AMINOACIDOS Y PROTEINAS

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Contenido
• Las proteínas y las funciones celulares
• Proteínas: polímeros de origen genético con conformación espacial definida
• Proteínas: cadenas de L-aminoácidos
• Proteínas: cadenas de aminoácidos unidos mediante enlaces peptídicos
• Purificación de proteínas
• Conformación nativa de las proteínas
• Determinación de la estructura tridimensional de las proteínas
• Estructura de las proteínas en niveles
• Propiedades dinámicas y fluctuaciones temporales de las proteínas
• Evolución molecular y comparación de secuencias
 
 
Conceptos clave
1 Las interacciones no covalentes son determinantes de la estabilidad de la conformación nativa y de la afinidad de las proteínas
por sus ligandos.
2 El interior de las proteínas es muy compacto, los átomos están en contacto entre sí a una distancia similar al radio de van der
Waals.
3 Los aminoácidos con carga negativa (Glu y Asp) pueden formar puentes salinos con aquellos que tienen carga positiva (Lys y
Arg).
4 En las proteínas se forman muchos puentes de hidrógeno entre grupos polares, tanto en el esqueleto como en las cadenas
laterales.
5 Los aminoácidos hidrofóbicos suelen agruparse entre sí al interior de las proteínas.
6 La estructura primaria o covalente, está determinada por la secuencia de aminoácidos y la posición de los puentes disulfuro.
7 En los elementos de estructura secundaria, hélices α y hojas β, se forman puentes de hidrógeno entre las amidas y carbonilos del
esqueleto polipeptídico.
8 La estructura terciaria se da por la interacción entre elementos de estructura secundaria, formando dominios compactos.
9 La estructura cuaternaria se observa en aquellas proteínas cuyo estado nativo requiere la asociación de dos o más proteínas.
 
 
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Las proteínas y las funciones celulares
La diversidad de funciones que hacen posible la vida requiere la acción de las proteínas,
biomoléculas que intervienen en todas las propiedades que caracterizan a los seres vivos.
Son las macromoléculas intracelulares más abundantes y se encuentran en todos los
compartimientos de las células. Todas las reacciones que involucran transacciones de
energía requieren la acción de las proteínas; gracias a ellas, los seres vivos son capaces
de producir miles de moléculas diferentes a partir de fotones solares, elementos y
compuestos sencillos como O2, N2, H2O, NH3, CO2 y glucosa. Cada una de estas
moléculas se sintetiza en el momento preciso y en la cantidad adecuada para que las
células se adapten a las condiciones ambientales y se reproduzcan. En este capítulo se
revisan las características fisicoquímicas de las proteínas y se presentan ejemplos de la
manera en que las propiedades moleculares permiten que las proteínas lleven a cabo gran
número de funciones.
Las formas de vida en este planeta recurren a una gran variedad de reacciones
químicas para obtener y utilizar la energía contenida en los enlaces de las moléculas. En
ausencia de un catalizador, estas reacciones proceden a una velocidad inferior a la
necesaria para cumplir con los requerimientos celulares; sin embargo, dentro de las
células un tipo particular de proteínas, las enzimas, aceleran estas reacciones químicas
para que se lleven a cabo a una velocidad compatible con las necesidades celulares.
Además de acelerar las transformaciones químicas, las proteínas también transportan y
regulan el flujo de moléculas y electrones a través de las membranas; de esta manera
hacen posible la transmisión de información entre células y órganos. El cometido de otras
proteínas es estructural: determinan la estructura celular y la extracelular, y forman, por
ejemplo, cabellos y tendones. El sistema inmunitario produce otro tipo particular de
proteínas, los anticuerpos, capaces de distinguir las moléculas propias de las ajenas.
Además, las proteínas controlan la expresión de las actividades celulares mediante su
unión a secuencias específicas del DNA. Son también los componentes principales de los
músculos y de otros sistemas capaces de transformar la energía química de los alimentos
en trabajo mecánico. Por último, las proteínas forman parte de los sensores que nos
permiten ver, oír y degustar. A continuación se analizan las características moleculares
que permiten a las proteínas llevar a cabo infinidad de funciones.
 
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Proteínas: polímeros de origen genético con
conformación espacial definida
Cada célula puede contener miles de proteínas diferentes cuya concentración depende de
su función. Los seres humanos son capaces de sintetizar alrededor de 50 000 proteínas
distintas, sólo una pequeña fracción de ellas se ha estudiado. La información necesaria
para construir todas y cada una de estas cadenas se encuentra en el material genético de
las células, el DNA. La información contenida en el DNA es transformada por proteínas
y ribosomas en la secuencia de aminoácidos de las proteínas. En este capítulo se analizan
las propiedades de estas cadenas después de su síntesis.
 
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Proteínas: cadenas de L-aminoácidos
Las proteínas son polímeros lineales de aminoácidos unidos entre sí mediante enlaces
peptídicos. Hay un gran número de aminoácidos en la naturaleza; cientos de ellos son de
origen biológico; sin embargo, sólo 20 se utilizan durante la síntesis de proteínas de todos
los seres vivos. Estos 20 aminoácidos presentan la misma estructura general (figura 8-1).
Todos los aminoácidos contienen grupos ionizables, por lo que, al variar la acidez de la
solución, se observan diferentes especies iónicas cuya carga neta varía con el pH. El
carbono α (Cα) de los aminoácidos está unido a tres sustituyentes comunes: un grupo
carboxilo (-COOH), con pKa cercano a 2; un grupo amino, básico (-NH2), con pKa
cercano a 9.5; y un átomo de hidrógeno. El cuarto sustituyente del Cα, llamado cadena
lateral (R en la figura 8-1), determina la identidad del aminoácido. La variedad de formas,
volúmenes y propiedades químicas de las 20 cadenas laterales se detalla más adelante.
Los aminoácidos son iones dipolares o zwitteriones, ya que en una especie iónica dada
coexisten cargas positivas y negativas (figura 8-1). Hay un valor particular de pH, llamado
punto isoeléctrico (pI), en el que la carga neta del aminoácido es cero. El Cα de los
aminoácidos es quiral (del griego cheir, que significa mano), ya que sus cuatro
sustituyentes pueden adoptar dos configuraciones espaciales diferentes, llamadas
enantiómeros (figura 8-2). Cada par de enantiómeros presenta características químicas
iguales; sin embargo, al colocarlas frente a un haz de luz polarizada, las dos
configuraciones desvían la luz en sentidos opuestos.
 
 
Figura 8-1. Especies iónicas de los aminoácidos al variar el pH. R representa a la cadena lateral.
 
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Figura 8-2. Configuraciones espaciales de los aminoácidos.
 
El enlace peptídico
Los L-aminoácidos se encuentran unidos en las proteínas mediante el enlace covalente del
grupo carboxilo de un aminoácido con el grupo amino de otro. En esta reacción de
condensación se forma una amida, que une los dos aminoácidos para formar el enlace
peptídico (figura 8-3). Durante la biosíntesis, la unión secuencial de varios aminoácidos al
extremo carboxilo genera una cadena polipeptídica; en el inicio se encuentra un
aminoácido con el grupo amino libre y, en el final de la cadena, un aminoácido con el
grupo carboxilo libre (figura 8-4). La cadena polipeptídica se divide para su estudio en dos
regiones (figura 8-4):
 
 
Figura 8-3. Formación de un dipéptido. Como resultado de la condensación de dos aminoácidos se forma un
enlace peptídico (área sombreada).
 
