevan a un consumo final de
agua de 6 L/kg HARINA, sin embargo, los volúmenes retirados por decantación
pueden reutilizarse por su baja acidez, reduciendo el consumo de agua en un
32%, llevándolo a 4.08 L/kg HARINA.

Tabla 8. pH y porcentaje de sólidos de los sobrenadantes de lavado en los tratamientos térmicos
con agua y tratamientos químicos con metanol y etanol para harina de J. curcas.
PARAMETROS MEDIDOS A LOS SOBRENADANTES DE LAVADO
TRATAMIENTO pH
Solvente
pH 1 pH 2 pH 3 % Sol 1 % Sol 2 % Sol3
TT 6.98 6.22 6.32 6.39 4.98 2.96 1.50
TQM 10.52 7.29 7.17 7.6 0.75 0.80 0.02
TQE 6.37 6.8 6.78 6.97 0.84 1.00 0.01
La numeración equivale a la secuencia de lavado con agua y solventes.

A las diferentes muestras de lavado con agua para el tratamiento térmico y con
metanol y etanol para tratamiento químico, se le midió: pH y % de sólidos. Los
resultados para los 3 lavados se muestran en la tabla 8.

De la tabla puede verse que los valores de pH para las aguas de lavado no se
desvían mucho del valor del solvente original, sin embargo, los porcentajes altos
de sólidos sugieren un proceso de decantación prolongado o centrifugación para
que el solvente pueda reutilizarse en el proceso.

El volumen de agua recuperada puede aumentarse si se diera más tiempo para la
decantación, si la muestra se centrifugara o filtrara, manteniendo niveles
aceptables para la cocción. En este sentido se debe considerar el costo y tiempo
aceptables en las actividades adicionales a las propuestas.

7.2.2 Tratamiento químico
A diferencia de la muestra sin tratar, la harina tratada térmicamente no mostró una
absorción alta de solvente ni incremento considerable en el volumen; las partículas
son más granulares, manejables y generaron un producto menos pastoso al
mezclarse con el solvente. Los valores de % sólidos en las muestras de lavado del
tratamiento químico fueron significativamente menores (cerca del 98%) respecto a
los de la muestra de tratamiento térmico, esto se debe a que después del secado
del tratamiento térmico, el material se compacta, presentando mayor tamaño de
partícula, pierde la apariencia de talco y al humectarse absorbe menos humedad.

Los valores de pH de las muestras de lavado con metanol reportados en la tabla 8,
muestran valores de baja alcalinidad significativos (cercanos a 7), que se desvían
considerablementedel valor de pH del solvente original (pH=12.21). El consumo
de metanol 92% para este tratamiento fue de 2.5 L/kgHARINA, y el consumo de
51

metanol comercial fué de 2.4 L/kgHARINA La baja alcalinidad de las soluciones
retiradas en los lavados hace inconveniente su reutilización inmediata, esta
cantidad corresponde a 0.5 L/kgHARINA.

Los valores de pH de las muestras de lavado con etanol que se reportan en la
tabla 8, muestran valores bajos de acidez (pH cercanos a 7), que no se desvían
considerablemente del valor de pH del solvente original ligeramente más ácido
(pH=6.37). El consumo de etanol para este tratamiento fue de 8.7 L/kgHARINA, y el
consumo de etanol comercial es de 8.4 L/kgHARINA. Los valores de baja acidez y %
sólido son aceptables y sugieren la conveniencia de reutilización inmediata de los
volúmenes retirados sin requerir el destilado de las mismas, correspondiendo a 2.5
L/kgHARINA

En el tratamiento con NaOH y NaOCl se observó que la harina humectada con
hipoclorito reaccionaba (mostraba efervescencia) con la adición del NaOH y
desprendía a su vez gas con un fuerte olor clorado y trazas de amoniaco
(valoración subjetiva). Después de sacarlo de la autoclave, el material presentaba
un color amarillo fuerte. Se realizaron varios lavados para eliminar el color tostado
y el fuerte olor (el cual consumió grandes cantidades de agua), se obtuvo una
mezcla de harina color crema, bastante dispersa en la solución, de consistencia
muy blanda y de difícil sedimentación; la reutilización del agua de lavado se
considera inadecuada para estos fines debido a que esta conserva las
propiedades químicas y organolépticas que se buscaban eliminar de la masa. Al
someter esta masa a calentamiento, no se obtuvo una harina, sino películas de
masa muy compacta en forma de escamas algo flexibles pese al bajo contenido
de humedad.

De lo anterior y de los resultados de % proteína, se tiene que la reacción NaOH y
NaOCl con la harina, a temperatura ambiente e intensificado por la acción de la
temperatura en la autoclave, da lugar a la degradación de las proteínas u otros
52

compuestos presentes en la harina seguido por el desprendimiento de un olor
fuerte, esta afirmación se retomará más adelante en la valoración nutricional.

7.2.3 ACONDICIONAMIENTO FINAL DE LA HARINA
La granulometría de las muestras de harina producto de los tratamientos se
realizaron acorde a la norma AOAC 965.22 y los resultados se presentan en la
tabla 9:

Tabla 9. Granulometría de muestra no tratada y producto de los tratamientos químicos para harina
de J curcas.
TAMIZ PORCENTAJE DE MATERIAL RETENIDO
ABERTURA
MICRAS
NT TQM TQE TQNa
2 100 100 100 100
1.18 99.80 100 100 99.57
0.6 87.06 98.01 82.50 82.25
0.3 39.27 33.36 33.91 47.62
0.15 16.09 10.41 8.75 25.97
0.075 5.26 3.14 1.74 10.82
NT: No tratado, TQM: Tratamiento químico Metanol 92%, TQE: Tratamiento químico
Etanol 92%, TQNa: Tratamiento químico NaOH – NaOCl

Del análisis granulométrico se puede observar que el tamaño de las harinas
producto de los diferentes tratamientos es uniforme y mayoritariamente inferior a
1.18 micras, valor que satisface los tamaños de partículas de otro tipo de harinas
vegetales de acuerdo a la NORMA DEL CODEX PARA PRODUCTOS
PROTEÍNICOS DE SOJA (PPS) - CODEX STAN 175-1989 (FAO y OMS, 2007).

