Clonorchis sinensis

Vista previa del material en texto

Figura 34.1. Clonorchis sinensis adulto. 19 mm x 
3,5 mm.
Clonorchis sinensis
(Looss 1907)
 Opisthorchis viverrini
 Opisthorchis felineus
Introducción
Existen tres tremátodos importantes del 
hígado transmitidos por peces y que son de 
importancia para la salud humana; Clonor-
chis sinensis, Opisthorchis viverrini y Opis-
thorchis felineus.1 El Clonorchis sinensis es 
endémico principalmente en China y Corea 
(Norte y Sur), pero se encuentra en otras partes 
del sudeste asiático y se adquiere comiendo 
peces de agua dulce crudos o poco coci-
dos.2 El Opisthorchis viverrini es endémico 
al norte de Tailandia, Vietnam, Camboya y 
Laos, donde también es una de las especies 
principales del tremátodo del hígado, O. fel-
ineus, se puede encontrar en Siberia, pero 
recientemente se ha dado un nuevo foco en 
Italia.1,3,6 La biología, la patogénesis y las 
enfermedades clínicas de las tres especies son 
similares, por lo que en la mayor parte de este 
capítulo C. sinensis se presentará como el 
organismo modelo para los tremátodos hep-
áticos transmitidas por los peces que afectan 
a los seres humanos y en ocasiones las únicas 
diferencias entre Opisthorchis viverrini y O. 
felineus serán mencionados.
C. sinensis tiene numerosos huéspedes de
reservorio, incluyendo perros y gatos. Más de 
25 millones de personas en el Lejano Oriente 
están infectadas con estas infecciones hepáti-
cas transmitidas por peces, y algunos estiman 
que hasta un cuarto de los inmigrantes chinos 
a los Estados Unidos albergan estos tremáto-
dos.2,7 Aproximadamente 10 millones de per-
sonas en el norte de Tailandia están infectadas 
Con O. viverini y 16 millones en la ex Unión 
Soviética con O. felineus.8,9 Se ha identificado 
que estos tremátodos hepáticos son potentes 
inductores de la carcinogénesis y las princi-
pales causas del cáncer de las vías biliares 
(colangiocarcinoma).10,11
Información histórica
En 1875, James McConnell describió un 
tremátodo adulto en un paciente que murió en 
un hospital en Calcuta, India, y Arthur Looss 
lo bautizó C. sinensis en 1907.7,12 En 1887, 
Isao Ijima demostró que C. sinensis infecta 
animales, estableciendo el concepto de los 
huéspedes del reservorio para este parásito.13 
En 1910, Haraujiro Kobayashi identificó a los 
peces de agua dulce como los huéspedes ver-
Parasitic Diseases 6th Ed. Parasites Without Borders wwww.parasiteswithoutborders.com 
Figura 34.4. Huevos de C. sinensis. 30 mm x 15 mm.
tebrados intermedios.14 En 1918, Masatomo 
Muto amplió estos estudios en Japón iden-
tificando a los caracoles del género Buli-
mus como el primer huésped intermedio. Se 
sabe que el género del caracol responsable 
de albergar las etapas intermedias de estos 
tremátodos varía de región a región, con al 
menos ocho especies diferentes ya descritas 
para C. sinensis.16
Ciclo de vida
La infección comienza cuando el huésped 
definitivo ingesta un pez o crustáceo crudo, 
en escabeche, salado, ahumado, congelado 
o poco cocido albergando la metacercaria
(Fig. 34.2).17,18 Existen múltiples especies
de peces de agua dulce que pueden albergar
este parásito y, a estos como tremátodos hep-
áticos transmitidas por peces, se ha descubi-
erto que los crustáceos de agua dulce, como
el camarón, también pueden actuar como
un huésped intermedio.17 La fase larvaria
ingerida se desenquista en el intestino del-
gado y se transforma en un tremátodos inmad-
uro- Los tremátodos entran entonces en el
sistema biliar a través de la ampolla de Vater,
migran hacia arriba del conducto biliar (Fig.