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Figura 8-4. Esqueleto polipeptídico y cadenas laterales en un tetrapéptido.
 
1. El esqueleto polipeptídico, formado por unidades repetitivas que constan de tres
átomos: el nitrógeno de la amida –que antes de la condensación peptídica formaba
parte del grupo amino–, el carbono alfa (Cα) y el carbono del carbonilo (C’),
proveniente delcarboxilo en el aminoácido original. El esqueleto puede considerarse
una secuencia de enlaces peptídicos separados por carbonos α. C’ está unido a dos
átomos muy electronegativos, el oxígeno del carbonilo y el nitrógeno de la amida, por
lo que se genera un doble enlace parcial entre el C’ y el N. Este doble enlace restringe
en grado importante la rotación entre el carbono y el nitrógeno a las dos
conformaciones posibles (cis y trans), en las que los seis átomos mostrados en la
figura 8-5 se localizan en el mismo plano. Cada amida del esqueleto polipeptídico
proporciona un donador de puentes de hidrógeno (-NH) y un receptor (-C’O).
 
 
Figura 8-5. Conformaciones trans y cis del enlace peptídico. En ambas conformaciones, los seis átomos que se
presentan en la figura forman un plano.
 
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2. Las cadenas laterales, llamadas residuos, determinan la identidad y propiedades de
la proteína al ser incorporadas a la cadena polipeptídica (figura 8-4).
 
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Proteínas: cadenas de aminoácidos unidos mediante
enlaces peptídicos
 
Aminoácidos
Los 20 aminoácidos de las proteínas presentan una variedad de tamaños, formas y
propiedades químicas. La conformación que adoptan las cadenas polipeptídicas en el
espacio es determinada por el volumen y la solubilidad de las cadenas laterales. Cada
aminoácido tiene asignados símbolos de una y tres letras (figura 8-6).
 
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Figura 8-6. Estructura de los 20 aminoácidos frecuentes en las proteínas.
 
Glicina
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La glicina es el aminoácido más simple; su cadena lateral es un átomo de hidrógeno
(figura 8-6); como el Cα tiene dos sustituyentes iguales, este aminoácido no es quiral.
Debido al volumen reducido de su cadena lateral (-H), la estructura polipeptídica de los
residuos glicina tiene más libertad conformacional que los otros aminoácidos, de mayor
volumen.
 
Alanina, leucina, isoleucina y valina
Con excepción de la glicina, todos los aminoácidos presentan cuando menos un CH2 no
polar. Cuatro de ellos –alanina, valina, isoleucina y leucina– tienen cadenas laterales
alifáticas hidrocarbonadas de diversas formas (figura 8-6). Las cadenas laterales de estos
residuos no contienen átomos electronegativos, por lo que son no polares e insolubles en
agua.
 
Prolina
La cadena lateral de la prolina es no polar y está unida al nitrógeno del enlace peptídico,
por lo que este aminoácido es en realidad un iminoácido. La amida de la estructura
polipeptídica de los residuos prolina no tiene donador potencial de puentes de hidrógeno
(figura 8-6).
 
Fenilalanina, tirosina y triptófano
Los dobles enlaces conjugados que presentan los anillos de la tirosina, la fenilalanina y el
triptófano (figura 8-6) absorben radiación en el ultravioleta, es por esto que las proteínas
se pueden detectar por su absorción a 280 nm. El triptófano es el aminoácido menos
frecuente en las proteínas; su cadena lateral es la más grande y fluorescente. El -OH de
la tirosina y el anillo pirrólico del triptófano son donadores potenciales de puentes de
hidrógeno.
 
Serina y treonina
Las cadenas laterales de estos dos aminoácidos son pequeñas y tienen como grupo
funcional un alcohol (figura 8-6), que permanece protonado en el intervalo de pH
fisiológico, por lo que participa como donador de puentes de hidrógeno.
 
Histidina
Este aminoácido tiene como cadena lateral un imidazol (figura 8-6), cuyo pK es de 6.5. En
la forma no ionizada del anillo, el nitrógeno protonado es electrófilo y donador de
puentes de hidrógeno; el otro nitrógeno es nucleófilo y aceptor de puentes de hidrógeno.
Este aminoácido participa de forma activa en la transferencia de protones que catalizan
algunas enzimas, debido a que las formas protonada y desprotonada coexisten a pH
neutro.
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Glutamato y aspartato
Las cadenas laterales de los ácidos glutámico y aspártico tienen pK cercano a 4, por lo
que en el intervalo fisiológico de pH, el carboxilo (COOH) se encuentra como carboxilato
(COO–), dando lugar a las bases conjugadas glutamato y aspartato (figura 8-6), que
participan como aceptores potenciales de puentes de hidrógeno.
 
Cuadro clínico
La cistinuria es una afección genética que resulta en la formación de cálculos renales de cistina (dos cisteínas unidas por un puente
disulfuro). La cistinuria es resultado de mutaciones en alguna de las dos proteínas que forman el transportador de aminoácidos
dibásicos que se encuentran en los túbulos proximales renales, lo que impide la absorción de la cistina para su reutilización, con el
consecuente aumento de la concentración de cistina en orina. El pH ácido de la orina promueve la formación de cristales de cistina
que son los causantes de los síntomas de la cistinuria. Esta afección se trata de manera profiláctica con la alcalinización de la orina y
con el consumo de grandes cantidades de agua, lo cual ayuda a disminuir la concentración de cistina y así impedir la formación de
cálculos. Los cálculos renales disminuyen la calidad de vida y cuando son relativamente grandes se tratan con cirugía.
 
 
Lisina y arginina
Las cadenas laterales de estos aminoácidos presentan metilenos hidrófobos y una amina
básica, con pK cercano a 11; debido a esto, por lo general presentan carga positiva a pH
fisiológico (figura 8-6).
 
Asparagina y glutamina
Estos dos aminoácidos (figura 8-6) son las amidas del aspartato y del glutamato. Aunque
no contienen grupos ionizables, la amida es capaz de participar como donador o aceptor
de puentes de hidrógeno. Los grupos amida son lábiles a pH alcalino; la glutamina se
desamida para dar lugar al glutamato y la asparagina produce isoaspartato; ambos
procesos se han relacionado con el envejecimiento de las proteínas.
 
Cisteína y metionina
La cadena hidrocarbonada no ramificada de la metionina es no polar. El azufre que
contiene es un nucleófilo débil, pero no puede ser protonado (figura 8-6). En contraste, el
grupo tiol de la cisteína es el más reactivo de todas las cadenas laterales y se ioniza con
un pK entre 9 y 9.5, dando lugar al anión tiolato que es la especie reactiva. Una de las
reacciones más importantes de este residuo es la interacción entre dos cisteínas para
formar una “cistina” o puente disulfuro (figura 8-7); estos enlaces reversibles unen de
modo covalente segmentos alejados en la secuencia y se presentan por lo general en
proteínas extracelulares.
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Figura 8-7. Puente disulfuro. Dos regiones de la cadena polipeptídica se unen de manera reversible mediante los
átomos de azufre de dos cisteínas.
 
