Ehrlichia chaffeensis, Anaplasma phagocytophilum y otras especies de Ehrlichia

Vista previa del material en texto

Ehrlichia	chaffeensis	(erlichiosis
monocitotrópica	humana),	Anaplasma
phagocytophilum	(anaplasmosis
granulocitotrópica	humana)	y	otras
especies	de	Ehrlichia
Juan	P.	Olano
Muchos	organismos	del	orden	Rickettsiales	representados	en	los	géneros	Ehrlichia,	Anaplasma,	Cowdria
y	Neorickettsia	han	sido	reubicados	recientemente	con	base	en	 información	sobre	dos	secuencias	de
genes	 conservadas	 universalmente	 y	 en	 la	 aplicación	 de	 la	 filogenética	 molecular.	 Los	 criterios
previos	dependían	más	de	atributos	morfológicos,	tropismo	celular	y	similitud	antigénica	para	definir
la	 posición	 taxonómica	 y	 clasificar	 varios	 organismos	 “parecidos	 a	 las	 rickettsias”	 en	 los
correspondientes	géneros	sin	el	beneficio	de	 información	genotípica	que	 la	 sustentara.	En	2001	se
propuso	 una	 nueva	 taxonomía	 para	 el	 género	 Ehrlichia	 usando	 datos	 obtenidos	 de	 dos	 genes
altamente	 conservados,	 rrs	 (genes	 ARN	 ribosómicos	 16S)	 y	 groESL,	 y	 las	 secuencias	 genómicas
completas	de	Ehrlichia	spp.,	y	Anaplasma	spp.,	apoyaron	las	posiciones	taxonómicas	determinadas	por
las	secuencias	de	genes	individuales.[1]	El	género	Ehrlichia	es	ahora	parte	de	una	familia	recién	creada,
Anaplasmataceae,	que	incluye	también	los	géneros	Anaplasma,	Wolbachia	y	Neorickettsia,	pero	permanece
en	el	orden	Rickettsiales.	El	género	incluye	cinco	miembros	aprobados	(E.	canis,	E.	chaffeensis,	E.	muris,
E.	ruminantium	y	E.	ewingii)	que	tienen	al	menos	97,7%	de	similitud	en	las	secuencias	del	ARNr	16S,
con	la	adquisición	de	un	miembro	del	género	Cowdria	(C.	ruminantium).	Seis	miembros	previamente
reconocidos	se	han	reasignado	a	los	géneros	Anaplasma	(E.	phagocytophila,	E.	equi,	E.	platys	y	E.	bovis)	y
Neorickettsia	(E.	sennetsu	y	E.	risticii)	(tabla	174-1).
Microbiología
Hay	tres	patógenos	humanos	reconocidos	en	el	género	Ehrlichia,	incluyendo	E.	chaffeensis,	E.	ewingii	y
E.	 canis	 (tabla	 174-2).	 Los	 casos	 humanos	 de	 infección	 por	E.	 canis	 son	 anecdóticos	 y	 algunos
representan	 infecciones	 mixtas	 con	 E.	 chaffeensis	 (Olano	 y	 McBride,	 datos	 no	 publicados).	 Las
especies	de	Ehrlichia	y	Anaplasma	son	obligatoriamente	intracelulares,	gramnegativas	y	se	colorean	de
azul	oscuro	con	las	tinciones	de	tipo	Romanowsky.[2]	Las	erliquias	residen	en	una	vacuola	intracelular
en	 fagocitos	mononucleares,	delimitada	por	una	membrana	que	 se	deriva	de	 la	 célula	hospedera	 y
forman	 inclusiones	 (mórulas,	 del	 término	 latino	para	mora)	 que	 contienen	 cantidades	 variables	 de
bacteria.[3]	 (figura	 174-1).	 Similarmente,	 A.	 phagocytophilum	 forma	 mórulas	 intracitoplasmáticas
contenidas	 en	 leucocitos	 polimorfonucleares	 neutrófilos,	 que	 también	 son	 células	 diana	 para	 E.
ewingii.	Por	microscopía	electrónica,	las	bacterias	individuales	dentro	de	la	vacuola	aparecen	cocoides
o	polimorfas	y	varían	en	 tamaño	desde	pequeñas	 (0,4	µm),	a	medianas	 (0,7	µm),	grandes	 (1	µm)	y
ocasionalmente	muy	grandes	(2	µm	o	más).[4]	Se	pueden	distinguir	dos	formas	diferentes:	células	de
núcleo	 denso	 y	 células	 reticuladas,	 ambas	 con	 envoltura	 de	 Gramnegativos,	 incluyendo	 una
membrana	 citoplasmática	 y	 una	 membrana	 externa	 (pared	 celular),	 separadas	 por	 un	 espacio
periplásmico	 (figura	174-1).	En	 contraste	 con	 las	 bacterias	 gramnegativas	 de	 vida	 libre,	 no	 se	 han
detectado	peptidoglicano	ni	 lipopolisacárido,	 lo	que	se	puede	explicar	por	 la	revelación	reciente	de
que	los	genes	para	la	síntesis	de	estos	componentes	no	están	presentes	en	el	genoma.[5]	Las	células	de
núcleo	denso	son	usualmente	más	pequeñas	y	más	consistentemente	de	apariencia	cocoide,	con	un
nucleoide	electrodenso	que	ocupa	la	mayor	parte	del	citoplasma.	Por	analogía	con	las	clamidias,	estas
células	se	han	denominado	a	menudo,	en	particular	en	la	literatura	inicial,	como	cuerpos	elementales.
Por	 su	 parte,	 las	 células	 reticuladas	 son	 más	 grandes,	 más	 polimorfas,	 tienen	 un	 nucleoide
filamentoso	 disperso	 y	 los	 ribosomas	 están	 dispersos	 en	 el	 citoplasma.	Algunas	 veces	 se	 habla	 de
cuerpos	intermedios	para	referirse	a	organismos	de	tamaño	y	densidad	electrónica	intermedios.	Las
células	 reticuladas	 se	 multiplican	 por	 fisión	 binaria	 y	 también	 se	 pueden	 observar	 cuerpos
intermedios	 en	 división.	 La	 evidencia	 sugiere	 que	 las	 células	 de	 núcleo	 denso	 son	 las	 formas
infecciosas	del	organismo.[6]
Patogénesis
La	 infección	 por	Ehrlichia	 se	 inicia	 con	 la	 unión	 a	 las	 selectinas	 E	 y	 L	 y	 la	 internalización	 de	 las
formas	 de	 núcleo	 denso	 por	 fagocitos	 mononucleares.[6]	 [7]	 La	 entrada	 implica	 activación	 de	 la
transglutaminasa,	fosforilación	de	PLC-γ2,	tirosina-quinasas	y	señalización	del	calcio,	lo	cual	sugiere
que	 está	 involucrado	 un	 mecanismo	 de	 entrada	 mediado	 por	 receptores.[8]	 La	 caveolina-1	 se	 co-
localiza	 con	 las	 inclusiones	 tempranas	 y	 replicativas;	 la	 ruptura	 de	 estas	 cavéolas	 impide	 la
internalización	de	E.	chaffeensis.[9]	Después	de	la	entrada,	E.	chaffeensis	no	se	fusiona	con	los	lisosomas
y	 esta	 inhibición	 parece	 estar	 relacionada	 con	 la	 actividad	 de	 sistemas	 reguladores	 de	 dos
componentes.[10]	[11]	Durante	la	infección	se	modula	la	transcripción	de	genes	de	la	célula	hospedera
lo	que	afecta	la	expresión	de	varias	citocinas,	receptores	de	tipo	toll	(TLR,	por	la	sigla	en	inglés	de
toll-like	receptors),	factores	de	transcripción,	inhibidores	de	la	apoptosis,	ciclinas	celulares,	proteínas	de
tráfico	de	membrana,	y	la	expresión	del	gen	del	receptor	de	transferrina.[12]	[13]	Se	ha	encontrado	que
algunas	 de	 estas	 proteínas	 efectoras	 de	E.	 chaffeensis	 tienen	 unidades	 repetidas	 en	 tándem	 y	 son
fosforiladas.	Ank	200	se	transloca	al	núcleo	donde	se	une	a	un	segmento	molecular	específico	rico	en
adenina	 y	 a	 elementos	 intrónicos	 alu	 y	 tiene	 por	 lo	 tanto	 el	 potencial	 de	 regular	 los	 procesos	 de
transcripción	en	la	célula	hospedera	eucariota.[14]	[15]
Taxón Nombre
Dominio Bacteria.
Phylum Proteobacteria.
Clase Alfaproteobacteria.
Orden Rickettsiales.
Familia Anaplasmataceae.
Tabla	174-1.	Géneros	Ehrlichia	y	Anaplasma:	genealogía	completa	y	especies	más	comunes.
Géneros
Anaplasma:
•	A.	phagocytophilum.
•	A.	equi.
•	A.	platys.
•	A.	bovis.
Ehrlichia:
•	E.	chaffeensis.
•	E.	ewingii.
•	E.	canis.
•	E.	ruminantium.
•	E.	muris.
Neorickettsia:
•	N.	sennetsu.
•	N.	risticii.
Cowdria.
Wolbachia.
Xenohaliotis.
Aegyptianella.
Figura	174-1.	Microfotografía	electrónica	que	muestra	vacuolas	intracitoplasmáticas	que	contienen	células	de	núcleo
denso	 y	 células	 reticuladas.	En	 las	 células	más	pequeñas,	 de	núcleo	denso,	 se	 ve	un	nucleoide	bien	definido	que
ocupa	la	mayor	parte	del	citoplasma.	Las	células	reticuladas	son	más	grandes	y	menos	electrodensas.
Patógeno Enfermedad Vector Reservorio	principal
Ehrlichia Erliquiosis	monocitotrópica
Tabla	174-2.	Patógenos	humanos	en	la	familia	Anaplasmataceae.
chaffeensis humana	(EMH). Amblyoma	americanum. Venado	de	cola	blanca	(Odocoileus	virginianus).
Anaplasma
phagocytophilum
Anaplasmosis	granulocitotrópica
humana	(AGH). Ixodes	scapularis. Ratón	de	patas	blancas	(Peromyscus	leucopus).
Ehrlichia	ewingii Erliquiosis	humana	ewingii	(EHE) Amblyoma	americanum. Venado	de	cola	blanca	(Odocoileus	virginianus).
La	 carga	 bacteriana	 relativamente	 baja	 en	 la	 sangre	 y	 los	 tejidos	 de	 pacientes	 no
inmunocomprometidos	 con	 EMH	 sugiere	 que	 la	 fisiopatología	 de	 la	 erliquiosis	 puede	 implicar
respuestas	inmunopatológicas	que	en	los	casos	más	graves	se	manifiestan	como	un	síndrome	de	tipo
choque	tóxico.[16]	 [18]	El	primer	modelo	murino	de	erliquiosis	humana	fatal	ha	sido	el	 instrumento
para	 entender	 los	 mecanismos	 de	 dicho	 síndrome	 en	 la	 erliquiosis	 humana	 grave	 y	 fatal.[19]	 Los
ratones	inoculados	con	una	erliquia	(la	de	Ixodes	ovatus	conocida	también	como	IOE,	por	la	sigla	en
inglés	 de	 Ixodes	 ovatus	 Ehrlichia)	 relacionada	 muy	 de	 cerca	 con	 E.	 chaffeensis	 desarrollan	 una
enfermedad	clínica	y	cambios	histopatológicossimilares	a	los	observados	en	pacientes	con	EMH.	Las
infecciones	 letales	por	IOE	se	acompañan	de	niveles	séricos	extremadamente	altos	de	TNF-α,	una
frecuencia	alta	de	células	T	CD8+	esplénicas	productoras	de	TNF-α,	merma	de	 la	proliferación	de
linfocitos	T	CD4+	específicos	para	Ehrlichia,	niveles	bajos	de	IL-12	en	el	bazo	y	una	disminución	de
40	 veces	 en	 el	 número	 de	 células	 Th1	 CD4+	 específicas	 de	 antígeno	 productoras	 de	 IFN-γ.[20]
Además,	 los	 ratones	 carentes	 del	 receptor	 I/II	 para	TNF	 fueron	más	 resistentes	 al	 daño	hepático
inducido	por	 IOE,	pero	 tuvieron	 cargas	 bacterianas	más	 altas.[21]	 Los	 estudios	 histopatológicos	 se
basan	 principalmente	 en	 los	 modelos	 murinos	 disponibles	 para	 estudiar	 tanto	 las	 infecciones
agudamente	 fatales	 como	 las	 crónicas.[19]	 [22]	 [23]	 No	 se	 ha	 hecho	 la	 evaluación	 sistemática	 de	 la
histopatología	humana	debido	a	 la	escasez	de	 tejidos	disponibles	para	 tales	estudios.	Sin	embargo,
con	base	en	modelos	animales	y	en	 los	pocos	estudios	publicados	 sobre	patología	humana,	parece
probable	 que	 las	 lesiones	 patológicas	 en	 los	 diferentes	 órganos	 se	 deban	 en	 su	 mayor	 parte	 a	 la
respuesta	 inmune	 del	 hospedero	 que	 lleva	 a	 la	 presencia	 de	 agregados	 linfohistiocíticos
perivasculares	en	el	hígado,	el	bazo,	 los	pulmones	y	 la	médula	ósea	(figura	174-2	y	174-3).[24]	Otras
lesiones	incluyen	granulomas	mal	formados	en	la	médula	ósea	y	el	hígado	y	neumonitis	 intersticial
(figura	174-4).	Si	es	lo	suficientemente	grave,	esta	última	puede	llevar	a	daño	alveolar	difuso.	En	el
sistema	 nervioso	 central,	 E.	 chaffeensis	 induce	 una	 meningoencefalitis	 con	 presencia	 de	 lesiones
perivasculares	tanto	en	las	meninges	como	en	el	parénquima	cerebral.	Los	infiltrados	celulares	que	se
ven	en	los	órganos	afectados,	incluyendo	las	lesiones	perivasculares,	se	deben,	en	su	mayor	parte,	a	la
inducción	 de	 quimiocinas	 en	 la	 célula	 diana	 por	 las	 glicoproteínas	 de	 la	 erliquia.	Además,	 se	 han
demostrado	respuestas	de	citocinas	tanto	in	vitro	como	in	vivo	que	incluyen	niveles	elevados	de	IL-1β,
IL-6,	IL-8,	TNF-α	e	IFN-γ.[25]	[26]
Figura	174-2.	Parénquima	hepático:	se	observa	un	granuloma	mal	formado	compuesto	principalmente	de	macrófagos
activados	(H	y	E	200X).