34.3), permaneciendo allí, creciendo hasta la
edad adulta durante de varias semanas.19 El
método de viajar por los conductos biliares
para alcanzar los sitios intrahepáticos en la
vía biliar se contrasta con la migración del
Fasciola hepatica, que penetra en la cápsula 
de Glisson y luego migra a través del parén-
quima hepático antes de terminar en los con-
ductos biliares extrahepáticos.19 El parásito 
maduro (Fig. 34.1) mide 20 mm por 3.5 mm 
y vive en el lumen del conducto biliar, ali-
mentándose del epitelio. Cada parásito puede 
vivir hasta 26 años en el sistema biliar.20 Dado 
que cada gusano tiene órganos reproductores 
tanto masculinos como femeninos, la autofer-
tilización es la norma. Los gusanos por sí 
mismos son capaces de producir huevos sin 
necesidad de encontrar un compañero. La 
producción de huevos sigue a la autofecun-
dación. Los huevos embrionados (Fig. 34.4) 
pasan del conducto biliar común al intestino 
delgado y se excretan con las heces. Estos 
huevos deben llegar al agua dulce para con-
tinuar el ciclo de vida. En las infecciones 
experimentales, los gusanos adultos produ-
Figura 34.2. Metacercaria de C. sinensis, in situ, 
bajo las escamas de una carpa herbívora. 165 mm.
Figura 34.3. Sección histológica de C. sinensis 
adultos en el conducto biliar.
cen 1.000-4.000 huevos al día, y en la infec-
ción humana la producción de huevos es de 
unos 4.000 huevos por día por gusano.21
Los huevos son comidos por el caracol 
huésped intermedio, (en la mayor parte de 
Asia, Parafossarulus spp.), Estimulando 
el eclosión de la miracidium. Las miracidia 
luego penetran en la pared intestinal. Los 
tremátodos sufren un proceso de maduración 
asexual con el desarrollo del esporocisto, 
luego la fase redia, y después cercarias. Las 
cercarias emergen del caracol aproximada-
mente 95 días después.18 La etapa cercarial es 
altamente motil, y cuando se encuentra con un 
huésped apropiado tal como un pez cyprinid, 
enquista bajo las escamas, transformandose 
en metacercaria. El proceso de enquistarse 
también puede ocurrir bajo el exoesqueleto 
de varios crustáceos de agua dulce (por ejem-
plo, cangrejos, cangrejos de río y camarones), 
completando el ciclo de vida.17
Patogenia Celular y Molecular
Los gusanos adultos inducen reacciones 
inflamatorias e osinofílicas d espués d e q ue 
se adhieren al conducto biliar y comienzan a 
alimentarse.22,23 En la infección aguda, estos 
cambios pueden conducir a la pérdida de des-
escamación del epitelio biliar, formación de 
criptas y metaplasia.24,25 C. sinensis provoca 
la producción de anticuerpos IgE específicos 
en el suero y la bilis.26 Las infecciones cróni-
cas por clonorchis e opisthorchis provocan 
reacciones que resultan en la obstrucción 
intermitente del árbol biliar, así como la intro-
ducción de bacterias piógenas en los sitios de 
infección.27 A través de este proceso, la infec-
ción crónica del tremátodo del hígado puede 
resultar en recurrente colangitis ascendente 
y pancreatitis.16,28,31 Con el tiempo, la pres-
encia de estos trématodos transportados por 
los peces en el árbol biliar puede dar lugar a 
cambios metaplásticos escamosos que con-
ducen al colangiocarcinoma.32 Esto es par-
ticularmente cierto en las infecciones por O. 