 
Otros aminoácidos
Algunos aminoácidos son modificados en reacciones posteriores a la síntesis de las
proteínas, como la fosforilación (fosfotreonina y fosfoserina) o la hidroxilación (4-
hidroxiprolina y 5-hidroxilisina). Existen otros aminoácidos que no son componentes de
las proteínas y que se utilizan en otras funciones biológicas, como la citrulina y la ornitina
(intermediarios del metabolismo), hormonas como la tiroxina, y neurotransmisores como
el ácido γ-aminobutírico (GABA), la dopamina (figura 8-8).
 
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Figura 8-8. Estructura de aminoácidos que no se incorporan a las proteínas.
 
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Purificación de proteínas
Las células contienen miles de proteínas y moléculas diferentes. El número de proteínas
sintetizadas depende de la especie. Una bacteria como Escherichia coli produce unas 3
000 proteínas diferentes, mientras que algunas células del ser humano sintetizan cerca de
20 000. La abundancia de cada proteína varía entre células o tejidos. En algunos casos,
una proteína particular puede ser el componente mayoritario, como el colágeno en los
tendones o la hemoglo​bina en los glóbulos rojos. En otros casos, se encuentran sólo
algunas copias por célula. Para estudiar las propiedades de una proteína es necesario
purificarla, es decir, separarla de las otras proteínas y demás componentes celulares. Lasproteínas se purifican por fraccionamiento, debido a diferencias en su tamaño, forma,
carga y solubilidad, así como por su capacidad para unirse a ligandos. La purificación de
proteínas permite aislar una molécula presente en menos del 0.1% del peso seco del
material original, hasta obtener una solución en la que 99% de las proteínas presentes
sean idénticas. La fuente de proteína es un tejido o un cultivo celular en el que ésta se
encuentra en grandes cantidades, por lo que el corazón y el hígado de algunos animales
domésticos se utilizaron desde el punto de vista histórico como materia inicial para
caracterizar algunas proteínas. Las levaduras para panadería (Saccharomyces cerevisiae)
y la bacteria E. coli también se han utilizado debido a su alta producción de biomasa. En
otros casos, el objeto de estudio puede ser una proteína presente en un órgano específico
durante una etapa particular del desarrollo; en esta situación, el material inicial suele ser
escaso. Cuando se cuenta con el gen que codifica la proteína de interés, es posible
introducirlo en una bacteria como E. coli y obtener grandes cantidades de proteína
recombinante. Cuando se desean producir proteínas que no requieren modificaciones
postraduccionales, este es el método más frecuente en la producción de proteínas
recombinantes. Con este tipo de manipulaciones genéticas es posible producir en una
bacteria miligramos de proteína de origen humano. Si la proteína de estudio se encuentra
en el citoplasma, su liberación al solvente requiere de la rotura o lisis de las células. Las
células animales pueden lisarse mediante un choque osmótico, en el cual se coloca a las
células en una solución con una concentración de sales menor a la del interior celular; el
agua fluye hacia el interior hasta que la célula revienta (plasmólisis) y libera su contenido
a la solución. Este método no funciona con las células que poseen pared celular, como las
de plantas y bacterias; en estos casos se utilizan otros métodos como sonicación, cambios
de presión o molinos que contienen perlas de vidrio o arena. Por último, es posible
utilizar proteínas que degradan la pared celular, como la lisozima. Una vez que la
proteína ha sido solubilizada, queda expuesta a las condiciones ambientales, por lo que es
de especial importancia controlar el pH, la temperatura, la fuerza iónica y el poder
reductor del medio, así como eliminar los metales pesados para evitar la oxidación de las
cisteínas.
 
Cuadro clínico
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Los neurotransmisores son moléculas que mandan una señal desde una neurona a otra, causando el movimiento de iones a través de
la membrana celular lo que provoca un impulso eléctrico. Dos aminoácidos, el glutamato y el ácido γ-aminobutírico son
respåonsables de la excitación y la inhibición de las neuronas del sistema nervioso central, en particular del córtex. El GABA,
principal neurotransmisor inhibidor del sistema nervioso central, es un aminoácido que no está presente en las proteínas y su grupo
amino se encuentra en el carbono γ y no en α. La inhibición del córtex promueve el relajamiento muscular y disminuye la ansiedad,
mientras que la estimulación sensorial o procesos más complejos como el pensamiento abstracto y las emociones requieren de un
balance entre la excitación y la inhibición de las neuronas corticales.
 
 
Cuadro clínico
Los aminoácidos también se clasifican según sus propiedades nutricionales. Los aminoácidos esenciales son aquellos que los
humanos no podemos sintetizar, por lo que deben ser parte de la dieta. Los aminoácidos esenciales son 9: fenilalanina, histidina,
isoleucina, leucina, lisina, metionina, treonina, triptofano y valina. Los aminoácidos condicionales son aquellos que si podemos
sintetizar, pero que requieren incluirse en la dieta en condiciones de enfermedad. Los aminoácidos condicionales son: arginina,
cisteína, glutamina, prolina, serina y tirosina. La alanina, asparagina, aspartato y glutamato son aminoácidos no esenciales pues son
producidos en cantidades suficientes. Todas las células, ya sean de origen animal o vegetal, tienen proteínas, sin embargo, algunos
alimentos las tienen en mayor concentración y en otros son de mejor calidad nutricional, pues contienen los aminoácidos esenciales.
El huevo, leche, carne y pescado se consideran fuentes completas de proteínas porque contienen todos los aminoácidos. Los
vegetarianos deben incluir en su dieta nueces, soya y frijoles pues muchos vegetales son pobres en algunos aminoácidos esenciales.
 
 
Precipitación selectiva
La solubilidad de las proteínas depende de la concentración de sales, pH, temperatura y
polaridad del solvente. A concentraciones bajas de sal, la solubilidad de las proteínas
aumenta; sin embargo, a concentraciones mayores la solubilidad disminuye, causando la
precipitación de las proteínas. La precipitación causada por algunas sales, como el sulfato
de amonio, es reversible; al eliminar la sal por diálisis u otros métodos, la proteína se
solubiliza de nuevo y recupera sus propiedades originales. La precipitación selectiva se
utiliza como método de purificación, debido a que la concentración de sal necesaria para
precipitar varía con la proteína. De esta manera, al agregar sal hasta una concentración
apenas menor a la necesaria para precipitar la proteína de interés, muchas otras proteínas
se precipitan y pueden eliminarse por centrifugación. Después, la concentración de sal del
sobrenadante se incrementa hasta que una fracción alta de la proteína de interés se
precipite. La solución se centrifuga una vez más, pero ahora el sobrenadante se descarta
y el precipitado, con la proteína de interés, se suspende de nuevo (figura 8-9). Este
método es importante además para preservar las propiedades de las proteínas una vez
purificadas, ya que las proteínas precipitadas por sulfato de amonio pueden permanecer
en este estado por meses y resuspenderse de inmediato antes de su uso.
 
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Figura 8-9. Precipitación diferencial con sulfato de amonio. Cuadros, estrellas y círculos representan proteínas
que precipitan con concentraciones crecientes de sulfato de amonio (1). La solución con 45% de sulfato de
amonio se centrifuga; el precipitado se ha enriquecido en las proteínas representadas por cuadrados, el
sobrenadante es llevado al 65% de sulfato de amonio, y después de centrifugar (2) el precipitado ha sido
enriquecido con las proteínas representadas con estrellas, mientras que en el sobrenadante se han enriquecido las
proteínas representadas con círculos.
 