Figura	174-3.	Corte	de	pulmón:	se	observan	agregados	de	macrófagos	en	el	intersticio,	engrosamiento	de	los	septos
alveolares	e	infiltrado	de	macrófagos	y	linfocitos	(H	y	E	200X).
Figura	174-4.	Corte	 de	 pulmón:	 se	 observan	 neumonitis	 intersticial	 grave	 e	 infiltrados	 inflamatorios	 perivasculares
prominentes	(H	y	E	100X).
Anaplasma	 phagocytophilum	 se	 une	 a	 la	 superficie	 de	 los	 neutrófilos	 por	 la	 vía	 del	 ligando-1
glicoproteico	 de	 la	 selectina	 fucosilada	 de	 las	 plaquetas	 (PSGL-1.[27]	 y	 posiblemente	 a	 otras
estructuras	de	superficie.	La	adhesina	bacteriana	es	incierta,	pero	probablemente	implica	a	Msp2,	su
principal	 proteína	 inmunodominante.	 La	 unión	 ocurre	 en	 localizaciones	 de	 balsas	 lipídicas	 y,	 al
parecer,	 el	 colesterol	 del	 hospedero	 es	 un	 factor	 crítico.	 Una	 vez	 internalizado,	A.	 phagocytophilum
inhibe	la	maduración	de	la	vacuola	parasitófora,	donde	inserta	proteínas	de	secreción	de	tipo	IV	tales
como	VirB/D4	en	la	membrana	vacuolar	y	secreta	al	menos	un	efector,	AnkA,	en	el	citosol.[28]	[29]	A.
phagocytophilum	altera	 la	función	de	 los	neutrófilos	del	hospedero	por	mecanismos	desconocidos.	El
espectro	 de	 cambios	 incluye:	 disminución	 de	 la	 adherencia	 al	 endotelio	 activado;	 migración
transendotelial	disminuida	de	células;	aumento	de	la	motilidad	al	azar	de	los	neutrófilos;	disminución
de	 la	 respuesta	 antimicrobiana	 (incluyendo	 resistencia	 a	 las	 respuestas	 iniciales	 de	 oxidasa	 de	 los
fagocitos,	 seguida	 por	 expresión	 regulada	 negativamente	 de	 componentes	 proteicos	 clave	 de	 la
oxidasa	 de	 los	 fagocitos	 tales	 como	 RAC2	 Y	 CYBB);	 fagocitosis	 defectuosa;	 degranulación
prolongada	de	mediadores	proinflamatorios	o	quimiocinas	(por	ejemplo,	MMP-9	o	IL-8);	y	retardo
de	 la	 apoptosis	 espontánea.[30]	 [31]	 No	 está	 claro	 cómo	 ocurre	 tal	 variedad	 de	 alteraciones	 en	 la
infección,	 pero	 probablemente	 implican	 interacciones	 efectoras	 bacterianas	 con	 las	 vías	 de
señalización	de	 la	 célula	hospedera	 así	 como	modificaciones	de	 la	 transcripción	del	hospedero.	Es
limitado	 el	 número	 de	 análisis	 patológicos	 de	 la	 infección	 por	A.	 phagocytophilum,	 pero	 apoyan	 la
naturaleza	 inflamatoria	 sistémica	 de	 la	 enfermedad.[32]	 [33]	 Es	 interesante	 que	 no	 se	 demuestra
ninguna	 correlación	 entre	 la	 carga	bacteriana	 tisular	 y	 la	 gravedad	histopatológica,	 lo	 cual	 sugiere
que	A.	phagocytophilum	solo	puede	desencadenar	un	proceso	inflamatorio.	Esto	lo	apoyan	estudios	en
modelos	 murinos	 en	 los	 que	 las	 lesiones	 histopatológicas	 no	 ocurren	 en	 ratones	 con	 el	 gen	 del
interferón	gamma	(IFN-γ)	bloqueado,	que	desarrollan	aumentos	de	siete	veces	en	la	carga	tisular	de
A.	phagocytophilum.[34]	Por	consiguiente,	mientras	el	 IFN-γ	es	 crítico	para	 el	 control	de	 la	 infección,
también	 es	 probablemente	 el	 principal	 determinante	 de	 la	 inflamación	 que	 oculta	 la	 anaplasmosis
granulocitotrópica	 humana	 (AGH).	 El	 principal	 blanco	 de	 la	 infección	 por	A.	 phagocytophilum,	 el
neutrófilo,	circula	por	todo	el	torrente	sanguíneo,	alojándose	ocasionalmente	en	los	lechos	tisulares
del	hígado,	el	bazo	y	la	médula	ósea	o	moviéndose	lentamente	en	ellos.	Esta	distribución	refleja	muy
de	cerca	 la	 anatomía	de	 las	 lesiones	 inflamatorias	que	en	gran	medida	 se	 componen	de	 infiltrados
focales	parenquimatosos	o	linfohistiocíticos	perivasculares.[35]	Las	lesiones	son	más	evidentes	en	los
lóbulos	 hepáticos,	 donde	 pueden	 asociarse	 con	 células	 individuales	 apoptóticas,	 presumiblemente
hepatocitos.	Los	ganglios	linfáticos	demuestran	ocasionalmente	hiperplasia	paracortical	significativa,
compatible	 con	 la	 expansión	 de	 los	 linfocitos	 T	 y	 la	 respuesta	 inmune	 celular	 al	 patógeno
intracelular.[36]	 A	 pesar	 de	 la	 observación	 frecuente	 de	 leucopenia,	 trombocitopenia	 e	 incluso
pancitopenia,	las	biopsias	de	médula	ósea	generalmente	son	normocelulares	o	hipercelulares,	dándole
soporte	al	concepto	del	consumo	o	la	destrucción	en	la	periferia	en	vez	de	la	supresión	medular.	A
pesar	 de	 esta	 evidencia,	 en	 la	 mayoría	 de	 los	 pacientes	 se	 encuentran	 muy	 pocos	 neutrófilos
infectados	 para	 explicar	 la	 leucopenia	 sobre	 la	 base	 de	 citolisis	 mediada	 por	 bacterias,	 y	 ni	 las
plaquetas	ni	 los	eritrocitos	son	significativamente	competentes	para	 la	 infección.	La	mayoría	de	 las
lesiones	carecen	de	células	 infectadas,	y	en	 los	modelos	murinos	 la	gravedad	histopatológica	no	se
correlaciona	 con	 la	 carga	 bacteriana,	 lo	 que	 es	 una	 evidencia	 de	 un	 desencadenante
inmunopatológico	 para	 la	 respuesta	 proinflamatoria.	 A.	 phagocytophilum	 carece	 de	 patrones
moleculares	 asociados	 a	 la	 bacteria	 de	 tipo	 lipopolisacárido	 y	 peptidoglicano.	 Sin	 embargo,	 la
respuesta	 proinflamatoria	 a	 la	 bacteria	 entre	 los	 fagocitos	mononucleares	 aislados	mediada	 por	 el
receptor-2	tipo	toll	(TLR-2)	y	las	respuestas	mitógenas	de	linfocitos	T	vírgenes	a	los	lípidos	polares
de	la	membrana	bacteriana	sugieren	que	un	componente	específico	de	la	bacteria	puede	ser	un	factor
importante	 en	 promover	 la	 inflamación	 y	 la	 enfermedad.	 Con	 frecuencia	 se	 observan	 fagocitos
mononucleares	hemofagocíticos,	y	la	activación	de	los	macrófagos	en	la	AGH	se	correlaciona	con	la
gravedad	de	 la	enfermedad,	 lo	cual	 sugiere	que	 los	macrófagos	 fijos	 juegan	un	papel	central	 en	 la
inmunopatogénesis.[33]
Epidemiología
Entre	2003	y	2008,	los	CDC	(Centers	for	Disease	Control	and	Prevention)	habían	informado	un	total	de
3.408	casos	de	EMH	(vigilancia	pasiva).	El	primer	caso	de	EMH	ocurrió	en	1986.[37]	Sin	embargo,
tanto	 la	 incidencia	 como	 la	 prevalencia	 están	 muy	 probablementesubestimadas	 puesto	 que	 los
estudios	de	vigilancia	activa	llevados	a	cabo	en	áreas	endémicas	para	EMH	en	Missouri,	Tennessee	y
Georgia	han	revelado	una	incidencia	10-100	veces	más	alta	que	la	informada	por	vigilancia	pasiva.[16]
[17]	[38]	[39]	[40]	La	EMH	es	una	enfermedad	estacional;	la	mayoría	de	los	casos	informados	ocurren	en
primavera	y	verano	que	coinciden	con	la	mayor	actividad	de	las	garrapatas,	aunque	pueden	ocurrir
casos	 en	 el	 otoño	 en	 latitudes	más	 sureñas.	 La	 distribución	 geográfica	 de	 la	EMH	 sigue	 la	 de	 su
vector	Amblyomma	americanum,	la	garrapata	de	la	estrella	solitaria	(lone	star	tick).[41]	[42]	que	empieza	en
el	centro-occidente	de	Texas	y	 sigue	hacia	el	oriente	a	 lo	 largo	de	 la	costa	del	golfo	de	México,	al
norte	por	Oklahoma	y	Missouri,	al	oriente	a	la	región	de	la	costa	atlántica,	al	noreste	a	través	de	New
Jersey,	 y	 abarca	 todos	 los	 estados	 sur-centrales,	 surorientales	 y	medios	 del	 Atlántico.	 El	 principal
reservorio	 zoonótico	 es	 el	 venado	 de	 cola	 blanca	 (Odocoileus	 virginianus),	 pero	 otros	 reservorios
potencialmente	 importantes	 están	 infectados	 en	 forma	natural	 con	E.	 chaffeensis	 incluyendo	 cabras,
perros	domésticos	y	coyotes.[3]	[18]	[42]	Los	estados	con	más	alta	incidencia	incluyen	Arkansas,	Carolina
del	Norte,	Missouri,	Oklahoma,	Tennessee	 y	Maryland.[43]	 Por	 fuera	 de	 los	Estados	Unidos,	 se	 ha
descrito	EMH	en	Camerún	donde	la	confirmación	del	diagnóstico	se	basó	en	la	detección	por	PCR
del	ADN	de	E.	chaffeensis	de	pacientes	y	perros	enfermos.[44]	[45]	E.	chaffeensis	se	ha	encontrado	en	5%
a	 15%	 de	 las	 garrapatas	A.	 americanum	 recolectadas	 de	 áreas	 endémicas	 en	 el	 oriente	 de	 Estados
Unidos,	y	se	ha	detectado	en	garrapatas	recogidas	al	menos	de	15	estados.[46]	[47]	No	se	ha	aislado	E.
chaffeensis	por	fuera	de	los	Estados	Unidos,	y	la	única	garrapata	vectora	comprobada	está	restringida	a
Norteamérica,	pero	E.	chaffeensis	o	una	especie	de	erliquia	estrechamente	relacionada	con	ella	se	ha
detectado	en	otras	especies	de	garrapatas	localizadas	en	otras	regiones	del	mundo,	incluyendo	Rusia,
Corea,	 Tailandia	 y	 China.[48]	 [49]	 Las	 infecciones	 humanas	 por	 E.	 chaffeensis	 o	 por	 erliquias
antigénicamente	relacionadas	se	han	informado	en	Europa,	Asia,	Suramérica	y	África.	Los	informes
de	EMH	de	otros	 países	 se	 basan	 en	 estudios	 serológicos	 y	 por	 lo	 tanto	no	 se	 pueden	 confirmar
como	casos	de	esta	enfermedad.