viverini en Tailandia, que se puede asociar 
con un aumento de 15 veces en el riesgo de 
desarrollar esta forma inusual de cáncer. Un 
porcentaje mucho mayor de pacientes que 
murieron de colangiocarcinoma tenía una 
opistoquiasis coexistente que quienes muri-
eron por otras causas.25 La base molecular de 
la carcinogénesis inducida por helmintos ha 
sido revisada.33
Enfermedad Clínica
Los síntomas observados en pacientes, 
tanto aguda como crónicamente infecta-
dos por estos tremátodos transportados por 
los peces se determinan principalmente por 
la inoculación de metacercarias y la carga 
de gusanos. En las infecciones agudas con 
pocas metacercarias, los pacientes suelen 
ser asintomáticos, mientras que los pacien-
tes infectados con gran número de metacer-
carias pueden presentar dolor y sensibilidad 
abdominal en el cuadrante superior derecho, 
náuseas, diarrea y dolor de cabeza.34 Las 
infecciones crónicas pesadas pueden dar 
lugar a hepatomegalia, dolores y eosinofilia.16 
Las infecciones graves pueden facilitar la 
captura de bacterias piógenas detrás de áreas 
de estrechamiento biliar intrahepático, cau-
sando colangitis ascendente recurrente y pan-
creatitis.16,28,31 Las infeccionesmuy intensas 
pueden conducir a anorexia, caquexia y pér-
dida de peso con fosfatasa alcalina elevada 
pero con niveles normales de transamina-
sas hepáticas. Parece haber una preferencia 
anatómica para el lóbulo izquierdo del hígado 
que se ha explicado por pequeñas diferencias 
en la anatomía que causan que estos parásitos 
favorezcan esta porción del hígado.7 El colan-
giocarcinoma (carcinoma de conducto biliar) 
es una secuela de larga data debido a fibrosis 
crónica e infección. Tiene una alta mortalidad 
en Asia.
Diagnóstico
Cuatro semanas después de la infección 
inicial, los óvulos de estos trématodos trans-
portados por los peces comienzan a liberarse 
en las heces humanas, por lo que el examen 
microscópico de una muestra concentrada 
de heces es la prueba maestra definitiva.7 
En infecciones ligeras los huevos pueden 
ser detectables en muestras concentradas. 
Durante los períodos de obstrucción biliar, 
cuando los pacientes pueden presentarse para 
el cuidado, pueden ser que los huevos no 
sean detectados en las heces.35 Los tremáto-
dos pueden ser detectados por colangiopan-
creatografía retrógrada endoscópica (CPRE). 
También se puede observar la presencia de 
tremátodos en el tracto biliar mediante ultra-
sonido, TC, RM y colangiografía.36,40 Existen 
diversas pruebas serológicas, incluyendo 
Western blot y ELISA, pero no se puede 
distinguir entre infección actual y pasada, y 
pueden hacerse reacciones cruzadas con otras 
infecciones parasitarias.41,42 Se han desar-
rollado pruebas de amplificación de ácidos 
nucleicos (NAAT) tales como las pruebas de 
reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y 
la amplificación isotérmica mediada por bucle 
(LAMP) para mejorar la sensibilidad de la 
detección de huevos en las heces, pero no se 
utilizan rutinariamente en las clínicas donde 
se observa la mayoría de estos casos.43,46
Tratamiento
El praziquantel es el fármaco de elección 
para el tratamiento de Clonorchis sinen-
sis, Opisthorchis viverini y O. felineus.47 El 
albendazol también es eficaz para Clonorchis 
sinensis, pero sólo muestra una eficacia mod-
esta para el tratamiento de Opisthorchis viv-
erini y O. felineus.48,49
Prevención y control
La ingestión de pescado o crustáceos de 
agua dulce contaminados crudos, mal coci-
nados, en escabeche, congelados, salados, 
ahumados o secos es la fuente de infección 
con Clonorchis sinensis y sus parientes cerca-
nos. En muchas partes de Asia es una práctica 
común triturar pescado que contiene metacer-
cariae en una pasta junto con especias y con-
dimentos para producir un plato aproximada-
mente equivalente al ceviche. Este brebaje es 
una fuente principal de infección de la enfer-
medad del hígado. Cocinar a fondo los peces 
y crustáceos contaminados es la manera más 
eficaz de eliminar el parásito de manera indi-
vidual.16 Al menos una forma de carcinoma 
biliar puede prevenirse por cambios en los 
hábitos alimenticios. Las preferencias culi-
narias centenarias en la mayoría de las áreas 
endémicas no permiten esta posibilidad y en 
algunas áreas la ingestión de pescado crudo 
tiene papeles importantes en la tradición cul-
tural, y los contextos religiosos.7 También 
existe un antiguo mito que las especias cali-
entes y el consumo de alcohol junto con el 
pescado crudo es protector, pero no hay evi-
dencia que apoye esta creencia.