Cromatografía
La cromatografía es el proceso en el que una solución, conocida como fase móvil, se
percola a través de una matriz porosa o resina, llamada fase estacionaria, que retrasa el
avance de los componentes de la fase móvil, dependiendo de las características
particulares de cada soluto. Los diferentes tipos de cromatografía pueden clasificarse
según el estado de las fases o la naturaleza de la interacción entre la matriz y los solutos.
La cromatografía de intercambio iónico separa las proteínas en función de su carga
eléctrica; en este caso, se utiliza como matriz una resina que contiene grupos con carga
positiva (intercambiador aniónico) o negativa (intercambiador catiónico), capaces de unir
moléculas con la carga opuesta. Las moléculas con la misma carga de la resina no se
retienen en la columna, por lo que se separan de las proteínas con carga opuesta, que
permanecen unidas a la matriz. Éstas se separan después mediante un gradiente en el que
se aumenta la concentración de sal o se modifica el pH de la fase móvil (figura 8-10). En la
cromatografía de exclusión molecular o filtración en gel, la fase estacionaria consiste en
una resina porosa muy hidratada; las que más se utilizan son cuentas microscópicas de
polisacáridos (p. ej., dextrán o agarosa) o poliacrilamida. El paso de las proteínas por la
malla tridimensional depende de su forma y tamaño. Las moléculas muy grandes no
pueden penetrar las cuentas; además, debido a que son excluidasdel solvente en el
interior de la resina, son las primeras en salir de la columna. El resto de las moléculas,
capaces de penetrar los poros de las cuentas, retrasan su paso por la columna en función
de su tamaño; las moléculas más grandes salen de la columna antes que las pequeñas,
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debido a que al disminuir el tamaño de la molécula, aumenta el espacio accesible en el
interior de la columna (figura 8-11). La cromatografía de exclusión molecular es también
una herramienta analítica utilizada para determinar el peso molecular de las proteínas;
para ello, se introducen proteínas de peso molecular conocido y se determina el volumen
al cual eluyen de la columna. A partir de estos datos, se construye una curva patrón en la
que se relaciona el volumen de elución de cada proteína con su peso molecular (figura 8-
12); entonces se determina el volumen de elución de la proteína de interés, y por
interpolación o mediante regresión lineal se obtiene su peso molecular. En la
cromatografía de afinidad, la resina contiene un ligando de la proteína de interés unido de
modo covalente. Al aplicar la muestra a la columna, se unen sólo las proteínas capaces
de reconocer el ligando. Luego, la proteína de interés se eluye con una solución que
contiene el ligando. Un método frecuente de purificación consiste en modificar el gen que
codifica para la proteína de elección mediante la introducción de una “etiqueta”, que
puede ser reconocida por una matriz de afinidad. La etiqueta puede ser una secuencia
corta, como un hexapéptido de histidinas o una proteína completa como la glutatión
transferasa.
 
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Figura 8-10. Cromatografía de intercambio aniónico. La resina (círculos amarillos) está formada por esferas de
unos 50 µm de diámetro que contienen grupos con carga positiva. Al colocar la solución en la columna, las
proteínas con carga neta positiva eluyen, mientras que las proteínas con carga neta negativa requieren la adición
de sal para despegarse de la columna.
 
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Figura 8-11. Cromatografía de exclusión molecular. La resina utilizada (círculos morados) está formada por
cuentas porosas muy hidratadas. Las proteínas grandes (círculos verdes) eluyen antes que las proteínas de bajo
peso molecular (círculos azules), que pasan al interior de las esferas.
 
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Figura 8-12. Determinación del peso molecular mediante cromatografía de exclusión molecular. Al especificar el
volumen de elución de un grupo de proteínas de peso molecular conocido, se construye una “curva patrón”. Los
números entre paréntesis indican el peso molecular (en daltones) de las proteínas utilizadas. Con esta gráfica y el
volumen de elución de la proteína problema (A) es posible obtener por interpolación (líneas discontinuas) su peso
molecular (B) (cortesía de Chánez ME y Nájera H).
 
Diálisis
La diálisis es un tipo de filtración en donde las moléculas se separan gracias a su paso a
través de una membrana semipermeable (p. ej., celofán), que permite la difusión de
compuestos de bajo peso molecular como sales y metabolitos, pero impide el paso de las
macromoléculas. La muestra se introduce en una bolsa formada por la membrana, y el
paquete se coloca en una solución que contiene el amortiguador en el cual se desea
colocar la proteína (figura 8-13). Después de un tiempo, la concentración de los
componentes permeables se equilibra, es decir, es similar en el interior y el exterior de la
bolsa de diálisis; sin embargo, las macromoléculas permanecen en el interior de la bolsa
y, por consiguiente, es posible eliminar sales y otros metabolitos sin perder la proteína de
interés.
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Figura 8-13. Diálisis. La muestra que contiene a la proteína (esferas moradas) y al soluto que se desea eliminar
(puntos azules) se introduce en una bolsa de diálisis. La bolsa se sumerge en un amortiguador que contiene otros
solutos (cruces amarillas). El contenido del recipiente se agita y, después de un tiempo, el soluto indeseable
permea por la membrana y se diluye en la solución, mientras que los solutos contenidos en el amortiguador entran
a la bolsa.
 
Electroforesis
La electroforesis es el proceso mediante el cual las proteínas migran según su carga en un
campo eléctrico. Esta técnica es de interés particular como método analítico, debido a
que permite determinar el número de proteínas diferentes en una preparación, así como
estimar el peso molecular o el punto isoeléctrico. La electroforesis en gel se lleva a cabo
en un gel formado por agarosa o por un polímero entrecruzado como la poliacrilamida,
que actúa como tamiz disminuyendo la migración de las proteínas en función de su carga
y peso molecular (figura 8-14). En la electroforesis desnaturalizante, la solución con la
proteína se hierve en presencia de un pigmento (por lo general azul de bromofenol),
agentes reductores (como β-mercaptoetanol) y el detergente SDS (dodecilsulfato de
sodio); este tratamiento rompe los puentes disulfuro y desnaturaliza por completo la
proteína. En promedio, se fija una molécula de SDS por cada dos aminoácidos; ya que
este detergente tiene carga negativa, todas las proteínas adquieren esta carga y se separan
en función de su peso molecular. Al aplicar corriente al gel, las proteínas migran según su
tamaño; las más pequeñas migran más rápido. Cuando el colorante llega al fondo del gel,
la corriente eléctrica se interrumpe, el gel se desmonta y las proteínas se identifican
utilizando un colorante que se une a ellas, como azul de Coomassie o una emulsión a
base de nitrato de plata. Este método es en especial valioso para determinar el grado de
avance de la purificación; conforme ésta avanza, el número total de bandas que se
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observan disminuye. El isoelectroenfoque es la técnica que se utiliza para determinar el
punto isoeléctrico (pI) de las proteínas. En este caso, el medio en el que migra la proteína
es un gel de poliacrilamida que contiene un gradiente de pH, formado por anfolitos,
ácidos o bases orgánicos de bajo peso molecular, los cuales se distribuyen en el gel según
su punto isoeléctrico. Cuando se añaden las muestras con proteína, éstas migran hasta
alcanzar un pH equivalente a su punto isoeléctrico; en esta condición, la proteína no tiene
carga neta. Al combinar métodos, se puede obtener un gel en dos dimensiones: la primera
de ellas separa las proteínas por su carga), mientras que, en la segunda dimensión, se les
separa por su peso molecular. La “proteómica” utiliza geles bidimensionales, en los
cuales, es posible mostrar de manera simultánea la expresión de miles de proteínas. Al
obtener muestras en diferentes condiciones metabólicas o patológicas, es posible
determinar cambios en el nivel de expresión de diversas proteínas.
 