El	primer	caso	de	AGH	fue	descrito	en	Estados	Unidos	en	199.[50]	bajo	el	nombre	de	erliquiosis
granulocítica	 humana	 debido	 a	 las	 inclusiones	 intracitoplasmáticas	 presentes	 en	 los	 neutrófilos,
semejante	 a	 las	 descritas	 en	 la	 EMH.	 Las	 garrapatas	 del	 complejo	 Ixodes	 persulcatus	 sirven	 como
vectores	competentes	para	A.	phagocytophilum.[51]	Otros	patógenos	humanos	también	los	transmite	el
mismo	 vector	 incluyendo	Borrelia	 burgdorferi	 (el	 agente	 de	 la	 borreliosis	 de	 Lyme)	 y	Babesia	 microti
(causa	 de	 la	 babesiosis).[52]	 [53]	 Entonces,	 podrían	 ocurrir	 infecciones	 secuenciales	 o	 simultáneas
causadas	por	múltiples	patógenos	humanos	después	de	una	o	muchas	picaduras	de	garrapatas,	y	los
médicos	que	diagnostican	y	 tratan	pacientes	con	AGH	siempre	deben	considerar	 la	posibilidad	de
infección	simultánea	por	otros	agentes	transmitidos	por	garrapatas.	La	AGH	es	una	zoonosis,	puesto
que	el	ciclo	de	vida	de	A.	phagocytophilum	 incluye	hospederos	 tanto	vertebrados	no	humanos	como
invertebrados.	 Las	 garrapatas	 vectoras	 en	 sus	 hábitats	 endémicos	 en	Norteamérica	 incluyen	 Ixodes
scapularis	en	las	regiones	nororientales	y	medio-occidentales	altas	en	los	Estados	Unidos,	e	I.	pacificus	a
lo	largo	de	la	parte	norte	de	la	costa	del	Pacífico.	La	mayoría	de	los	casos	de	AGH	los	informan	de
los	 estados	 del	 alto	Medio-oeste	 y	 del	 noreste	 de	 Estados	 Unidos,	 superpuestos	 con	 las	 regiones
endémicas	para	 las	especies	de	garrapatas	Ixodes.[43]	[54]	Los	CDC	registraron	más	de	3.637	casos	de
AGH	en	los	Estados	Unidos	entre	2003	y	2008.[55]	probablemente	esto	es	una	gran	subestimación	de
la	verdadera	carga	infecciosa.	La	vigilancia	activa	en	Connecticut	y	el	alto	Medio-oeste	ha	mostrado
que	 la	 incidencia	 fluctúa	 de	 24	 a	 58	 casos	 por	 100.000	 habitantes.[56]	 La	 AGH	 también	 se	 ha
identificado	 en	 un	 número	 limitado	 de	 pacientes	 europeos	 después	 de	 una	 picadura	 de	 garrapata
(Ixodes	 persulcatus	 es	 el	 principal	 vector	 en	 Europa),	 incluyendo	 pacientes	 de	 Bélgica,	 Croacia,
Holanda,	Noruega,	Polonia,	Suiza,	España,	Francia,	Alemania	y	Suecia.[55]	La	seroprevalencia	varía
directamente	con	la	edad,	y	ello	sugiere	que	el	principal	factor	de	riesgo	para	contraer	la	AGH	es	la
duración	 de	 la	 residencia	 en	 áreas	 endémicas.	 La	mayoría	 de	 los	 casos	 de	AGH	 se	 desarrollan	 en
individuos	expuestos	a	garrapatas	 Ixodes	o	picados	por	ellas.	Otras	 rutas	potenciales	de	exposición
incluyen	 transfusiones	 de	 sangre,	 la	 vía	 transplacentaria	 y	 carnear	 venados	 (durante	 la	 estación	 de
caza).[57]	 [58]	El	 ratón	de	patas	 blancas	 (Peromyscus	 leucopus),	 el	 ratón	 venado	 (P.	 maniculatus)	 y	 otros
roedores	pequeños	son	reservorios	importantes	de	A.	phagocytophilum	que	reside	en	garrapatas	Ixodes
inmaduras	 en	 Norteamérica.[59]	 A	 diferencia	 de	 la	 situación	 en	 venados	 y	 algunos	 mamíferos
pequeños,	la	infección	por	A.	phagocytophilum	y	Ehrlichia	chaffeensis	en	humanos	es	de	corta	duración	y
no	persiste;	por	lo	tanto,	los	seres	humanos	son	hospederos	terminales.
La	erliquiosis	humana	ewingii	(EHE)	fue	descrita	en	Missouri	en	1999.[60]	El	agente	causal	no	ha
podido	 ser	 aislado	 en	 cultivo	 y	 el	 diagnóstico	 se	 estableció	 por	 amplificación	 por	 PCR	 y
secuenciación	de	ADN.	Casi	todos	los	casos	descritos	hasta	la	fecha,	que	son	aproximadamente	10,
ocurrieron	en	pacientes	 inmunocomprometidos,	ninguno	de	los	cuales	murió	de	la	 infección.[61]	 [62]
Al	parecer,	E.	 ewingii	 es	menos	virulenta	que	E.	 chaffeensis	 que	 ha	 sido	 responsable	 de	 infecciones
abrumadoras	 en	 pacientes	 inmunocomprometidos.	 La	 garrapata	 vectora	 y	 el	 hospedero	 zoonótico
son	los	mismos	que	para	E.	chaffeensis	y	por	lo	tanto	la	distribución	geográfica	es	similar.	E.	 ewingii
fue	 descrita	 primero	 como	 patógeno	 veterinario	 en	 1992	 responsable	 de	 casos	 de	 erliquiosis
granulocítica	canina.[63]	En	seres	humanos,	la	célula	diana	también	es	el	polimorfonuclear	neutrófilo.
Inmunidad
La	 mayoría	 de	 los	 pacientes	 adquieren	 la	 AGH	 y	 la	 EMH	 en	 la	 región	 geográfica	 donde	 viven,
trabajan	 o	 se	 recrean.[17]	 [38]	 [64]	 [65]	 [66]	 Por	 lo	 tanto,	 es	 razonable	 asumir	 que	 dichos	 individuos
permanecen	en	riesgo	de	futuras	picadas	de	garrapatas	infectadas	y	tienen	el	potencial	de	reinfección
por	los	agentes	causales	de	AGH	o	EMH.	No	obstante,	solo	se	sabe	de	un	paciente	que	se	 infectó
más	de	una	vez	con	A.	phagocytophilum.[67]	Aunque	no	ha	sido	probado,	es	posible	que	los	pacientes
que	desarrollan	y	mantienen	títulos	altos	de	anticuerpos	contra	A.	phagocytophilum	y	E.	chaffeensis	estén
protegidos	contra	la	reinfección	después	de	otras	picaduras	de	garrapatas.	Los	títulos	de	anticuerpos
permanecen	elevados	en	promedio	de	12-18	meses	después	de	que	se	han	resuelto	la	AGH	y	la	EMH.
[68]	Sin	embargo,	algunos	seres	humanos	 infectados	han	mantenido	 títulos	elevados	de	anticuerpos
hasta	por	tres	años	después	de	la	infección.[33]	Se	desconoce	si	infecciones	previas	de	seres	humanos
llevan	a	memoria	inmunológica	y	a	una	ulterior	respuesta	inmune	anamnésica	protectora	al	volver	a
tener	contacto	con	E.	chaffeensis	o	A.	phagocytophilum.	No	se	dispone	en	la	actualidad	de	vacunas	que
prevengan	la	anaplasmosis	granulocítica	veterinaria	o	la	erliquiosis	monocítica.
Manifestaciones	clínicas
La	 EMH	 se	 diagnostica	 más	 a	 menudo	 en	 hombres	 (>2:1),	 en	 personas	 mayores	 de	 40	 años,	 la
mayoría	 (más	 de	 80%)	 informan	 una	 picadura	 de	 garrapata,	 y	 los	 brotes	 de	EMH	 se	 asocian	 con
actividadesrecreativas	u	ocupacionales.	La	fijación	de	la	garrapata	tiene	que	durar	24-48	horas	antes
de	 que	 pueda	 ocurrir	 la	 enfermedad.	 La	 EMH	 se	 presenta	 como	 una	 enfermedad	 más	 grave	 en
pacientes	mayores	de	60	años	y	en	individuos	inmunocomprometidos	incluyendo	los	de	VIH/sida	en
quienes	 pueden	 aparecer	 complicaciones	 graves	 como	 el	 síndrome	 de	 dificultad	 respiratoria	 del
adulto,	 necrosis	 tubular	 aguda,	 choque	 y	 afectación	 del	 sistema	 nervioso	 central.	 Otro	 factor	 de
riesgo	para	enfermedad	grave	en	pacientes	VIH/sida	es	la	ingestión	de	sulfas:	se	ha	informado	que
agravan	la	erliquiosis.
La	EMH	se	manifiesta	como	una	enfermedad	febril	indiferenciada	una	a	tres	semanas	después	de	la
picadura	de	una	garrapata	infectada.	Los	hallazgos	clínicos	más	frecuentes	informados	en	cualquier
momento	durante	la	enfermedad	aguda	son:	fiebre,	malestar,	cefalea,	mareo,	escalofrío	y	mialgias	(ver
tabla	174-3	para	una	descripción	completa	de	las	manifestaciones	clínicas	de	la	EMH).[16]	[17]	[18]	[38]	[39]
[68]	 [69]	 [70]	 [71]	 [72]	 Los	 pacientes	 con	 EHE	 presentan	 una	 enfermedad	 más	 leve	 con	 pocas
complicaciones.	Una	gran	mayoría	de	estos	pacientes	son	inmunocomprometidos,	lo	que	sugiere	aún
más	que	E.	ewingii	es	menos	patogénica.[62]
Las	anormalidades	hematológicas	y	bioquímicas	usualmente	incluyen	leucopenia,	trombocitopenia,
anemia,	transaminasas	séricas	ligeramente	elevadas	e	hiponatremia.[16]	[18]	[38]	[68]	Durante	la	segunda	y
tercera	 semanas	 de	 la	 enfermedad	 a	menudo	 se	 ve	 en	 los	 pacientes	 una	marcada	 linfocitosis	 con
predominio	de	 las	 células	T	γ/δ.[73]	Una	proporción	 alta	de	pacientes	 inmunocompetentes	 (41%	a
62%)	e	inmunocomprometidos	(86%)	requieren	hospitalización	y	las	demoras	en	el	tratamiento	con
antibióticos	se	asocian	con	más	complicaciones	pulmonares,	aumento	de	la	frecuencia	de	traslado	a	la
unidad	de	cuidados	intensivos	y	mayor	duración	de	la	enfermedad.[16]	[17]	[38]	La	tasa	de	fatalidad	de	la
EMH	se	calcula	en	el	3%,	y	la	enfermedad	fatal	se	describe	más	a	menudo	en	los	pacientes	de	más
edad	 y	 en	 los	 debilitados	 por	 enfermedades	 subyacentes	 o	 por	 inmunodeficiencia.[16]	 [17]	 [18]	 Los
pacientes	inmunocomprometidos	(personas	infectadas	con	el	virus	de	la	inmunodeficiencia	humana,
receptores	de	trasplantes,	pacientes	tratados	con	corticosteroides)	tienen	un	riesgo	alto	de	infecciones
abrumadoras	que	no	se	observan	 típicamente	en	 los	 individuos	 inmunocompetentes	y	que	pueden
ser	fatales.[62]	No	se	han	informado	muertes	como	resultado	de	la	infección	por	E.	ewingii.
Rasgo	clínico Eng	et	al Fishbein	et	al Everett	el	al Schutze	et	al* Olano	et	al Olano	et	al
Fiebre 100 97 100 100 95*** 100
Malestar/debilidad 61 84 30 NR NR 38
Escalofríos/temblores 65 61 73 NR NR 45
Cefalea 77 81 63 25 NR 72
Mialgia 53 68 43 58 NR 69
Artralgia 28 41 33 NR NR 69
Anorexia 50 66 27 NR NR NR
Náuseas 54 48 50 NR NR 38
Vómito 49 37 27 25 NR 38
Diarrea 38 24 10 25 NR 10
Diaforesis 21 53 NR 17 NR NR
Dolor	abdominal 23 21 10 17 27 7
Tos 39 26 <10 17 NR 24
Faringitis 33 25 NR 17 NR 21
Exantema 47 36 20 67 17 21
Confusión 29 20 20 8** 22 21
Fotofobia 11 NR 13 NR 27 NR
Estupor NR NR NR NR 7 NR
Coma NR NR NR NR 2 NR
Convulsiones NR NR NR NR 2 NR
Linfadenopatía 26 25 NR NR 29 NR
Ictericia 15 NR NR NR NR NR
Disnea 23 NR <10 NR NR NR
Hepatomegalia 15 NR <10 25 2 NR
Esplenomegalia 15 NR NR 25 2 NR
*	Esta	serie	solo	incluye	casos	pediátricos	(n	=	12).	Otros	signos	y	síntomas	informados	fueron:	ojos	abotagados,	soplo	y	deshidratación.