El advenimiento de la acuicultura a gran 
escala de la carpa herbívora y los peces rela-
cionados en áreas donde la contaminación 
fecal de los estanques de los huéspedes 
infectados se produce de forma regular, da 
lugar al establecimiento de la infección en 
la población de peces.16,31 El control de estos 
parásitos en los reservorios animales es difícil 
en el mejor de los casos. El sulfato de amonio 
mata los huevos de clonorchis, por lo que 
se recomienda como tratamiento cuando las 
heces humanas se destinan para usarse como 
fertilizantes.
Los molusquicidas, por sí solos, no han 
sido utilizados con éxito para erradicar los 
caracoles como huéspedes intermedios, y hay 
preocupaciones sobre el impacto de su uso en 
el medio ambiente.50 En combinación con el 
drenaje regular de estanques, han sido moder-
adamente eficaces para controlar la infección 
en peces. Mientras se están probando y estu-
References
1. Petney, T. N.; Andrews, R. H.; Saijuntha, W.; Wenz-Mucke, A.; Sithithaworn, P., The zoonotic,
fish-borne liver flukes Clonorchis sinensis, Opisthorchis felineus and Opisthorchis viverrini. Int J
Parasitol 2013, 43 (12-13), 1031-46.
2. Stauffer, W. M.; Sellman, J. S.; Walker, P. F., Biliary liver flukes (Opisthorchiasis and
Clonorchiasis) in immigrants in the United States: often subtle and diagnosed years after arrival.
Journal of travel medicine 2004, 11 (3), 157-9.
3. Sripa, B.; Kaewkes, S.; Intapan, P. M.; Maleewong, W.; Brindley, P. J., Food-borne trematodiases
in Southeast Asia epidemiology, pathology, clinical manifestation and control. Adv Parasitol 2010,
72, 305-50.
4. Kruthong, S.; Lerdverasirikul, P.; R., Opisthorchis viverini infection in rural communities in
northeast Thailand. Trans Med Hyg 1987, 81, 1-414.
5. Giboda, M.; Ditrich, O.; Scholz, T.; Viengsay, T.; Bouaphanh, S., Human Opisthorchis and
Haplorchis infections in Laos. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene
1991, 85 (4), 538-40.
6. Wunderink, H. F.; Rozemeijer, W.; Wever, P. C.; Verweij, J. J.; van Lieshout, L., Foodborne
trematodiasis and Opisthorchis felineus acquired in Italy. Emerg Infect Dis 2014, 20 (1), 154-5.
7. Qian, M. B.; Utzinger, J.; Keiser, J.; Zhou, X. N., Clonorchiasis. Lancet 2015.
8. Schwartz, D. A., Cholangiocarcinoma associated with liver fluke infection: a preventable source of
morbidity in Asian immigrants. The American journal of gastroenterology 1986, 81 (1), 76-9.
9. WHO, Control of food-borne trematode infections: Report of a WHO study group. Report Series
No 849 Organization 1995.
10. Sithithaworn, P.; Yongvanit, P.; Duenngai, K.; Kiatsopit, N.; Pairojkul, C., Roles of liver fluke
infection as risk factor for cholangiocarcinoma. J Hepatobiliary Pancreat Sci 2014, 21 (5), 301-8.
11. Sripa, B.; Brindley, P. J.; Mulvenna, J.; Laha, T.; Smout, M. J.; Mairiang, E.; Bethony, J. M.;
Loukas, A., The tumorigenic liver fluke Opisthorchis viverrini--multiple pathways to cancer.
Trends Parasitol 2012, 28 (10), 395-407.
12. McConnell, J. F. P., Anatomy and pathological relations of a new species of liver fluke. Lancet
1875, 2 271-274.
13. Ijima, I.; J., Notes on Diastoma endemicum. Baelz Sci Imperial Univ Jpn 1887, 1, 47-50.
14. Kobayashi, H., On the life cycle and morphology of Clonorchis sinensis. Centr BakterParasit
InfectKrank 1914, 75, 299-317.