Figura 8. Análisis granulométrico de la muestra original y los productos de tratamiento químico de
harina de Jatropha curcas L.

El comportamiento de la curva granulométrica para las harinas procesadas se
presentan en la figura 8 y muestran que pese a la aglomeración exhibida después
de los diferentes tratamientos, la reducción de tamaño aplicado en el
acondicionamiento final de la harina es adecuado para llevarlas a las condiciones
de tamaño que exige la norma. Del balance de masa, puede verse que la mayor
pérdida de material se da en la etapa de acondicionamiento, en la unidad de
separación por las proporciones de cáscara de la semilla y por la dificultar en el
manejo de las semillas prensadas, también en las etapas de tratamiento en las
actividades de lavado. En las demás unidades se presentan pérdidas menores y
normales por manipulación, por la transferencia de material entre equipos y
debidas al equipo y su geometría.

Finalmente, las pérdidas en masa del material de J curcas desde la torta prensada
hasta la harina detoxificada obtenida es aproximadamente 63%, de los cuales un
57% corresponde a las cáscaras descartadas por su bajo contenido proteínico y
que no fueron procesadas ni consumieron recursos o servicios industriales
adicionales; el porcentaje de pérdida restante se distribuye entre los lavados de
los diferentes tratamientos y los manejos específicos de cada actividad.

7.2.4 CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA DEL MATERIAL
PROCESADO
Las caracterizaciones realizadas a los diferentes productos de harina, así como
los métodos empleados para las mismas se muestran en la tabla 10.

Tabla 10. Información de caracterización y asignación de pruebas realizadas a las muestras de J
curcas trabajadas.
FACTOR/
DESCRIPCION
LIMITE MÉTODO DE
ANÁLISIS/PRINCIPIO
TRATAMIENTOS
N
T

T
T

T
A
T

T
Q
M

T
Q
E

T
Q
N
a
C
S

CONCENTRACIÓN
ÉSTERES DE
FORBOL

Comparativo

Makkar, et al, 1997 / HPLC
♦ ♦ ♦ ♦
ACTIVIDAD
RELATIVA
LECTINA

Comparativo

Aregheore, et al, 1998 /
Hemoaglutinación
♦
TAMAÑO
PARTICULAS
Harina fina -
Harina media

100% pasa por
tamiz de 0.5
mm

AOAC 965.22 / Tamizado
♦ ♦ ♦ ♦

CENIZAS

MAX 10%
ISO 2171-1980 / Gravimetría ♦ ♦ ♦ ♦

PROTEINAS

MIN 40%
AOAC 945.18-18 / Digestión
Kjeldahl. Titulometría,
♦ ♦ ♦ ♦ ♦ ♦ ♦

HUMEDAD

MAX 10%
ISO 712:1998 / Gravimetría ♦ ♦ ♦
NT: No tratado, TT: Tratamiento Térmico, TAT: Tratamiento alta temperatura, TQM: Tratamiento
químico Metanol 92%, TQE: Tratamiento químico Etanol 92%, TQNa: Tratamiento químico NaOH -
NaOCl, CS: Cáscara Semilla
55

• Valoración de calidad y nutricional
El contenido de proteína de la harina de núcleo de la especie de Jatropha
trabajada, presenta valores representativos del 57.7%, los cuales al ser mayores
del 40% cumplen con el estándar de la norma NORMA GENERAL DEL CODEX
PARA PRODUCTOS PROTEÍNICOS VEGETALES (PPV) - CODEX STAN 174-
1989 (FAO y OMS, 2007). La tabla 11, muestra los valores de % proteína para los
diferentes tratamientos. Sin embargo, este porcentaje presenta diferencias con el
reportado en la literatura, de hasta un 64% en semillas desengrasadas (Martínez,
et al, 2006), por la naturaleza de la especie y la presencia de aceite residual en el
núcleo de la semilla, el contenido de proteína de la muestra desengrasada por
método soxlet presentó un incremento del 2% en el contenido de proteína, la
diferencia despreciable lleva a pensar que la extracción del aceite residual que
puede extraerse de las tortas es injustificado.

Tabla 11. Valores de % proteína, % humedad y % cenizas de los materiales y productos de
tratamiento de J curcas
MUESTRA
HARINA
% PROTEINA
Factor 5.7
%
HUMEDAD
%
CENIZAS
%
DISMINUCIÓN
NT 57.74 19.64 8.22 -
TT 49.94 10.22 - 13
TAT 47.27 7.11 - 18
TQM 51.63 12.5 8.16 11
TQE 52.63 10.33 8.70 9
TQNa 4.99 12.57 9.69 91
CS 4.14 2.03 - 93
SOXLET 58.36 4.05 8.09 -1.08
NT: No tratado, TT: Tratamiento Térmico, TAT: Tratamiento alta temperatura, TQM:
Tratamiento químico Metanol 92%, TQE: Tratamiento químico Etanol 92%, TQNa: Tratamiento
químico NaOH - NaOCl, CS: Cascara Semilla, SOXLET: Extracción de aceite

Luego del tratamiento térmico de detoxificación, el contenido proteínico disminuyó
sólo un 13% para tiempos moderados de exposición