**	Descrito	como	irritable	o	combativo,	más	bien	que	confusión.
***	En	esta	serie	el	malestar	y	la	cefalea	usualmente	acompañaron	a	la	fiebre.
Los	 pacientes	 con	 AGH	 a	menudo	 consultan	 por	 una	 enfermedad	 febril	 inespecífica.	 El	 rango
clínico	 de	 la	 AGH	 abarca	 desde	 la	 infección	 asintomática	 a	 la	 enfermedad	 fatal;	 hay	 correlación
directa	entre	la	edad	del	paciente	y/o	las	enfermedades	asociadas	y	la	gravedad.[74]	La	mayoría	de	los
pacientes	sintomáticos	informan	exposición	a	garrapatas	una	a	dos	semanas	antes	del	comienzo	de	la
enfermedad	y	a	menudo	se	quejan	de	escalofríos	que	los	sacuden,	mialgia	y	cefalea	(tabla	174-4).[54]
[64]	 [66]	 [75]	 [76]	 La	AGH	puede	 ser	 grave,	 casi	 la	mitad	 de	 los	 pacientes	 requieren	 hospitalización	 y
hasta	 17%	 tienen	 que	 ser	 admitidos	 a	 una	 unidad	 de	 cuidado	 intensivo.	 Aun	 cuando	 muchos
pacientes	consultan	por	cefalea	 intensa,	que	motiva	 la	punción	 lumbar,	el	resultado	del	análisis	del
líquido	cefalorraquídeo	usualmente	no	es	llamativo.	Pueden	ocurrir	infecciones	oportunistas	graves
en	 pacientes	 inmunocomprometidos	 durante	 el	 curso	 de	 la	 AGH,	 y	 se	 describen	 casos	 fatales	 de
esofagitis	 por	 herpes	 simplex,	 neumonitis/esofagitis	 por	Candida	 albicans	 y	 aspergilosis	 pulmonar
invasiva.[76]	[77]	[78]	Aun	cuanto	la	tasa	de	fatalidad	es	menor	del	1%,	pueden	ocurrir	complicaciones
significativas,	que	 incluyen	un	síndrome	séptico	o	de	 tipo	choque	 tóxico,	 insuficiencia	 respiratoria,
infecciones	oportunistas	invasivas	tanto	por	virus	como	por	hongos,	rabdomiolisis,	pancarditis,	falla
renal	 aguda,	 hemorragia	 y	 enfermedades	 neurológicas	 tales	 como	 plexopatía	 braquial	 y
Tabla	174-3.	Principales	signos	y	síntomas	informados	en	diferentes	series	publicadas	de	erliquiosis	monocitotrópica
humana	(EMH).
polineuropatía	desmielinizante.
Diagnóstico	(tabla	174-5)
La	 EMH	 es	 una	 enfermedad	 grave	 y	 potencialmente	 fatal	 que	 por	 lo	 general	 se	 diagnostica
empíricamente	con	base	en	los	hallazgos	clínicos	y	los	indicios	obtenidos	en	la	historia	médica	tales
como	 el	 antecedente	 de	 la	 picadura	 de	 garrapata	 y	 de	 actividades	 al	 aire	 libre.	 Sin	 embargo,	 son
necesarias	pruebas	específicas	de	laboratorio	para	confirmar	el	diagnóstico.	El	diagnóstico	inicial	de
erliquiosis	se	puede	sospechar	con	base	en	hallazgos	bioquímicos	y	hematológicos	inespecíficos.	La
pancitopenia	es	un	hallazgo	de	laboratorio	característico	de	la	EMH	al	comienzo	de	la	enfermedad.
[17]	 [18]	 [38]	La	 anemia	ocurre	 en	 las	dos	primeras	 semanas	de	 la	 enfermedad	y	 afecta	 al	 50%	de	 los
pacientes.	 Se	 observa	 leucopenia	 leve	 a	 moderada	 que	 afecta	 principalmente	 a	 la	 población	 de
linfocitos	 aproximadamente	 en	 60%-70%	 de	 los	 pacientes	 durante	 la	 primera	 semana	 de	 la
enfermedad.	Se	han	informado	linfocitos	atípicos	en	pacientes	con	erliquiosis.[73]	La	trombocitopenia
marcada	 también	 es	 un	 hallazgo	 común	 en	 la	 EMH:	 usualmente	 se	 detecta	 en	 70%-90%	 de	 los
pacientes	durante	 la	enfermedad.[33]	 [55]	 [79]	Aproximadamente	 en	 90%	de	 los	 pacientes	 se	 detectan
niveles	 leve	 o	 moderadamente	 elevados	 de	 transaminasas	 hepáticas,	 asociados	 con	 niveles
aumentados	de	fosfatasa	alcalina	y	bilirrubina	en	algunos	pacientes.	Hasta	en	el	50%	de	los	pacientes
adultos	 y	 70%	 de	 los	 pacientes	 pediátricos	 se	 ha	 informado	 hiponatremia	 leve	 a	 moderada.	 El
examen	 de	 frotis	 de	 sangre	 periférica	 teñidos	 con	 Giemsa	 o	 Wright	 revela	 las	 mórulas
intracitoplasmáticas	típicas	en	los	monocitos	en	menos	de	2%	hasta	38%	de	los	pacientes.[55]
En	 la	 actualidad	 se	 considera	 que	 el	 estudio	 serológico	 por	 inmunofluorescencia	 (IFA)	 es	 el
estándar	de	oro	para	EMH.[80]	E.	ewingii	no	ha	sido	cultivada	in	vitro,	y	el	diagnóstico	serológico	se	ha
hecho	con	antígenos	de	E.	chaffeensis,	pero	se	desconoce	la	confiabilidad	de	este	procedimiento.	Uno
de	 los	principales	problemas	de	 la	IFA	son	 los	antígenos	de	reacción	cruzada	compartidos	por	 las
erliquias	 patógenas	 y	 con	 antígenos	 inmunorreactivos	 conservados	 en	 otras	 bacterias.	 La
caracterización	molecular	y	el	mapeo	de	epítopes	de	las	proteínas	inmunorreactivas	principales	de	E.
chaffeensis	y	E.	 ewingii	 han	dado	nuevas	oportunidades	 de	mejorar	 sustancialmente	 la	 sensibilidad	 y
especificidad	 de	 las	 pruebas	 serológicas	 para	 EMH	 y	 EHE.	 Péptidos	 que	 contienen	 epítopes
principales	 de	 las	 proteínas	 TRP120	 y	 TRP32de	 E.	 chaffeensis	 pueden	 proveer	 diagnósticos
serológicos	 sensibles	 y	 específicos	 y	 se	 pueden	 utilizar	 en	 formatos	 de	 ensayo	 en	 fase	 sólida	 que
permiten	tamización	de	alto	rendimiento.[81]	[82]
Los	 sueros	 pareados	 recogidos	 con	 un	 intervalo	 de	 tres	 a	 seis	 semanas	 son	 los	 especímenes
preferidos	para	la	evaluación	serológica	de	la	EMH.	Un	solo	título	de	anticuerpos	IgG	de	al	menos
1:256;	la	seroconversión	de	los	anticuerpos	de	negativos	a	positivos	(con	un	título	mínimo	de	1:64)	y
un	 aumento	 cuádruple	 en	 el	 título	 durante	 la	 convalecencia	 son	 indicativos	 de	 EMH	 cuando	 se
comparan	 las	muestras	 de	 suero	de	 las	 fases	 aguda	 y	 convaleciente.[79]	 [80]	 Los	 ensayos	 serológicos
tienen	 limitaciones	 que,	 en	 el	 caso	 de	 la	 EMH,	 pueden	 tener	 una	 consecuencia	 directa	 sobre	 el
desenlace	 de	 la	 enfermedad	 del	 paciente	 debido	 a	 demoras	 en	 la	 administración	 de	 la	 terapia
apropiada.	Los	pacientes	 tratados	 en	 la	 primera	 semana	de	 la	 enfermedad,	 antes	 del	 desarrollo	 de
anticuerpos,	 tienen	desenlaces	más	 favorables	 y	menos	probabilidad	de	desarrollar	manifestaciones
graves	de	la	enfermedad.
Síntoma	o	signo
Todos Todos Norteamérica Norteamérica Europa Europa
%	medio n %	medio n %	medio n
Tabla	 174-4.	 Principales	 signos	 y	 síntomas	 de	 anaplasmosis	 granulocitotrópica	 humana	 informados	 en	 series	 de
casos	europeos	y	norteamericanos.
Fiebre 93 521 92 448 99 73
Mialgia 77 516 79 448 66 68
Cefalea 76 385 71 316 95 69
Malestar 94 288 96 271 53 17
Náuseas 38 258 36 207 47 51
Vómito 26 90 34 41 19 49
Diarrea 16 95 22 41 11 54
Tos 18 260 22 207 10 53
Artralgias 46 504 47 448 41 56
Exantema 6 357 6 289 5 68
Rigidez	de	nuca 21 24 22 18 17 6
Confusión 17 211 17 207 0 4
Infortunadamente,	 la	 mayoría	 de	 los	 pacientes	 buscan	 atención	 médica	 cuatro	 días	 después	 de
haber	 comenzado	 la	 enfermedad;	 por	 ello	 una	 proporción	 alta	 (67%)	 de	 aquellos	 con	 EMH	 se
pueden	pasar	por	alto,	porque	la	mayoría	no	tienen	anticuerpos	IgG	durante	la	primera	semana,	y	la
IgM	 no	 mejora	 significativamente	 la	 sensibilidad	 del	 diagnóstico	 clínico.	 Además,	 las	 pruebas
serológicas	tienen	una	tasa	alta	de	falsos	positivos	debido	a	la	presencia	de	anticuerpos	de	reacción
cruzada	inducidos	por	antígenos	compartidos	por	diferentes	especies	de	Ehrlichia	y	Anaplasma.	Esta
reactividad	 serológica	 cruzada	 interfiere	 con	 la	 certeza	 del	 diagnóstico	 del	 agente	 etiológico	 de	 la
enfermedad.	El	inmunoblot	de	proteínas	puede	ser	útil	para	clasificar	los	casos	indeterminados,	pero
es	un	procedimiento	largo	y	la	carencia	de	estandarización	sigue	siendo	un	problema.
El	diagnóstico	por	PCR	de	 las	 infecciones	por	Ehrlichia	 se	 ha	 vuelto	 la	 prueba	de	 elección	para
confirmar	resultados	serológicos	indicativos	de	EMH	o	de	otras	erliquiosis	debido	a	su	especificidad
(60%-85%)	 y	 sensibilidad	 (60%-85%)	 para	 E.	 chaffeensis	 al	 igual	 que	 por	 su	 rápido	 tiempo	 de
respuesta.[55]	 [80]	 La	PCR	 es	 particularmente	 importante	 para	 detectar	 la	 infección	por	Ehrlichia	 en
etapas	 tempranas	 cuando	 los	 niveles	 de	 anticuerpos	 son	 muy	 bajos	 o	 no	 demostrables.	 La	 PCR
también	se	considera	como	la	prueba	definitiva	para	el	diagnóstico	de	infección	por	E.	ewingii	puesto
que	 la	 bacteria	 no	 es	 cultivable	 y	 la	 serología	 no	 es	 específica,	 como	 ya	 se	mencionó,	 aunque	 se
desconocen	 la	sensibilidad	y	especificidad	de	este	enfoque.	Las	muestras	de	sangre	se	deben	tomar
con	EDTA	o	citrato	de	sodio	como	anticoagulantes	y	obtenerlas	antes	de	la	terapia	o	en	el	momento
de	 iniciarla	 para	 aumentar	 la	 sensibilidad.	 Sin	 embargo,	 puesto	que	 el	 tratamiento	 con	doxiciclina
solamente	es	efectivo	en	las	primeras	etapas	de	la	infección,	hay	que	comenzarlo	tan	pronto	como	sea
posible	mientras	se	esperan	los	resultados	de	laboratorio.	La	PCR	del	líquido	cefalorraquídeo	puede
ser	positiva,	pero	la	sensibilidad	es	más	baja	que	en	la	sangre	total,	probablemente	debido	al	número
mucho	menor	de	células	infectadas.	Se	han	informado	diversas	variaciones	en	la	detección	por	PCR
de	especies	de	Ehrlichia,	 incluyendo	PCR	anidada,	PCR	transcriptasa	reversa	y	PCR	en	tiempo	real;
están	 dirigidas	 a	 numerosos	 genes	 incluyendo	 16S	 ARNr,	 VLPT	 (TRP32),	 TRP120,	 dsb,	 y	 omp-
1/p28.[38]	 [69]	 [79]	 [80]	 [83]	 La	PCR	 anidada,	 usando	 como	diana	 el	 gen	 16S	ARNr,	 rrs,	 es	 el	método
usado	 más	 ampliamente	 y	 tiene	 la	 sensibilidad	 analítica	 necesaria	 para	 detectar	 niveles	 bajos	 de
erliquias	 circulantes;	 sin	 embargo,	 hay	 que	 usar	 sistemas	 cerrados	 y	 tubos	 de	 PCR	 de	 dos
compartimientos	para	evitar	la	contaminación	potencial	del	amplicón	ADN	que	podría	disminuir	la
especificidad	 de	 la	 prueba.	 La	 erliquiosis	 puede	 ser	 causada	 por	muchos	 agentes;	 por	 eso	 se	 han
desarrollado	pruebas	(métodos	múltiplex/multicolor	de	PCR)	que	pueden	discriminar	en	una	sola
reacción	entre	erliquias	de	 importancia	médica	y	veterinaria	 (E.	 chaffeensis,	E.	 ewingii	y	E.	 canis)	con
sensibilidad	 analítica	 comparable	 a	 la	 de	 la	 PCR	 anidada;	 esto	 se	 puede	 traducir	 en	mejoría	 de	 la
capacidad	 de	 diagnóstico	 clínico	 y	 en	 mejor	 vigilancia	 para	 elevar	 el	 nivel	 de	 confirmación
diagnóstica	 de	 la	 EMH	 y	 de	 la	 erliquiosis	 causada	 por	 E.	 ewingii.[84]	 [85]	 Estos	 nuevos	 métodos
mejoran	 la	capacidad	de	diagnóstico	y	 tienen	excelente	sensibilidad	analítica,	pero	 la	 sensibilidad	y
especificidad	 clínicas	 de	 estos	 ensayos	 no	 se	 han	 determinado	 de	 forma	 concluyente.	 También	 es
posible	cultivar	E.	chaffeensis	durante	la	fase	aguda	por	inoculación	en	células	DH82	(una	línea	celular
monocítica	 de	 origen	 canino).	 Esta	 técnica	 es	 laboriosa	 y	 solo	 está	 disponible	 en	 unos	 pocos
laboratorios	 selectos	de	 investigación.	El	 crecimiento	es	 lento	y	puede	 tardar	hasta	varias	 semanas
para	poder	visualizar	las	mórulas	intracitoplasmáticas.	El	diagnóstico	de	AGH	y	de	EMH	también	se
puede	 hacer	 tiñendo	 cortes	 de	 tejidos	 (especímenes	 de	 autopsia	 o	 quirúrgicos)	 con	 anticuerpos
policlonales/monoclonales	 dirigidos	 contra	 E.	 chaffeensis	 o	 A.	 phagocytophilum	 usando
inmunohistoquímica	(peroxidasa,	fosfatasa	alcalina,	etc.)	(figura	174-5).