 
Figura 8-14. Electroforesis en gel.
 
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Conformación nativa de las proteínas
La estructura covalente determina la libertad conformacional de los átomos en las
moléculas. Polímeros sintéticos como el poliestireno, donde todas las moléculas tienen la
misma estructura covalente, no adoptan una conformación tridimensional específica; en
una población de estas moléculas, cada una de ellas asume una conformación distinta. En
contraste, en una población de proteínas con la misma estructura covalente, casi todas las
macromoléculas en solución adoptan una conformación tridimensional similar, llamada
conformación nativa, que tiene las características estructurales y dinámicas que permiten
a la proteína llevar a cabo una función biológica. Por lo general, la conformación nativa
posee un gran número de interacciones intramoleculares, las cuales dan cohesión a
diferentes segmentos de la cadena que se colapsan formando glóbulos o fibras. El estado
nativo de las proteínas suele asociarse a una conformación globular que posee una
estructura rígida y ordenada, tal como la estudiada por la cristalografía de rayos X; sin
embargo, en la última décadase ha encontrado que un gran número de proteínas no
adoptan una conformación globular ordenada, sino que se encuentran en parte o por
completo desestructuradas, esto es, presentan un “estado nativo desordenado”. Algunas
de estas proteínas se estructuran al interactuar con otras moléculas, mientras que otras
permanecen desordenadas después de formar un complejo funcional. Este tipo de
proteínas, también denominadas “intrínsecamente desordenadas”, abundan en particular
en eucariontes, ya que se estima que en mamíferos 20 a 30% de las proteínas
corresponden a esta categoría. Se ha propuesto que la versatilidad estructural de estas
proteínas les permite interactuar con múltiples ligandos. El estado nativo, ordenado o
desordenado, otorga a la proteína la capacidad de reconocer, unir o transformar algunas
moléculas, de las miles que circulan en la célula. Este reconocimiento molecular
específico entre las proteínas y sus ligandos es posible debido a las interacciones
favorables entre ambas moléculas.
 
Interacciones no covalentes
El plegamiento de proteínas y la interacción de éstas con sus ligandos están moldeados
por restricciones fisicoquímicas. Su comprensión requiere, por tanto, del estudio de las
interacciones no covalentes entre los átomos de la proteína y entre éstos y los átomos del
solvente. Como se analiza en el capítulo 2, el agua es el solvente universal. Este líquido
determina la estructura y organización de todos los componentes celulares, debido a las
interacciones no covalentes entre el agua y las macromoléculas. La naturaleza molecular
de las interacciones no covalentes se comprende con mayor detalle para moléculas
aisladas en el vacío o en sólidos regulares. En contraste, el estado líquido (en el que
existen las proteínas en el citosol, las membranas o el exterior celular) es más complejo.
La formación de enlaces restringe la distancia y el ángulo de unión entre núcleos
atómicos. En moléculas pequeñas, la descripción de la estructura covalente basta para
determinar la conformación tridimensional. En el caso de las macromoléculas, la rotación
en los enlaces de los miles de átomos en la estructura covalente da lugar a una infinidad
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de arreglos en el espacio llamados confórmeros. El adoptar sólo una conformación entre
un gran número de posibilidades tiene un alto costo entrópico. Por lo tanto, para que una
conformación particular predomine sobre las demás, es necesario que las interacciones
favorables presentes en esa conformación sobrepasen al costo entrópico.
 
Interacciones de van der Waals
Las interacciones de van der Waals son ubicuas. Aun cuando un átomo no presente carga
o dipolo neto, existen asimetrías transitorias en la distribución electrónica alrededor de su
núcleo. Este dipolo transitorio polariza un átomo vecino, creando una atracción entre
ellos. Por otra parte, a medida que los átomos se acercan, la atracción es contrarrestada
por la repulsión entre las dos nubes electrónicas. La distancia a la que no existe atracción
o repulsión neta se conoce como radio de van der Waals y determina la distancia mínima
entre dos átomos que no están enlazados. Para los átomos que forman a las proteínas,
este valor fluctúa entre 1.17 Å para el hidrógeno y 1.80 Å para el azufre. Con el radio de
van der Waals de los átomos en una molécula es posible determinar las regiones del
espacio conformacional poco probables, debido a impedimentos estéricos (de volumen)
entre los átomos. A distancias un poco mayores (0.3 a 0.5 Å) que la suma del radio de
van der Waals de los dos átomos, existe una ligera atracción entre ellos; por lo tanto, las
interacciones de van der Waals son de corto alcance y se maximizan cuando las
superficies de los átomos o moléculas son complementarias.
 
Fuerzas electrostáticas
La carga neta de las proteínas depende del pH del medio, ya que algunas cadenas
laterales, así como los grupos amino y carboxilo terminales, presentan grupos ionizables.
La gama de valores de pK en los aminoácidos (cuadro 8-1) hace posible la existencia
simultánea de cargas positivas y negativas en la molécula. El pH al que la suma de las
cargas positivas es igual a la suma de las cargas negativas se conoce como punto
isoeléctrico (pI). En esta condición, la molécula no presenta carga neta.
 
Cuadro 8-1. pK de los grupos ionizables de los aminoácidos
Grupo pK observado
Amino terminal 6.8 a 8.0
Carboxilo terminal 3.5 a 4.3
Ácido aspártico (carboxilo) 3.9 a 4.0
Ácido glutámico (carboxilo) 4.3 a 4.5
Arginina (guanidino) 12.0
Lisina (amino) 10.4 a 11.1
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Histidina (imidazol) 6.0 a 7.0
Cisteína (tiol) 9.0 a 9.5
Tirosina (hidroxilo fenólico) 10.0 a 10.3
Los intervalos de pK presentados se obtuvieron utilizando diferentes compuestos modelo.
 
 
De acuerdo con la ley de Coulomb, la energía de interacción entre dos átomos
cargados es igual al producto de las cargas, dividido entre la distancia que las separa.
 
 
 
donde ε es la carga del electrón, D es la constante dieléctrica, Z el número de estas
cargas en cada átomo y rAB la distancia que las separa. Si las dos cargas tienen signos
opuestos, ΔE es negativo y la interacción es favorable, ya que la energía disminuye con
la distancia. Éste es el caso en los puentes de sal, formados entre grupos de la proteína
con carga opuesta (p. ej., Asp- Lys); si las cargas son del mismo signo, se observa
repulsión entre ellas; para acercarlas se requiere cierta energía ΔE. La constante
dieléctrica aumenta con la polaridad del solvente. En el benceno es de 2.2, mientras que
en el agua es de 78.5. Así, las interacciones iónicas entre las cadenas laterales de los
aminoácidos son mayores en el interior no polar de la proteína que en el exterior
solvatado por moléculas de agua.
 