15. Muto, S., On the primary intermediate host of Clonorchis sinensis. Chuo Igakakai Zasshi 1918, 25,
49-52.
16. Lun, Z.-R.; Gasser, R. B.; Lai, D.-H.; Li, A.-X.; Zhu, X.-Q.; Yu, X.-B.; Fang, Y.-Y., Clonorchiasis:
a key foodborne zoonosis in China. The Lancet. Infectious diseases 2005, 5 (1), 31-41.
17. Yang, L. D.; Hu, M.; Gui, A. F., [An epidemiological study on clonorchiasis sinensis in Hubei
Province]. Zhonghua Yu Fang Yi Xue Za Zhi 1994, 28 (4), 225-7.
18. Liang, C.; Hu, X. C.; Lv, Z. Y.; Wu, Z. D.; Yu, X. B.; Xu, J.; Zheng, H. Q., [Experimental
establishment of life cycle of Clonorchis sinensis]. Zhongguo Ji Sheng Chong Xue Yu Ji Sheng
Chong Bing Za Zhi 2009, 27 (2), 148-50.
19. Kim, T. I.; Yoo, W. G.; Kwak, B. K.; Seok, J. W.; Hong, S. J., Tracing of the Bile-chemotactic
migration of juvenile Clonorchis sinensis in rabbits by PET-CT. PLoS Negl Trop Dis 2011, 5 (12),
e1414.
20. Attwood, H. D.; Chou, S. T., The longevity of Clonorchis sinensis. Pathology 1978, 10 (2), 153-6.
21. Kim, J. H.; Choi, M. H.; Bae, Y. M.; Oh, J. K.; Lim, M. K.; Hong, S. T., Correlation between
discharged worms and fecal egg counts in human clonorchiasis. PLoS Negl Trop Dis 2011, 5 (10),
e1339.
22. Sun, T., Pathology and immunology of Clonorchis sinensis infection of the liver. Annals of clinical
and laboratory science 1984,14 (3), 208-15.
23. Yen, C. M.; Chen, E. R.; Hou, M. F.; Chang, J. H., Antibodies of different immunoglobulin
isotypes in serum and bile of patients with clonorchiasis. Annals of tropical medicine and
parasitology 1992, 86 (3), 263-9.
diando las vacunas humanas, también se está 
estudiando y probando una estrategia de vac-
unación dirigida a los peces de agua dulce.51
Theobald Smith, MD (1859-1934)
Smith y Fredrick L. Kilbourne co-descubrieron la causa de la fiebre del 
ganado de Texas, Babesia bigemina, un parásito protozoario relacionado 
con la malaria. También demostraron que la garrapata de la Estrella 
Solitaria (Amblyoma americanum) se transmitía de vaca a vaca. Esto 
marcó la primera vez que un artrópodo fue identificado como un vector 
para una enfermedad infecciosa. Este fecundo hallazgo abrió la puerta 
a una avalancha de descubrimientos similares sobre el papel que juegan 
los artrópodos en la propagación de enfermedades infecciosas.
49. Pungpark, S.; Bunnag, D.; Harinasuta, T., Albendazole in the treatment of opisthorchiasis and
concomitant intestinal helminthic infections. Southeast Asian J Trop Med Public Health 1984, 15
(1), 44-50.
50. Sithithaworn, P.; Andrews, R. H.; Nguyen, V. D.; Wongsaroj, T.; Sinuon, M.; Odermatt, P.; Nawa,
Y.; Liang, S.; Brindley, P. J.; Sripa, B., The current status of opisthorchiasis and clonorchiasis in
the Mekong Basin. Parasitol Int 2012, 61 (1), 10-6.
51. Wang, X.; Chen, W.; Tian, Y.; Mao, Q.; Lv, X.; Shang, M.; Li, X.; Yu, X.; Huang, Y., Surface
display of Clonorchis sinensis enolase on Bacillus subtilis spores potentializes an oral vaccine
candidate. Vaccine 2014, 32 (12), 1338-45.