La	 AGH	 se	 puede	 confirmar	 en	 el	 laboratorio	 examinando	 un	 extendido	 de	 sangre	 periférica,
obtenido	durante	 la	 etapa	 temprana	de	 la	 infección,	 teñido	con	Wright	o	Giemsa.[55]	Entre	20%	y
80%	de	los	pacientes	presentan	mórulas	en	el	citoplasma	de	los	neutrófilos	de	sangre	periférica	en	la
primera	semana	de	la	enfermedad	a	diferencia	de	E.	chaffeensis.
Nombre	de	la	prueba Etapa	clínica Comentarios
Examen	de	frotis	sanguíneo
para	mórulas.
Aguda	(<7
días) EMH:	insensible.	AGH:	moderada	sensibilidad.
Amplificación	de	ácidos
nucleicos	(PCR)
Aguda	(<7
días) Es	el	método	preferido	durante	la	fase	aguda.	Altas	sensibilidad	y	especificidad.
Inmunofluorescencia
indirecta	(IFA).
Aguda	y
convaleciente
Sensibilidad	baja	durante	la	fase	aguda.	Es	el	método	preferido	durante	la	convalecencia
(seroconversión	usando	sueros	pareados).
Cultivo	(aislamiento	en
monocapas
celulares).
Aguda. Bajas	sensibilidad	y	especificidad.	Más	sensible	en	la	AGH.
La	amplificación	por	PCR	de	ADN	específico	de	A.	phagocytophilum	en	la	sangre	de	fase	agud.[33]	[80]
[86]	 o	 el	 aislamiento	 de	A.	 phagocytophilum	en	 cultivos	 en	 células	HL-60	 de	 leucemia	 promielocítica
inoculados	 con	 sangre	 de	 fase	 agud.[87]	 también	 pueden	 confirmar	 el	 diagnóstico	 durante	 la	 etapa
temprana	de	 la	 infección,	pero	estas	modalidades	de	pruebas	solo	están	disponibles	en	un	número
limitado	 de	 laboratorios.	 Las	 dianas	 para	 PCR	 evaluadas	más	 ampliamente	 para	 amplificación	 de
ácidos	 nucleicos	 de	A.	 phagocytophilum	 incluyen	 regiones	 del	 gen	 16S	ARNr	 específicas	 para	 dicha
bacteria	y	groESL.[33]	[80]
El	estudio	serológico	usando	un	método	indirecto	de	anticuerpos	fluorescentes	IgM	y/o	IgGpara
A.	phagocytophilum	 con	demostración	de	un	cambio	cuádruple	o	de	 seroconversión	es	 la	prueba	de
laboratorio	confirmatoria	más	sensible,	y	se	ha	usado	con	mayor	frecuencia	para	confirmar	AGH.[33]
[74]	[76]	[80]	Las	pruebas	específicas	para	IgM	son	reactivas	solamente	durante	los	primeros	45	a	50	días
después	de	la	infección,	y	no	hay	información	publicada	para	sugerir	que	sean	más	sensibles	que	las
que	detectan	anticuerpos	IgG,	incluso	durante	este	intervalo.	Una	vez	que	el	suero	de	un	paciente	se
hace	reactivo,	los	anticuerpos	pueden	persistir	por	meses	o	años	en	ausencia	de	cualquier	evidencia
clínica	o	de	laboratorio	de	una	infección	en	curso;	por	consiguiente,	las	reducciones	de	los	títulos	de
anticuerpos	no	se	pueden	usar	para	monitorizar	la	efectividad	de	un	tratamiento.
Tanto	para	la	EMH	como	para	la	AGH	los	criterios	diagnósticos	presuntivos	mínimos	son	la	fiebre
inexplicada	y	síntomas	inespecíficos	como	cefalea,	mialgias	generalizadas	y	temblores	acompañados
Tabla	174-5.	Resumen	de	métodos	diagnósticos	para	erliquiosis	y	anaplasmosis	humanas.
por	 cambios	 sugestivos	 en	 las	 pruebas	 de	 laboratorio	 de	 rutina	 (ver	 la	 tabla	 174-6	 para	 las
definiciones	del	CDC	de	casos	de	erliquiosis	y	anaplasmosis	humanas).
Debido	a	la	presentación	indiferenciada	de	la	AGH	y	la	EMH,	el	diagnóstico	diferencial	puede	ser
muy	amplio.	Con	las	manifestaciones	comunes	de	fiebre,	cefalea,	mialgias	y	malestar,	se	deben	incluir
en	 la	 lista	 de	 diagnósticos	 diferenciales	 síndromes	 virales	 como	 la	 infección	 por	 enterovirus,	 la
infección	por	el	virus	de	Epstein-Barr,	la	infección	humana	por	herpesvirus-6,	la	infección	humana
por	 parvovirus	 B19,	 la	 hepatitis	 viral	 y	 la	 fiebre	 del	Nilo	Occidental.	 Las	 infecciones	 bacterianas
agudas	 para	 tener	 en	 cuenta	 incluyen	 la	 infección	 gonocócica	 diseminada,	 la	 endocarditis,	 la
menigococemia,	la	infección	por	Mycoplasma	pneumoniae,	las	secuelas	no	supurativas	de	las	infecciones
por	 estreptococos	 del	 grupo	 A,	 la	 sífilis	 secundaria,	 los	 síndromes	 de	 choque	 séptico	 y	 la	 fiebre
tifoidea.	 Las	 enfermedades	 inflamatorias	 sean	 de	 origen	 posiblemente	 infeccioso	 o	 no	 infeccioso
incluyen	 reacciones	 alérgicas	 a	medicamentos,	 púrpura	 trombocitopénica	 idiopática,	 enfermedades
mediadas	por	complejos	inmunes,	enfermedad	de	Kawasaki,	púrpura	trombótica	trombocitopénica,
síndrome	tóxico	hemofagocítico	y	síndrome	de	activación	de	macrófagos.	Típicamente,	los	pacientes
con	 AGH	 y	 EMH	 consultan	 durante	 las	 estaciones	 cálidas	 cuando	 se	 sabe	 que	 están	 activas	 las
garrapatas,	 y	hasta	75%	de	ellos	 informan	una	picadura	de	garrapata	o	exposición	a	garrapatas	en
regiones	 conocidas	 como	 infestadas	 por	 estos	 ácaros.	 Se	 deben	 considerar	 otras	 zoonosis
transmitidas	por	 vectores	 en	pacientes	que	han	documentado	picaduras	 recientes	de	 insectos	o	de
artrópodos,	 incluyendo	 babesiosis,	 bartonelosis,	 fiebre	 de	 Colorado	 por	 garrapatas,	 leptospirosis,
enfermedad	de	Lyme,	 tifo	murino,	 fiebre	Q,	 fiebre	por	mordedura	de	 rata,	 fiebre	manchada	de	 las
Montañas	 Rocosas	 y	 tularemia.	 En	 los	 viajeros	 y	 en	 las	 regiones	 donde	 estas	 enfermedades	 son
endémicas	la	lista	se	puede	ampliar	para	incluir	el	dengue,	la	malaria	y	la	encefalitis	transmitida	por
garrapatas.
Tratamiento	y	profilaxis
El	régimen	de	antibióticos	recomendado	en	la	actualidad	para	tratar	la	erliquiosis	y	la	anaplasmosis
humanas	(EMH,	EHE	y	AGH)	es	la	administración	de	doxiciclina	o	tetraciclinas.	No	se	ha	evaluado
ningún	tratamiento	en	ensayos	controlados,	prospectivos,	doble	ciego,	con	asignación	aleatoria.	Con
base	en	datos	clínicos	empíricos	retrospectivos	y	en	pruebas	de	susceptibilidad	in	vitro,	la	doxiciclina
es	el	medicamento	de	elección.[88]	[90]	[91]	Por	la	mejor	tolerancia	y	las	propiedades	farmacodinámicas
favorables,	 se	 prefiere	 el	 hiclato	 de	 doxiciclina	 en	 vez	 de	 otras	 preparaciones	 incluyendo	 las
tetraciclinas.	La	dosis	recomendada	para	adultos	(>	45	kg	de	peso	corporal)	es	100	mg	cada	12	horas,
por	vía	oral	o	intravenosa.	A	pesar	de	algunas	preocupaciones	acerca	de	manchas	dentales	en	niños
con	la	doxiciclina,	la	recomendación	actual	del	Comité	de	Enfermedades	Infecciosas	de	la	Academia
Americana	de	Pediatría	es	la	administración	de	doxiciclina	a	niños	de	cualquier	edad.[71]	[72]	[92]	[93]	[94]
El	 razonamiento	 que	 respalda	 esta	 decisión	 es	 el	 riesgo	mínimo	 de	manchas	 dentales	 con	 cursos
cortos	de	tratamiento	con	doxiciclina	y	el	potencial	de	complicaciones	graves	de	la	EMH	o	la	AGH
si	no	 se	hace	 tratamiento	óptimo	y	oportuno.	La	dosis	 recomendada	para	niños	 (<	45	kg	de	peso
corporal)	 es	 2-2,2	 mg/kg/día	 dividida	 en	 tomas	 cada	 12	 horas,	 oral	 o	 intravenosamente	 si	 está
indicado.	 La	 dosis	 recomendada	 de	 tetraciclinas,	 si	 son	 necesarias,	 es	 500	mg	 para	 adultos	 cada	 6
horas	 o	 25-50	mg/kg/día	 para	 niños	 de	 ocho	 o	más	 años.	Evítense	 las	 tetraciclinas	 en	 niños	 por
debajo	de	esa	edad	y	en	mujeres	embarazadas	por	el	potencial	de	malformaciones	en	los	niños	y	de
toxicidad	hepática	y	pancreática	en	las	mujeres	embarazadas.	Sin	embargo,	en	situaciones	casi	fatales
y	 sin	 otras	 opciones	 farmacológicas,	 se	 deben	 usar	 las	 tetraciclinas	 como	 último	 recurso.	 El
medicamento	de	elección	en	mujeres	embarazadas	es	la	rifampicina,	300	mg	cada	12	horas.[33]	[55]	[95]
[96]	Todos	los	regímenes	de	antibióticos	se	continúan	por	3-5	días	después	de	la	defervescencia,	lo	que
se	 traduce	 en	 7-10	 días	 de	 tratamiento.	En	 niños	 alérgicos	 a	 las	 tetraciclinas	 o	 a	 la	 doxiciclina,	 el
medicamento	de	elección	también	es	la	rifampicina	a	la	dosis	de	10	mg/kg/dosis,	2	veces	al	día.
Figura	 174-5.	Corte	 de	 pulmón:	 se	 observan	 acúmulos	 intracitoplasmáticos	 de	 erliquias	 teñidas	 con	 anticuerpos
policlonales	de	conejo	contra	Ehrlichia	chaffeensis	(Inmunoperoxidasa	con	diaminobenzidina	[DAB]	400X).
La	defervescencia	 ocurre	por	 lo	 general	 entre	 24-72	horas.	 Si	 no	 se	observa	buena	 respuesta,	 se
debe	reconsiderar	el	diagnóstico	de	erliquiosis	o	anaplasmosis.
El	pronóstico	es	muy	favorable	cuando	la	terapia	se	administra	tempranamente	en	el	proceso	de	la
enfermedad.	El	pronóstico	empeora	cuando	se	presenta	falla	multiorgánica	o	hay	progreso	hacia	ella.
La	tasa	global	de	fatalidad	para	la	EMH	está	alrededor	de	2%-3%	y	~	1%	para	la	AGH.