Dipolos
La formación de un dipolo se debe a la distribución desigual de los electrones
compartidos entre dos átomos. En cada enlace formado, la distribución de la densidad
electrónica depende de la electronegatividad de los átomos enlazados. El oxígeno y el
nitrógeno del esqueleto polipeptídico son muy electronegativos, por lo que producen un
momento dipolar en el enlace peptídico (figura 8-15A), en el cual el grupo amino presenta
carga parcial positiva y es donador potencial de puentes de hidrógeno, mientras que el
oxígeno del carbonilo presenta carga parcial negativa y es aceptor potencial de puentes de
hidrógeno.
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Puentes de hidrógeno
Los puentes de hidrógeno son las interacciones no covalentes que se establecen entre un
átomo de hidrógeno y dos átomos electronegativos. Uno de los átomos electronegativos
está unido de manera covalente al hidrógeno y es, por lo tanto, un ácido (A-H) o
donador; el hidrógeno que forma parte del puente de hidrógeno presenta cierta afinidad
por la base (B) o aceptor (figura 8-15B, 8-15C). La formación de un puente de hidrógeno
entre dos moléculas correlaciona los movimientos entre ambas; es decir, disminuye las
orientaciones posibles entre el par. En los puentes de hidrógeno que se observan en las
proteínas participan los grupos amino y carbonilo del esqueleto polipeptídico (figura 8-
15D), las cadenas laterales y las moléculas de agua.
 
 
Figura 8-15. A) Momento dipolar en el enlace peptídico. Formación de puentes de hidrógeno. B) Como
intermediarios en una reacción ácido-base. C) Autodisociación del agua. D) Puente de hidrógeno entre elementos
del esqueleto polipeptídico.
 
Efecto hidrófobo
El agua y el aceite no se mezclan. Este hecho refleja la capacidad del agua líquida de
expulsar de su seno aquellas moléculas que no son iónicas o que no tienen un gran
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número de donadores o aceptores de puentes de hidrógeno. Los solutos no polares
interactúan de manera favorable con las moléculas de agua; sin embargo, la energía de
interacción entre las moléculas de agua es mucho mayor, por lo que el estado de menor
energía y, por lo tanto, más estable, es aquel en el que se minimiza el contacto entre las
moléculas de agua y losátomos no polares. Este fenómeno, guiado por el cambio
favorable en la entropía del solvente, se conoce como efecto hidrófobo y es fundamental
en la formación de las membranas celulares y del núcleo no polar en el interior de las
proteínas. Las cadenas laterales de los aminoácidos que contienen grupos no polares
como -CH3 y -CH2 son hidrófobas y su solubilidad en agua es muy baja. La
transferencia de estos grupos del solvente acuoso hacia el interior no polar, formado por
otras cadenas no polares segregadas del agua, es muy favorable. Debido a esto, los
aminoácidos no polares de las proteínas forman un núcleo hidrófobo.
 
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Determinación de la estructura tridimensional de las
proteínas
La metodología más utilizada para determinar la estructura de las proteínas requiere la
difracción de rayos X por cristales de proteína. En contraste, la estructura de las
proteínas en solución se determina mediante resonancia magnética nuclear (RMN); esta
metodología es más reciente y es adecuada para obtener la estructura de proteínas de
menor tamaño. La RMN se utiliza mucho para estudiar las propiedades dinámicas de las
proteínas. Para determinar la estructura de las proteínas mediante difracción de rayos X
se requiere la formación de cristales; en éstos, las moléculas se disponen en una red
macroscópica ordenada y repetitiva. Las proteínas globulares son macromoléculas
esféricas o elipsoides de superficie irregular; debido a esto, la formación de cristales de
proteína de tamaño adecuado (0.5 mm) es un proceso lento que requiere meses. La
estructura tridimensional de complejos proteicos de alto peso molecular se determina
mediante criomicroscopia electrónica, la cual no requiere la formación de cristales
tridimensionales. En la actualidad se conoce la estructura de miles de proteínas que se
encuentran depositadas en el Protein Data Bank (PDB). El PDB es, además de un gran
archivo donde pueden descargarse sin costo las estructuras de miles de proteínas, ácidos
nucleicos y complejos; un sitio educativo dónde es posible conocer historias moleculares
sobre un gran número de proteínas de interés médico, se recomienda de manera
encarecida al lector visitarlo. Al momento de revisar esta edición del libro (mayo de
2018), había unas 140 000 estructuras disponibles, de las cuales 90% fueron
determinadas por cristalografía de rayos X, 9% por resonancia magnética nuclear y
alrededor de 1% por microscopia electrónica. Casi 25% de estas estructuras son
proteínas de Homo sapiens. Cerca de 11% de las estructuras depositadas en el PDB han
sido determinadas en consorcios de biología estructural, laboratorios muy robotizados en
los que se determina la estructura de un gran número de proteínas de manera
automatizada.
 
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Estructura de las proteínas en niveles
Al analizar la información contenida en la estructura de las proteínas, es posible distinguir
cuatro niveles de organización:
• La estructura primaria o covalente de la molécula es determinada por la secuencia
de aminoácidos de la cadena polipeptídica y la posición de los puentes disulfuro.
• La estructura secundaria especifica la conformación local de segmentos de la
proteína, en los que la cadena adopta conformaciones regulares repetitivas, como las
hélices α y las hebras β; o no repetitivas, como vueltas y giros de conformación
definida.
• La estructura terciaria determina el arreglo espacial de la estructura secundaria en
dominios compactos. En las proteínas monoméricas, la estructura terciaria contiene la
posición relativa de todos los átomos de la molécula. En las proteínas formadas por
varias cadenas polipeptídicas, la descripción de toda la molécula requiere de la
estructura cuaternaria, que especifica la estequiometría y la orientación espacial
relativa de las diferentes cadenas (figura 8-16).
 
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Figura 8-16. Organización jerárquica en la estructura de las proteínas.
 
 
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Estructura primaria
El primer paso en la determinación de la secuencia de aminoácidos de una proteína es su
purificación. Si la proteína está formada por más de un polipéptido, las cadenas deben
separarse y los puentes disulfuro reducidos de manera irreversible. Después, la proteína
se fragmenta por la acción de proteinasas o utilizando métodos químicos. Los fragmentos
peptídicos se separan por cromatografía para determinar su secuencia, la cual se obtiene
mediante la degradación de Edman o por espectrometría de masas. La secuencia de
aminoácidos de la proteína puede obtenerse a partir de la secuencia de nucleótidos del
gen que la codifica. En la actualidad es más fácil secuenciar un gen que una proteína; sin
embargo, algunas características como la localización de puentes disulfuro y el número
de cadenas presentes en la estructura funcional se obtienen sólo a partir de la proteína.
 