Aun	cuando	los	signos	y	síntomas	agudos	respondan	rápidamente	al	 tratamiento	en	 los	casos	no
complicados,	 la	 astenia	 persiste	 por	 semanas	 o	meses.	 Se	 desconoce	 por	 completo	 la	 base	 de	 este
fenómeno	 pero	 no	 hay	 evidencia	 de	 infecciones	 crónicas	 en	 seres	 humanos.	 Los	 títulos	 de
anticuerpos	 pueden	 ser	 altos	 por	 semanas	 o	meses	 después	 del	 tratamiento	 exitoso	 y	 no	 se	 debe
reiniciar	 tratamiento	 por	 el	 hecho	 de	 que	 haya	 títulos	 altos	 de	 anticuerpos	 en	 presencia	 de
fatigabilidad.
Definición	de	caso	clínico
Presentación	clínica:	una	enfermedad	transmitida	por	garrapatas	caracterizada	por	el	comienzo	agudo	de	fiebre	y	uno	o	más	de	los
siguientes	síntomas	o	signos:	cefalea,	mialgia,	malestar,	anemia,	leucopenia,	trombocitopenia,	o	transaminasas	hepáticas	elevadas.	En
algunos	casos	puede	haber	náuseas,	vómito	o	exantema.
Evidencia	clínica:	cualquier	fiebre	informada	y	uno	o	más	de	los	siguientes:	cefalea,	mialgia,	anemia,	leucopenia,	trombocitopenia,	o
cualquier	elevación	de	las	transaminasas	hepáticas.
Criterios	de	laboratorio	para	el	diagnóstico	de	EMH
Apoyan	el	diagnóstico:
•	Evidencia	serológica	de	elevación	de	anticuerpos	IgG	o	IgM	reactivos	con	antígeno	de	E.	chaffeensis	por	IFA,	ensayo
inmunoenzimático	(ELISA),	dot-ELISA,	o	ensayos	en	otros	formatos	(los	CDC	usan	un	punto	de	corte	para	IgG	en	IFA	de	1:64
o	más	y	no	usa	los	resultados	de	la	prueba	para	IgM	como	criterio	independiente	para	apoyar	el	diagnóstico),	o
•	Identificación	de	mórulas	por	examen	microscópico	en	el	citoplasma	de	los	monocitos	o	macrófagos.
Confirman	el	diagnóstico:
•Evidencia	serológica	de	un	cambio	cuádruple	en	el	título	de	anticuerpos	IgG	específicos	para	antígeno	de	E.	chaffeensis	por
inmunofluorescencia	indirecta	(IFA)	entre	muestras	pareadas	de	suero	(una	tomada	en	la	primera	semana	de	la	enfermedad	y	la
Tabla	174-6.	Definiciones	de	casos	de	erliquiosis	y	anaplasmosis,	según	los	CDC.
segunda	2-4	semanas	más	tarde),	o
•	Detección	de	ADN	de	E.	chaffeensis	en	una	muestra	clínica	por	amplificación	de	una	diana	específica	por	reacción	en	cadena	de
polimerasa	(PCR),	o
•	Demostración	por	métodos	inmunohistoquímicos	de	antígeno	de	erliquia	en	una	muestra	de	biopsia	o	autopsia,	o
•	Aislamiento	de	E.	chaffeensis	de	una	muestra	clínica	en	cultivo	celular.
Criterios	de	laboratorio	para	el	diagnóstico	de	EHE
Confirman	el	diagnóstico:
•	No	se	dispone	de	antígenos	porque	el	organismo	nunca	ha	sido	cultivado.	Por	consiguiente,	las	infecciones	por	Ehrlichia	ewingii	solo
se	pueden	diagnosticar	por	métodos	moleculares	de	detección:	el	ADN	de	E.	ewingii	se	detecta	en	una	muestra	clínica	por
amplificación	de	una	diana	específica	por	reacción	en	cadena	de	polimerasa	(PCR).
Criterios	de	laboratorio	para	el	diagnóstico	de	AGH
Apoyan	el	diagnóstico:
•	Evidencia	serológica	de	elevación	de	anticuerpos	IgG	o	IgM	reactivos	con	antígeno	de	Anaplasma	phagocytophilum,	por	IFA,	ensayo
inmunoenzimático	(ELISA),	dot-ELISA	o	ensayos	en	otros	formatos	(los	CDC	usan	un	punto	de	corte	para	IgG	en	IFA	de	1:64	o
más	y	no	usa	los	resultados	de	la	prueba	para	IgM	como	criterio	independiente	para	apoyar	el	diagnóstico),	o
•	Identificación	de	mórulas	por	examen	microscópico	en	el	citoplasma	de	los	neutrófilos	o	eosinófilos.
Confirman	el	diagnóstico:
•	Evidencia	serológica	de	un	cambio	cuádruple	en	el	título	de	anticuerpos	específicos	IgG	para	antígeno	de	A.	phagocytophilum,	por
inmunofluorescencia	indirecta	(IFA)	en	muestras	de	suero	pareadas	(una	tomada	en	la	primera	semana	de	la	enfermedad	y	la
segunda	2-4	semanas	después),	o
•	Detección	de	ADN	de	A.	phagocytophilum	en	una	muestra	clínica	por	amplificación	de	una	diana	específica	por	reacción	en	cadena	de
polimerasa	(PCR),	o
•	Demostración	por	métodos	inmunohistoquímicos	de	antígeno	de	Anaplasma	en	una	muestra	de	biopsia	o	autopsia,	o
•	Aislamiento	de	A.	phagocytophilum	de	una	muestra	clínica	en	cultivo	celular.
http://www.cdc.gov/ncphi/disss/nndss/casedef/ehrlichiosis_2008.htm
No	se	recomienda	la	terapia	profiláctica	con	antibióticos	en	pacientes	asintomáticos	con	picaduras
de	 garrapata	 para	 prevenir	 las	 infecciones	 humanas	 por	 erliquia.	 El	mejor	método	 profiláctico	 es
limitar	 o	 evitar	 la	 exposición	 a	 garrapatas	 usando	 ropa	 protectora,	 aspersiones	 repelentes	 (DEET
[N,N-dietil-meta-toluamida],	 productos	 con	 permetrina	 o	 alternativamente	 citrodiol,	 derivado	 del
aceite	 del	 eucalipto	 limón).[97]	 [98]	 Las	 personas	 que	 han	 estado	 en	 áreas	 endémicas	 de	 garrapatas
deben	autoexaminarse	con	frecuencia	en	busca	de	estos	ácaros.	Todas	las	que	encuentren	adheridas
las	deben	retirar	cogiéndolas	suavemente	cerca	de	la	piel	con	pinzas	y	tirando	lentamente	con	presión
constante.	La	desinfección	de	 rutina	del	 sitio	de	 la	picadura	 con	 alcohol	 isopropílico	o	 tintura	de
yodo	reduce	el	riesgo	de	contaminación	de	dicho	sitio	con	las	bacterias	de	 la	piel.	Se	ha	mostrado
mediante	 estudios	 que	 se	 necesita	 un	 período	 de	 cuatro	 a	 24	 horas	 o	 más	 antes	 de	 que	 A.
phagocytophilum	o	E.	chaffeensis	se	“activen”	biológicamente	y	tenga	lugar	la	transmisión	exitosa	de	los
organismos	infectivos	de	la	garrapata	al	hospedero.[99]	Por	lo	tanto,	mientras	más	tiempo	se	permita
que	una	garrapata	 infectada	se	alimente,	más	probable	es	que	 la	picadura	 resulte	en	 infección.	Por
ello	está	indicada	la	remoción	rápida	y	completa	de	las	garrapatas	adheridas	para	minimizar	el	riesgo
de	infección.
En	resumen,	el	campo	de	 las	erliquiosis	humanas	continúa	evolucionando	rápidamente	a	medida
que	en	todo	el	mundo	se	dedican	más	esfuerzos	a	su	estudio.	Se	han	hecho	avances	grandes	en	los
últimos	24	años	desde	cuando	se	describió	por	primera	vez	la	EMH,	especialmente	en	las	áreas	de	la
patogénesis,	la	genética	y	la	epidemiología.	Sin	embargo,	estas	enfermedades	aún	permanecen	en	gran
medida	 subdiagnosticadas	 alrededor	 del	mundo.	 Se	 dispone	 de	 técnicas	 poderosas	 de	 diagnóstico,
pero	aún	falta	estandarizarlas	y	difundirlas	ampliamente.
BIBLIOGRAFÍA
1.	Dumler	JS,	Barbet	AF,	Bekker	CP,	Dasch	GA,	Palmer	GH,	Ray	SC,	et	al.	Reorganization	of 	genera	in	the	families	Rickettsiaceae
and	Anaplasmataceae	 in	 the	 order	Rickettsiales:	 unification	 of 	 some	 species	 of 	Ehrlichia	 with	Anaplasma,	Cowdria	 with	Ehrlichia	 and
Ehrlichia	 with	Neorickettsia,	 descriptions	 of 	 six	 new	 species	 combinations	 and	 designation	 of	Ehrlichia	 equi	 and	 ‘HGE	 agent’	 as
subjective	synonyms	of 	Ehrlichia	phagocytophila.	Int	J	Syst	Evol	Microbiol.	2001;	51(Pt	6):	2145-65.
2.	Popov	VL,	Han	VC,	Chen	SM,	Dumler	JS,	Feng	HM,	Andreadis	TG,	et	al.	Ultrastructural	differentiation	of 	the	genogroups
in	the	genus	Ehrlichia.	J	Med	Microbiol.	1998;	47(3):	235-51.
3.	Paddock	CD,	Childs	JE.	Ehrlichia	chaffeensis:	a	prototypical	emerging	pathogen.	Clin	Microbiol	Rev.	2003;	16(1):	37-64.
4.	Popov	VL,	Chen	SM,	Feng	HM,	Walker	DH.	Ultrastructural	variation	of 	cultured	Ehrlichia	chaffeensis.	 J	Med	Microbiol.	 1995;
43(6):	411-21.
5.	Lin	M,	Rikihisa	Y.	Ehrlichia	chaffeensis	and	Anaplasma	phagocytophilum	 lack	genes	for	 lipid	A	biosynthesis	and	incorporate	cholesterol
for	their	survival.	Infect	Immun.	2003;	71(9):	5324-31.
6.	 Zhang	 JZ,	 Popov	 VL,	 Gao	 S,	 Walker	 DH,	 Yu	 XJ.	 The	 developmental	 cycle	 of 	 Ehrlichia	 chaffeensis	 in	 vertebrate	 cells.	 Cell
Microbiol.	2007;	9(3):	610-8.
7.	Zhang	JZ,	McBride	JW,	Yu	XJ.	L-selectin	and	E-selectin	expressed	on	monocytes	mediating	Ehrlichia	chaffeensis	 attachment	 onto
host	cells.	FEMS	Microbiol	Lett.	2003;	227(2):	303-9.
8.	Lin	M,	Zhu	MX,	Rikihisa	Y.	Rapid	activation	of 	protein	tyrosine	kinase	and	phospholipase	C-gamma2	and	increase	 in	cytosolic
free	calcium	are	required	by	Ehrlichia	chaffeensis	for	internalization	and	growth	in	THP-1	cells.	Infect	Immun.	2002;	70(2):	889-98.
9.	 Lin	M,	Rikihisa	 Y.	Obligatory	 intracellular	 parasitism	 by	Ehrlichia	 chaffeensis	 and	Anaplasma	 phagocytophilum	 involves	 caveolae	 and
glycosylphosphatidylinositol-anchored	proteins.	Cell	Microbiol.	2003;	5(11):	809-20.
10.	Kumagai	Y,	Cheng	Z,	Lin	M,	Rikihisa	Y.	Biochemical	activities	of 	three	pairs	of 	Ehrlichia	chaffeensis	 two-component	regulatory
system	proteins	involved	in	inhibition	of 	lysosomal	fusion.	Infect	Immun.	2006;	74(9):	5014-22.
11.	Cheng	Z,	Kumagai	Y,	Lin	M,	Zhang	C,	Rikihisa	Y.	Intra-leukocyte	expression	of 	two-component	systems	in	Ehrlichia	chaffeensis
and	Anaplasma	phagocytophilum	and	effects	of 	the	histidine	kinase	inhibitor	closantel.	Cell	Microbiol.	2006;	8(8):	1241-52.
12.	 Zhang	 JZ,	 Sinha	M,	 Luxon	 BA,	 Yu	 XJ.	 Survival	 strategy	 of 	 obligately	 intracellular	Ehrlichia	 chaffeensis:	 novel	 modulation	 of
immune	response	and	host	cell	cycles.	Infect	Immun.	2004;	72(1):	498-507.
13.	Lin	M,	Rikihisa	Y.	Ehrlichia	chaffeensis	 downregulates	 surface	 Toll-like	 receptors	 2/4,	 CD14	 and	 transcription	 factors	 PU.1	 and
inhibits	lipopolysaccharide	activation	of 	NF-kappa	B,	ERK	1/2	and	p38	MAPK	in	host	monocytes.	Cell	Microbiol.	2004;	6(2):	175-
86.
14.	Wakeel	A,	Kuriakose	JA,	McBride	JW.	An	Ehrlichia	chaffeensis	tandem	repeat	protein	interacts	with	multiple	host	targets	 involved
in	cell	signaling,	transcriptional	regulation,	and	vesicle	trafficking.	Infect	Immun.	2009;	77(5):	1734-45.
15.	Wakeel	A,	Zhu	B,	Yu	XJ,	McBride	JW.	New	insights	 into	molecular	Ehrlichia	chaffeensis-host	 interactions.	Microbes	Infect.	2010;
12(5):	337-45.
16.	Fishbein	DB,	Dawson	JE,	Robinson	LE.	Human	ehrlichiosis	in	the	United	States,	1985	to	1990.	Ann	Intern	Med.	1994;	120(9):
736-43.
17.	Fishbein	DB,	Kemp	A,	Dawson	JE,	Greene	NR,	Redus	MA,	Fields	DH.	Human	ehrlichiosis:prospective	active	surveillance
in	febrile	hospitalized	patients.	J	Infect	Dis.	1989;	160(5):	803-9.
18.	Eng	TR,	Harkess	 JR,	 Fishbein	DB,	Dawson	 JE,	Greene	CN,	Redus	MA,	 et	 al.	Epidemiologic,	 clinical,	 and	 laboratory
findings	of 	human	ehrlichiosis	in	the	United	States,	1988.	JAMA.	1990;	264(17):	2251-8.
19.	Sotomayor	EA,	Popov	VL,	Feng	HM,	Walker	DH,	Olano	JP.	Animal	model	of 	fatal	human	monocytotropic	ehrlichiosis.	Am
J	Pathol.	2001;	158(2):	757-69.
20.	Ismail	N,	Soong	L,	McBride	JW,	et	al.	Overproduction	of 	TNF-alpha	by	CD8+	type	1	cells	and	down-regulation	of 	IFN-
gamma	 production	 by	 CD4+	 Th1	 cells	 contribute	 to	 toxic	 shock-like	 syndrome	 in	 an	 animal	 model	 of 	 fatal	 monocytotropic
ehrlichiosis.	J	Immunol.	2004;	172(3):	1786-800.
21.	Ismail	N,	Stevenson	HL,	Walker	DH.	Role	of 	tumor	necrosis	factor	alpha	(TNF-alpha)	and	interleukin-10	in	the	pathogenesis
of 	severe	murine	monocytotropic	ehrlichiosis:	 increased	resistance	of 	TNF	receptor	p55-	and	p75-deficient	mice	to	fatal	ehrlichial
infection.	Infect	Immun.	2006;	74(3):	1846-56.
22.	Olano	JP,	Wen	G,	Feng	HM,	McBride	JW,	Walker	DH.	Histologic,	serologic,	and	molecular	analysis	of 	persistent	ehrlichiosis
in	a	murine	model.	Am	J	Pathol.	2004;	165:	997-1006.
23.	Feng	HM,	Walker	DH.	Mechanisms	of 	immunity	to	Ehrlichia	muris:	a	model	of 	monocytotropic	ehrlichiosis.	Infect	Immun.	2004;
72(2):	966-71.
24.	Sehdev	AE,	Dumler	JS.	Hepatic	pathology	in	human	monocytic	ehrlichiosis.	Ehrlichia	chaffeensis	infection.	Am	J	Clin	Pathol.	2003;
119(6):	859-65.
25.	 Lee	 EH,	 Rikihisa	 Y.	 Absence	 of 	 tumor	 necrosis	 factor	 alpha,	 interleukin-6	 (IL-6),	 and	 granulocyte-macrophage	 colony-
stimulating	factor	expression	but	presence	of 	IL-1beta,	IL-8,	and	IL-10	expression	in	human	monocytes	exposed	to	viable	or	killed
Ehrlichia	chaffeensis.	Infect	Immun.	1996;	64(10):	4211-9.
26.	Lee	EH,	Rikihisa	Y.	Anti-Ehrlichia	chaffeensis	 antibody	 complexed	with	E.	 chaffeensis	 induces	potent	 proinflammatory	 cytokine
mRNA	 expression	 in	 human	 monocytes	 through	 sustained	 reduction	 of 	 IkappaB-alpha	 and	 activation	 of 	 NF-kappaB.	 Infect
Immun.	1997;	65(7):	2890-7.
27.	Herron	MJ,	Nelson	CM,	Larson	J,	Snapp	KR,	Kansas	GS,	Goodman	JL.	Intracellular	parasitism	by	the	human	granulocytic
ehrlichiosis	bacterium	through	the	P-selectin	ligand,	PSGL-1.	Science.	2000;	288(5471):	1653-6.
28.	Rikihisa	Y,	Lin	M,	Niu	H,	Cheng	Z.	Type	IV	secretion	system	of 	Anaplasma	phagocytophilum	 and	Ehrlichia	chaffeensis.	Ann	N	Y
Acade	Sci.	2009;	1166:	106-11.
29.	Rikihisa	Y,	Lin	M.	Anaplasma	phagocytophilum	 and	Ehrlichia	 chaffeensis	 type	 IV	 secretion	 and	Ank	 proteins.	 Curr	Opin	Microbiol.
2010;	13(1):	59-66.
30.	Rikihisa	Y.	Anaplasma	phagocytophilum	and	Ehrlichia	chaffeensis:	subversive	manipulators	of 	host	cells.	Nat	Rev	Microbiol.	2010;	8(5):
328-39.
31.	Rikihisa	Y.	Molecular	events	 involved	 in	cellular	 invasion	by	Ehrlichia	chaffeensis	 and	Anaplasma	phagocytophilum.	Vet	Parasitol.	 2010;
167(2-4):	155-66.
32.	Dumler	JS,	Bakken	JS.	Ehrlichial	diseases	of 	humans:	emerging	tick-borne	infections.	Clin	Infect	Dis.	1995;	20(5):	1102-10.
33.	Dumler	 JS,	Madigan	 JE,	Pusterla	N,	Bakken	 JS.	Ehrlichioses	 in	 humans:	 epidemiology,	 clinical	 presentation,	 diagnosis,	 and
treatment.	Clin	Infect	Dis.	2007;	45(Suppl	1):	S45-51.
34.	Martin	ME,	Caspersen	K,	Dumler	 JS.	 Immunopathology	 and	 ehrlichial	 propagation	 are	 regulated	by	 interferon-gamma	 and
interleukin-10	in	a	murine	model	of 	human	granulocytic	ehrlichiosis.	Am	J	Pathol.	2001;	158(5):	1881-8.
35.	Walker	DH,	Dumler	JS.	Emergence	of 	the	ehrlichioses	as	human	health	problems.	Emerg	Infect	Dis.	1996;	2(1):	18-29.
36.	 Lepidi	 H,	 Bunnell	 JE,	 Martin	 ME,	 Madigan	 JE,	 Stuen	 S,	 Dumler	 JS.	 Comparative	 pathology,	 and	 immunohistology
associated	with	clinical	illness	after	Ehrlichia	phagocytophila-group	infections.	Am	J	Trop	Med	Hyg.	2000;	62(1):	29-37.
37.	Maeda	 K,	Markowitz	N,	Hawley	 RC,	 Ristic	M,	 Cox	D,	McDade	 JE.	 Human	 infection	 with	Ehrlichia	 canis,	 a	 leukocytic
rickettsia.	N	Engl	J	Med.	1987;	316(14):	853-6.
38.	Olano	JP,	Masters	E,	Hogrefe	W,	Walker	DH.	Human	monocytotropic	ehrlichiosis,	Missouri.	Emerg	Infect	Dis.	2003;	9(12):
1579-86.
39.	Fishbein	DB,	Sawyer	LA,	Holland	CJ,	et	al.	Unexplained	 febrile	 illnesses	 after	 exposure	 to	 ticks.	 Infection	with	 an	Ehrlichia?
JAMA.	1987;	257(22):	3100-4.
40.	 Standaert	 SM,	 Dawson	 JE,	 Schaffner	 W,	 Childs	 JE,	 Biggie	 KL,	 Singleton	 J	 Jr,	 et	 al.	 Ehrlichiosis	 in	 a	 golf-oriented
retirement	community.	N	Engl	J	Med.	1995;	333(7):	420-5.
41.	Lockhart	JM,	Davidson	WR,	Dawson	JE,	Stallknecht	DE.	Temporal	association	of 	Amblyomma	americanum	with	the	presence
of 	Ehrlichia	chaffeensis	reactive	antibodies	in	white-tailed	deer.	J	Wildl	Dis.	1995;	31(2):	119-24.
42.	Childs	 JE,	Paddock	CD.	The	 ascendancy	 of	Amblyomma	 americanum	 as	 a	 vector	 of 	 pathogens	 affecting	 humans	 in	 the	United
States.	Annu	Rev	Entomol.	2003;	48:	307-37.
43.	McQuiston	JH,	McCall	CL,	Nicholson	WL.	Ehrlichiosis	and	related	infections.	J	Am	Vet	Med	Assoc.	2003;	223(12):	1750-6.
44.	Ndip	LM,	Labruna	M,	Ndip	RN,	Walker	DH,	McBride	JW.	Molecular	and	clinical	evidence	of 	Ehrlichia	chaffeensis	 infection	in
Cameroonian	patients	with	undifferentiated	febrile	illness.	Ann	Trop	Med	Parasitol.	2009;	103(8):	719-25.
45.	Ndip	LM,	Ndip	RN,	Esemu	SN,	Walker	DH,	McBride	JW.	Predominance	of 	Ehrlichia	chaffeensis	in	Rhipicephalus	sanguineus	 ticks
from	kennel-confined	dogs	in	Limbe,	Cameroon.	Exp	Appl	Acarol.	2010;	50(2):	163-8.
46.	Ijdo	JW,	Wu	C,	Magnarelli	LA,	Stafford	KC	3rd,	Anderson	JF,	Fikrig	E.	Detection	of 	Ehrlichia	chaffeensis	DNA	in	Amblyomma
americanum	ticks	in	Connecticut	and	Rhode	Island.	J	Clin	Microbiol.	2000;	38(12):	4655-6.
47.	 Stromdahl	EY,	Evans	 SR,	O’Brien	 JJ,	Gutierrez	AG.	Prevalence	 of 	 infection	 in	 ticks	 submitted	 to	 the	 human	 tick	 test	 kit
program	of 	the	U.S.	Army	Center	for	Health	Promotion	and	Preventive	Medicine.	J	Med	Entomol.	2001;	38(1):	67-74.
48.	Ravyn	MD,	Korenberg	EI,	Oeding	 JA,	Kovalevskii	YV,	 Johnson	RC.	Monocytic	Ehrlichia	 in	 Ixodes	 persulcatus	 ticks	 from
Perm,	Russia.	Lancet.	1999;	353(8154):	722-3.
49.	 Parola	 P,	 Cornet	 JP,	 Sanogo	YO,	Miller	RS,	Thien	HV,	Gonzalez	 JP,	 et	 al.	Detection	 of 	Ehrlichia	 spp.,	Anaplasma	 spp.,
Rickettsia	spp.,	and	other	eubacteria	in	ticks	from	the	Thai-Myanmar	border	and	Vietnam.	J	Clin	Microbiol.	2003;	41(4):	1600-8.
50.	Chen	SM,	Dumler	JS,	Bakken	JS,	Walker	DH.	Identification	of 	a	granulocytotropic	Ehrlichia	species	as	the	etiologic	agent	of
human	disease.	J	Clin	Microbiol.	1994;	32(3):	589-95.
51.	Magnarelli	LA,	Stafford	KC	3rd,	Mather	TN,	Yeh	MT,	Horn	KD,	Dumler	JS.	Hemocytic	rickettsia-like	organisms	in	ticks:
serologic	 reactivity	with	 antisera	 to	Ehrlichiae	 and	detection	of 	DNA	of	 agent	 of 	 human	 granulocytic	 ehrlichiosis	 by	PCR.	 J	Clin
Microbiol.	1995;	33(10):	2710-4.
52.	Levin	ML,	Fish	D.	Acquisition	of 	coinfection	and	simultaneous	transmission	of 	Borrelia	burgdorferi	and	Ehrlichia	phagocytophila	 by
Ixodes	scapularis	ticks.	Infect	Immun.	2000;	68(4):	2183-6.
53.	Steiner	FE,	Pinger	RR,	Vann	CN,	Abley	MJ,	Sullivan	B,	Grindle	N,	et	al.	Detection	of 	Anaplasma	phagocytophilum	and	Babesia
odocoilei	DNA	in	Ixodes	scapularis	(Acari:	Ixodidae)	collected	in	Indiana.	J	Med	Entomol.	2006;	43(2):	437-42.
54.	Bakken	 JS,	Dumler	 JS,	Chen	SM,	Eckman	MR,	Van	Etta	LL,	Walker	DH.	Human	granulocytic	 ehrlichiosis	 in	 the	 upper
Midwest	United	States.	A	new	species	emerging?	JAMA.	1994;	272(3):	212-8.
55.	Thomas	RJ,	Dumler	JS,	Carlyon	JA.	Current	management	of 	human	granulocytic	anaplasmosis,	human	monocytic	ehrlichiosis
and	Ehrlichia	ewingii	ehrlichiosis.	Expert	Rev	Anti	Infect	Ther.	2009;	7(6):	709-22.
56.	JW	IJ,	Meek	JI,	Cartter	ML,	Magnarelli	LA,	Wu	C,	Tenuta	SW,	et	al.	The	emergence	of 	another	tickborne	infection	in	the
12-town	area	around	Lyme,	Connecticut:	human	granulocytic	ehrlichiosis.J	Infect	Dis.	2000;	181(4):	1388-93.