Conformación tridimensional del esqueleto polipeptídico
Las diferentes conformaciones de la cadena polipeptídica están dadas por los ángulos de
torsión o diedros. Cada ángulo diedro define la orientación relativa de cuatro átomos
sucesivos. El valor y el signo del ángulo varían con la rotación del enlace que une los dos
átomos centrales (figura 8-17). La determinación de los ángulos de torsión del esqueleto: ω
(N-C’), ϕ (N-Cα) y Ψ (C’-Cα) (figura 8-18), así como los ángulos de las cadenas laterales:
χ1 (Cα-Cβ), χ2 (Cβ-Cγ)… χn, describen de manera completa la conformación local de la
cadena. Como ya se mencionó, la rotación del ángulo ω está muy restringida por la
formación del doble enlace parcial entre N y C’; por eso es que los átomos unidos a N y
C’ adoptan conformaciones coplanares. Debido a impedimentos estéricos, esto es, debido
al sobrelape de átomos, la conformación más común es la trans o extendida (ω = 180° =
-180°). Cuando N pertenece a una prolina se observa, en 25% de los casos, la
conformación cis o eclipsada (ω= 0°), debido a que los impedimentos estéricos son
equivalentes en ambas conformaciones. El espacio conformacional adoptado por la
cadena se describe con los valores de los otros dos ángulos diedros, ϕ y Ψ. Las
conformaciones posibles se representan mediante el mapa de Ramachandran, en donde
cada conformación está determinada por un par (ϕ,Ψ). A partir del volumen de los
átomos, es posible calcular las combinaciones de ángulos ϕ y Ψ desfavorables, debido a
impedimentos estéricos con otros átomos de la cadena. El factor estérico limita mucho el
espacio conformacional accesible a la cadena; debido a esto, 90% de los pares (ϕ,Ψ)
encontrados en las proteínas se localiza dentro de 14% del espacio posible (figura 8-19A).
La glicina tiene como cadena lateral un -H; por lo tanto, las regiones permitidas para este
aminoácido son mucho mayores (figura 8-19B).
 
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Figura 8-17. Esquema de la convención de la IUPAC (International Union of Pure and Applied Chemistry)
utilizada para definir el signo y la magnitud del ángulo de torsión. El ángulo de torsión del enlace B-C describe la
posición relativa de los cuatro átomos mostrados en la figura.
 
 
Figura 8-18. Ángulos de torsión en el esqueleto polipeptídico. El ángulo ϕ está definido por los átomos C-N-Cα-
C, mientras que el Ψ está definido por los átomos N-C-Cα-N.
 
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Figura 8-19. Mapa de Ramachandran. Al determinar la estructura de una proteína, es posible obtener los ángulos
Ψ y ϕ para cada Cα. Algunas regiones del mapa son poco probables debido a impedimentos estéricos; por lo
tanto, la distribución de los pares Ψ y ϕ, en el espacio conformacional no es uniforme. A) La zona sombreada
muestra las regiones permitidas para la poli-L-alanina. Se indican las regiones en donde caen las estructuras
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secundarias de la hélice α , hebras β y la hélice de la colágena (col). B) Debido al volumen reducido de la cadena
lateral de la glicina, los pares Ψ y ϕ permitidos para este aminoácido (región sombreada) son mayores.
 
Estructurasecundaria
La conformación local o estructura secundaria está definida por el patrón de puentes de
hidrógeno de la estructura polipeptídica y el valor de los ángulos ϕ y Ψ.
 
Hélices α
Como se mencionó antes, la estructura polipeptídica contiene aceptores y donadores
potenciales de puentes de hidrógeno. A partir de consideraciones geométricas, Pauling y
Corey predijeron dos conformaciones regulares repetitivas, la hélice α y la hoja (o
lámina) β, capaces de formar puentes de hidrógeno tanto con la amida como con el
carbonilo de otros enlaces peptídicos. Más tarde, ambas fueron encontradas en la
estructura tridimensional de las proteínas. Las hélices α se presentan cuando un grupo de
aminoácidos, contiguos en la secuencia, adopta ángulos de torsión que corresponden al
cuadrante inferior izquierdo en el mapa de Ramachandran (ϕ ≈ –57°, Ψ ≈ –47°) (figura 8-
20A); estos residuos generan una estructura helicoidal repetitiva, en la que se forma un
puente de hidrógeno entre el hidrógeno unido al nitrógeno del aminoácido n y el oxígeno
del carbonilo distante cuatro aminoácidos hacia el extremo amino (n + 4). Vueltas
sucesivas forman un conjunto de puentes de hidrógeno casi paralelos al eje de la hélice
(figura 8-20B). Casi todas las hélices α observadas en las proteínas giran hacia la derecha,
esto es, en el sentido de las manecillas de reloj, debido a que, en el giro hacia la
izquierda, el Cα presenta impedimentos estéricos con el siguiente giro de la hélice. El
grado de enrollamiento de la hélice se describe mediante el número de residuos por vuelta
y el número de átomos comprendido entre los átomos que forman el puente de
hidrógeno. De esta manera, la hélice α es una hélice 3.613 ya que contiene 3.6 residuos
por vuelta y 13 átomos entre el oxígeno y el nitrógeno que forman el puente de
hidrógeno. En las proteínas se observan otros tipos de hélices. La hélice 310 (ϕ ≈ -49°, Ψ
≈ -26°) es más “delgada” que la hélice α (figura 8-21), pues el puente de hidrógeno se
forma entre el N de la amida y el oxígeno que está distante tres aminoácidos hacia el
extremo amino (n + 3). En las proteínas de membrana, las hélices 310 suelen ser
mayores; tal es el caso del sensor de voltaje de los canales de potasio, formado por una
hélice 310. Sólo se han reportado una decena de helices π (4.416).
 
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Figura 8-20. Estructura de la hélice α. A) El esqueleto se representa con listones, y las cadenas laterales, con
barras y esferas. B) Representación del esqueleto polipeptídico y los puentes de hidrógeno.
 
 
Figura 8-21. Comparación de una hélice α (A) y una hélice 310 (B).
 
Hojas β
La otra estructura repetitiva predicha mediante modelos atómicos por Corey y Pauling es
la hoja (o lámina) β, formada por dos o más hebras β. Estas estructuras tienen las
mismas ventajas que las conformaciones helicoidales descritas; es decir, sus ángulos de
torsión se encuentran dentro de las regiones permitidas del mapa de Ramachandran
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(figura 8-19) y los puentes de hidrógeno potenciales están satisfechos. La conformación
adoptada por la estructura es cercana a la extendida por completo. Las hebras β aisladas
no son estables, por lo que sólo se les encuentra formando hojas β (figura 8-22) formadas
por dos o más hebras β paralelas (ϕ ≈ –119°, Ψ≈ 113°) o antiparalelas (ϕ ≈ –139°, Ψ ≈ *
135°) (figura 8-23). En este tipo de estructuras los puentes de hidrógeno se forman entre
elementos distantes de la secuencia.
 
 
Figura 8-22. A) Estructura de una hoja β formada por dos hebras. El esqueleto se representa con listones y las
cadenas laterales, con barras y esferas. B) Representación del esqueleto y los puentes de hidrógeno.
 
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Figura 8-23. Formación de puentes de hidrógeno en las hojas β paralelas y antiparalelas.
 
Estructuras no repetitivas
Hay ciertas conformaciones locales no repetitivas en donde la cadena cambia de manera
abrupta de dirección; estos elementos, conocidos como asas, se encuentran con
frecuencia en la superficie de la molécula, conectando hélices α y hebras β. Existen
varios tipos de asas, uno de los más conocidos son los giros o vueltas β, en los cuales se
forma un puente de hidrógeno entre el C = O del primer residuo y el NH del cuarto
residuo.
 