57.	Bakken	JS,	Krueth	JK,	Lund	T,	Malkovitch	D,	Asanovich	K,	Dumler	JS.	Exposure	to	deer	blood	may	be	a	cause	of 	human
granulocytic	ehrlichiosis.	Clin	Infect	Dis.	1996;	23(1):	198.
58.	Horowitz	HW,	Kilchevsky	E,	Haber	S,	Aguero-Rosenfeld	M,	Kranwinkel	R,	James	EK,	et	al.	Perinatal	transmission	of 	the
agent	of 	human	granulocytic	ehrlichiosis.	N	Engl	J	Med.	1998;	339(6):	375-8.
59.	 Telford	 SR	 3rd,	 Dawson	 JE,	 Katavolos	 P,	Warner	 CK,	 Kolbert	 CP,	 Persing	 DH.	 Perpetuation	 of 	 the	 agent	 of 	 human
granulocytic	ehrlichiosis	in	a	deer	tick-rodent	cycle.	Proc	Nat	Acad	Sci	U	S	A.	1996;	93(12):	6209-14.
60.	Buller	RS,	Arens	M,	Hmiel	 SP,	Paddock	CD,	 Sumner	 JW,	Rikhisa	Y,	 et	 al.	Ehrlichia	 ewingii,	 a	 newly	 recognized	 agent	 of
human	ehrlichiosis.	N	Engl	J	Med.	1999;	341(3):	148-55.
>61.	Masters	EJ,	Storch	GA,	Sumner	JW.	Ehrlichia	ewingii	in	an	immunocompetent	adult.	Mo	Med.	2009;	106(4):	301-3.
62.	 Paddock	CD,	Folk	 SM,	 Shore	GM,	Machado	LJ,	Huycke	MM,	Slater	LN,	 et	 al.	 Infections	 with	Ehrlichia	 chaffeensis	 and
Ehrlichia	ewingii	in	persons	coinfected	with	human	immunodeficiency	virus.	Clin	Infect	Dis.	2001;	33(9):	1586-94.
63.	 Anderson	 BE,	 Greene	 CE,	 Jones	 DC,	 Dawson	 JE.	 Ehrlichia	 ewingii	 sp.	 nov.,	 the	 etiologic	 agent	 of 	 canine	 granulocytic
ehrlichiosis.	Int	J	Syst	Bacteriol.	1992;	42(2):	299-302.
64.	Bakken	JS,	Krueth	J,	Wilson-Nordskog	C,	Tilden	RL,	Asanovich	K,	Dumler	 JS.	Clinical	 and	 laboratory	characteristics	of
human	granulocytic	ehrlichiosis.	JAMA.	1996;	275(3):	199-205.
65.	McQuiston	JH,	Paddock	CD,	Holman	RC,	Childs	JE.	The	human	ehrlichioses	 in	 the	United	States.	Eme	Infects	Dis.	1999;
5(5):	635-42.
66.	Aguero-Rosenfeld	ME,	Horowitz	HW,	Wormser	GP,	McKenna	DF,	Nowakowski	J,	Muñoz	J,	et	al.	Human	granulocytic
ehrlichiosis:	a	case	series	from	a	medical	center	in	New	York	State.	Ann	Intern	Med.	1996;	125(11):	904-8.
67.	Horowitz	HW,	 Aguero-Rosenfeld	M,	Dumler	 JS,	McKenna	DF,	Hsieh	 TC,	Wu	 J,	 et	 al.	Reinfection	 with	 the	 agent	 of
human	granulocytic	ehrlichiosis.	Ann	Intern	Med.	1998;	129(6):	461-3.
68.	 Olano	 JP,	 Hogrefe	 W,	 Seaton	 B,	 Walker	 DH.	 Clinical	 manifestations,	 epidemiology,	 and	 laboratory	 diagnosis	 of 	 human
monocytotropic	ehrlichiosis	in	a	commercial	laboratory	setting.	Clin	Diagn	Lab	Immunol.	2003;	10(5):	891-6.
69.	Everett	ED,	Evans	KA,	Henry	RB,	McDonald	G.	Human	ehrlichiosis	in	adults	after	tick	exposure.	Diagnosis	using	polymerase
chain	reaction.	Ann	Intern	Med.	1994;	120(9):	730-5.
70.	Standaert	SM,	Yu	T,	Scott	MA,	Childs	JE,	Paddock	CD,	Nicholson	WL,	et	al.	Primary	isolation	of 	Ehrlichia	chaffeensis	from
patients	with	febrile	illnesses:	clinical	and	molecular	characteristics.	J	Infect	Dis.	2000;	181(3):	1082-8.
71.	Schutze	GE,	Jacobs	RF.	Human	monocytic	ehrlichiosis	in	children.	Pediatrics.	1997;	100(1):	E10.
72.	Schutze	GE,	Buckingham	SC,	Marshall	GS,	Woods	CR,	Jackson	MA,	Patterson	LE,	et	al.	Human	monocytic	ehrlichiosis	in
children.	Pediatr	Infect	Dis	J.	2007;	26(6):	475-9.
73.	Caldwell	CW,	Everett	ED,	McDonald	G,	Yesus	YW,	Roland	WE,	Huang	HM.	Apoptosis	of 	gamma/delta	T	cells	in	human
ehrlichiosis.	Am	J	Clin	Pathol.	1996;	105(5):	640-6.
74.	Bakken	JS,	Dumler	JS.	Clinical	diagnosis	 and	 treatment	of 	human	granulocytotropic	 anaplasmosis.	Ann	N	Y	Acad	Scis.	 2006;
1078:	236-47.
75.	Dumler	JS.	Anaplasma	and	Ehrlichia	infection.	Ann	N	Y	Acad	Sci.	2005;	1063:	361-73.
76.	Bakken	JS,	Dumler	S.	Human	granulocytic	anaplasmosis.	Infect	Dis	Clin	North	Am.	2008;	22(3):	433-48,	viii.
77.	 Bakken	 JS,	 Erlemeyer	 SA,	 Kanoff 	 RJ,	 Silvestrini	 TC	 2nd,	 Goodwin	 DD,	 Dumler	 JS.	 Demyelinating	 polyneuropathy
associated	with	human	granulocytic	ehrlichiosis.	Clin	Infects	Dis.	1998;	27(5):	1323-4.
78.	 Horowitz	 HW,	 Marks	 SJ,	 Weintraub	 M,	 Dumler	 JS.	 Brachial	 plexopathy	 associated	 with	 human	 granulocytic	 ehrlichiosis.
Neurology.	1996;	46(4):	1026-9.
79.	Olano	JP,	Walker	DH.	Human	ehrlichioses.	Med	Clin	North	Am.	2002;	86(2):	375-92.
80.	Olano	JP.	Aguero-Rosenfeld	ME.	Ehrlichia,	Anaplasma,	and	related	intracellular	bacteria	In:	Murray	PR	BE,	Jorgensen	JH,	Landry
ML,	Pfaller	MA,	editors.	Manual	of 	Clinical	Microbiology.	9th	edition.	Washington:	ASM	Press;	2007.	p.	1046-61.
81.	 Yu	 XJ,	McBride	 JW,	Diaz	 CM,	Walker	 DH.	Molecular	 cloning	 and	 characterization	 of 	 the	 120-kilodalton	 protein	 gene	 of
Ehrlichia	canis	and	application	of 	the	recombinant	120-kilodalton	protein	for	serodiagnosis	of 	canine	ehrlichiosis.	J	Clinl	Microbiol.
2000;	38(1):	369-74.
82.	Doyle	 CK,	 Zhang	X,	 Popov	 VL,	McBride	 JW.	An	 immunoreactive	 38-kilodalton	 protein	 of 	Ehrlichia	 canis	 shares	 structural
homology	and	iron-binding	capacity	with	the	ferric	ion-binding	protein	family.	Infect	Immun.	2005;	73(1):	62-9.
83.	 Anderson	BE,	 Sumner	 JW,	Dawson	 JE,	 et	 al.	Detection	 of 	 the	 etiologic	 agent	 of 	 human	 ehrlichiosis	 by	 polymerase	 chain
reaction.	J	Clin	Microbiol.	1992;	30(4):	775-80.
84.	Sirigireddy	KR,	Mock	DC,	Ganta	RR.	Multiplex	detection	of 	Ehrlichia	and	Anaplasma	pathogens	in	vertebrate	and	tick	hosts	by
real-time	RT-PCR.	Ann	N	Y	Acad	Sci.	2006;	1078:	552-6.
85.	Loftis	AD,	Massung	RF,	Levin	ML.	Quantitative	real-time	PCR	assay	for	detection	of 	Ehrlichia	chaffeensis.	J	Clin	Microbiol.	2003;
41(8):	3870-2.
86.	 Walls	 JJ,	 Caturegli	 P,	 Bakken	 JS,	 Asanovich	 KM,	 Dumler	 JS.	 Improved	 sensitivity	 of 	 PCR	 for	 diagnosis	 of 	 human
granulocytic	ehrlichiosis	using	epank1	genes	of 	Ehrlichia	phagocytophila-group	Ehrlichiae.	J	Clin	Microbiol.	2000;	38(1):	354-6.
87.	Goodman	 JL,	Nelson	C,	Vitale	B,	Madigan	 JE,	Dumler	 JS,	Kurtti	TJ,	 et	 al.	Direct	 cultivation	 of 	 the	 causative	 agent	 of
human	granulocytic	ehrlichiosis.	N	Engl	J	Med.	1996;	334(4):	209-15.
88.	 Horowitz	 HW,	 Hsieh	 TC,	 Aguero-Rosenfeld	 ME,	 Kalantarpour	 F,	 Chowdhury	 I,	 Wormser	 GP,	 et	 al.	 Antimicrobial
susceptibility	of 	Ehrlichia	phagocytophila.	Antimicrob	Agents	Chemother.	2001;	45(3):	786-8.
89.	Brouqui	P,	Raoult	D.	In	vitro	antibiotic	susceptibility	of 	the	newly	recognized	agent	of 	ehrlichiosis	in	humans,	Ehrlichia	chaffeensis.
Antimicrob	Agents	Chemother.	1992;	36(12):	2799-803.
90.	Rolain	JM,	Maurin	M,	Bryskier	A,	Raoult	D.	In	vitro	activities	of 	telithromycin	(HMR	3647)	against	Rickettsia	rickettsii,	Rickettsia
conorii,	Rickettsia	africae,	Rickettsia	typhi,	Rickettsia	prowazekii,	Coxiella	burnetii,	Bartonella	henselae,	Bartonella	quintana,	Bartonella	bacilliformis,	and
Ehrlichia	chaffeensis.	Antimicrob	Agents	Chemother.	2000;	44(5):	1391-3.
91.	Maurin	M,	 Abergel	 C,	 Raoult	D.	DNA	 gyrase-mediated	 natural	 resistance	 to	 fluoroquinolones	 in	Ehrlichia	 spp.	 Antimicrob
Agents	Chemother.	2001;	45(7):	2098-105.
92.	Olano	JP.	Ehrlichiosis	and	Anaplasmosis.	In:	BMJ,	ed.	London:	Epocrates	Inc.;	2008.
93.	Jacobs	RF,	Schutze	GE.	Ehrlichiosis	in	children.	J	Pediatr.	1997;	131(2):	184-92.
94.	Lantos	P,	Krause	PJ.	Ehrlichiosis	in	children.	Semin	Pediatr	Infect	Dis.	2002;	13:	249-56.
95.	Dhand	A,	Nadelman	RB,	Aguero-Rosenfeld	M,	Haddad	FA,	Stokes	DP,	Horowitz	HW.	Human	granulocytic	anaplasmosis
during	pregnancy:	case	series	and	literature	review.	Clin	Infect	Dis.	2007;	45:	589-93.
96.	Chapman	AS,	Bakken	 JS,	Folk	SM,	Paddock	CD,	Bloch	KC,	Krusell	A,	 et	 al.	Diagnosis	 and	management	 of 	 tickborne
rickettsial	diseases:	Rocky	Mountain	spotted	fever,	ehrlichioses,	and	anaplasmosis--United	States:	a	practical	guide	for	physicians	and
other	health-care	and	public	health	professionals.	MMWR	Recomm	Rep.	2006;	55(RR-4):	1-27.
97.	 Lane	 RS,	 Steinlein	 DB,	 Mun	 J.	Human	 behaviors	 elevating	 exposure	 to	 Ixodes	 pacificus	 (Acari:	 Ixodidae)	 nymphs	 and	 their
associated	bacterial	zoonotic	agents	in	a	hardwood	forest.	J	Med	Entomol.	2004;	41(2):	239-48.
98.	Yevich	SJ,	Sánchez	JL,	DeFraites	RF,	Rives	CC,	Dawson	JE,	Uhaa	IJ,	et	al.	Seroepidemiology	of 	infections	due	to	spotted
fever	 group	 rickettsiae	 and	Ehrlichia	 species	 in	militarypersonnel	 exposed	 in	 areas	 of 	 the	United	 States	where	 such	 infections	 are
endemic.	J	Infect	Dis.	1995;	171(5):	1266-73.
99.	 Katavolos	 P,	 Armstrong	 PM,	 Dawson	 JE,	 Telford	 SR	 3rd.	 Duration	 of 	 tick	 attachment	 required	 for	 transmission	 of
granulocytic	ehrlichiosis.	J	Infect	Dis.	1998;	177(5):	1422-5.