Estructura terciaria y dominios
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La estructura terciaria de una proteína es determinada por el arreglo de los diferentes
elementos de estructura secundaria en el espacio. Las proteínas globulares se pliegan en
dominios compactos que comprenden entre 40 y 300 aminoácidos. Los aminoácidos
comprendidos en un dominio muestran más interacciones entre ellos que con el resto de
la cadena. Para adoptar una forma compacta, la cadena atraviesa el glóbulo de un lado a
otro en forma de hélices α o hebras β, estos elementos regulares se empaquetan para
formar el interior de la proteína y se conectan en la superficie de la molécula mediante
giros y asas que modifican la dirección de la cadena (figura 8-24). Los dominios se
clasifican en función del tipo de estructura secundaria que contienen (figura 8-25). El
interior de la proteína se forma mediante las interacciones de las cadenas laterales. Los
grupos no polares se empaquetan en el interior, inaccesibles a las moléculas del solvente,
formando el núcleo hidrofóbico de la proteína, mientras que los grupos polares que
permanecen en el interior de la molécula forman puentes de hidrógeno. La superficie de
las proteínas está compuesta por giros, asas y la cara polar de las hélices α y hebras β
anfipáticas (con una cara polar y otra hidrofóbica). Casi todos los grupos cargados de
Arg, Lys, His, Glu y Asp muestran su grupo ionizado en la superficie de la proteína
formando puentes de sal o puentes de hidrógeno, mientras que las regiones no polares de
estas cadenas laterales forman interacciones de van der Waals. A pesar de esta tendencia
a esconder los grupos no polares y exponer a los polares, casi la mitad del área accesible
al solvente está dada por átomos no polares; esto se debe a que incluso los aminoácidos
polares contienen grupos no polares.
 
 
Figura 8-24. Diferentes representaciones de un dominio globular compacto.
 
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Figura 8-25. Clasificación estructural de los dominios de las proteínas.
 
 
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Estructura cuaternaria y formación de complejos
multienzimáticos
Se estima que en E. coli sólo 20% de las proteínas son monoméricas, el resto son
proteínas oligoméricas, esto es, formadas por la asociación no covalente de dos o más
cadenas polipeptídicas, llamadas subunidades. La estructura cuaternaria de dichas
proteínas está dada por el número y la orientación relativa de las subunidades. Los
oligómeros más sencillos y abundantes son los dímeros, formados por dos subunidades
idénticas (homodímeros) (figura 8-26) o diferentes (heterodímeros). También hay
trímeros, tetrámeros y complejos macromoleculares formados por decenas de
subunidades, como las cápsides virales. Las interacciones observadas en las regiones de
contacto entre las subunidades son semejantes a las que se presentan en el interior de los
monómeros. En ellas predominan las interacciones entre grupos no polares, aunque
también se observan puentes de hidrógeno, interacciones entre grupos cargados y
puentes disulfuro.
 
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Figura 8-26. A) Alineamiento múltiple de un segmento de la triosafosfato isomerasa de diversas especies. B)
Árbol filogenético construido a partir de las secuencias mostradas en A. C) Comparación de la estructura
tridimensional de un monómero de la triosafosfato isomerasa de E. coli y H. sapiens.
 
 
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Propiedades dinámicas y fluctuaciones temporales de las
proteínas
Mediante la combinación de varias técnicas espectroscópicas se ha demostrado que las
proteínas son entes dinámicos, que sufren movimientos continuos en escalas de tiempo
variables. Diferentes regiones de la molécula muestran distintosgrados de flexibilidad.
Mientras las cadenas laterales expuestas al solvente tienen movilidad cercana a la de los
aminoácidos libres en solución, el movimiento de los grupos en el interior hidrófobo de la
proteína es más lento, debido a que requiere del movimiento concertado de diferentes
regiones de la molécula. Estas fluctuaciones temporales permiten a las proteínas llevar a
cabo sinfín de funciones.
 
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Evolución molecular y comparación de secuencias
Todos los seres vivos son semejantes a nivel molecular. En este planeta, todos utilizan las
mismas D-ribosas en los ácidos nucleicos y los mismos L-aminoácidos en las proteínas.
Al comparar las capacidades bioquímicas de diferentes especies, se encuentran
semejanzas en los componentes de las vías metabólicas. La estructura primaria de las
proteínas utilizadas para producir metabolitos y transducir energía es semejante en
diferentes especies. La secuencia actual de una proteína particular es el producto de
mutaciones de un gen ancestral. Debido a esto, la misma función se lleva a cabo en
diferentes organismos utilizando proteínas similares con distintas secuencias. La
comparación de secuencias de DNA y proteínas muestra que todos los organismos
conocidos están relacionados y provienen de un ancestro común, que contaba con la
maquinaria molecular necesaria para realizar todas las funciones bioquímicas básicas. Los
componentes esenciales de este organismo, es decir, nucleótidos, aminoácidos, aparato
genético y sistema para sintetizar proteínas, deben haberse iniciado hace unos tres mil
millones de años. Se consideran proteínas homólogas las que provienen del mismo gen
ancestral. A mayor semejanza, mayor el parentesco evolutivo. Se tiene por ejemplo la
enzima glucolítica triosafosfato isomerasa. Esta proteína se ha encontrado en todas las
especies en que se le ha buscado, y en la mayoría de ellas la enzima es un homodímero,
si bien es tetramérica en algunas arqueas y bacterias hipertermófilas. Al alinear la
secuencia de aminoácidos de la triosafosfato isomerasa (TIM) proveniente de diversas
especies, se observan regiones no conservadas; es decir, posiciones en las que diferentes
especies presentan distintos aminoácidos. Existen también posiciones conservadas, en las
que se observan aminoácidos con características químicas semejantes. Por último, hay
posiciones conservadas de forma estricta en los sitios en que se observa el mismo
aminoácido en todas las secuencias analizadas (figura 8-26A). Debido a que el material
genético está expuesto de manera continua a mutaciones, los aminoácidos conservados
son aquellos indispensables para la función o la estructura de la proteína. La similitud en
la secuencia de aminoácidos se utiliza para construir un árbol filogenético, que muestra
las relaciones de ancestría entre diferentes especies (figura 8-26B). Por ejemplo, la TIM
del ser humano y la TIM de chimpancé presentan la misma secuencia, es decir, las dos
moléculas son idénticas. Al comparar la TIM humana con la TIM de especies menos
relacionadas, el número de sustituciones aumenta. La TIM humana difiere en cuatro
aminoácidos de la TIM de conejo, en 86 con respecto a la TIM de mosca y en 142 con
respecto a la TIM de E. coli. Más de 50% de los aminoácidos de la TIM humana son
diferentes de los encontrados en la TIM de E. coli; sin embargo, la estructura
tridimensional de estas proteínas es muy semejante (figura 8-26C). Las relaciones
filogenéticas entre los seres vivos se determinaron en un principio a partir de la
comparación de organismos y el registro fósil; esta información se ha ampliado gracias a
la comparación de secuencias de proteínas y ácidos nucleicos de diferentes especies. El
número de diferencias entre proteínas homólogas provenientes de varias especies está
relacionado con el parentesco evolutivo entre ellas.
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Preguntas de reforzamiento
1 ¿Qué tipo de interacciones determinan la estructura del estado nativo de las proteínas?
2 ¿Cuáles son las metodologías más utilizadas en la purificación de proteínas?
3 ¿Qué niveles de organización es posible observar en la estructura de las proteínas?
4 ¿Qué información es posible obtener mediante el alineamiento de secuencias de proteínas homólogas?
 
Referencias
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