Descarga la aplicación para disfrutar aún más
Vista previa del material en texto
Infecciones por levaduras diferentes de Candida Jorge L. Finquelievich DEFINICIÓN Son infecciones producidas por levaduras que forman parte de la biota humana normal o de la ambiental. Sus manifestaciones clínicas pueden ir desde la afectación de la capa córnea de la piel y las superficies de las mucosas orales y genitales hasta la producción de enfermedades diseminadas. En estos últimos casos los hongos pueden ser responsables de sepsis, endocarditis, infecciones osteoarticulares, lesiones del sistema nervioso central y de otros órganos. En estos casos los hospederos susceptibles presentan alteraciones graves tanto de la inmunidad innata como de la adquirida.[1-5] En este grupo se incluyen las infecciones producidas por Trichosporon spp., Rhodotorula spp., Saccharomyces spp., Blastoschizomyces capitatus y las formas diseminadas debidas a Malassezia spp. Etiología y epidemiología Trichosporon spp. Son levaduras que se pueden aislar del suelo, el agua, los vegetales, los mamíferos y las aves. Son miembros de la flora normal de la boca, piel y uñas. Su aspecto morfológico se caracteriza por la presencia de blastoconidias, artroconidias, blastoartroconidias, pseudohifas y micelios. Por caracterización molecular se consideran diecisiete especies y cinco variedades. Seis de las especies se asocian con infecciones en seres humanos: T. cutaneum, T. asahii, T. asteroides, T. ovoides, T. inkin y T. mucoides. La sensibilidad de estas especies a los antifúngicos es muy variable, se ha descrito en algunas de ellas resistencia primaria a la anfotericina B y en otras, a algunos azólicos.[6-15] Su capacidad patógena a partir de la colonización, sobre todo de la zona perineal, se puede manifestar en la producción de infecciones tanto superficiales como profundas. Rhodotorula spp. Es una levadura que se encuentra en el aire, el suelo, el agua del océano y los productos lácteos y que puede colonizar las plantas, los seres humanos y otros mamíferos. Si bien es considerada como un contaminante común, Rhodotorula spp., produce en hospederos con factores de riesgo enfermedades relacionadas con pérdida de la integridad de la piel, la colonización de catéteres y otras causas de fallas de la respuesta inmunitaria. Se caracteriza morfológicamente por producir blastoconidias esféricas. Las colonias tienen una consistencia cremosa y son de color rojo coral. El género incluye tres especies: R. glutinis, R. minuta y R. mucilaginosa. Este último es el nombre actual de la especie conocida anteriormente como R. rubra.[16-25] Saccharomyces spp. Se lo aísla comúnmente en mamíferos y aves, además está presente en el vino, la cerveza, los vegetales y el suelo. Saccharomyces cerevisiae es conocido como levadura de “panadería” o de “cerveza” y se utiliza en la industria alimentaria. Por su similitud genética con Candida albicans, se lo usa de rutina en la investigación molecular y de los mecanismos de sensibilidad y resistencia a los antifúngicos. Este hongo puede encontrarse colonizando las mucosas y no se lo considera patógeno en los hospederos inmunocompetentes, pero sí se ha demostrado su capacidad de producir enfermedad en casos de alteraciones del equilibrio de la biota humana normal, por ejemplo, vaginitis. En los huéspedes con alteraciones de la inmunidad adaptativa es responsable de producir infecciones superficiales y diseminadas.[26-32] El género Saccharomyces incluye varias especies, la más conocida de las cuales es S. cerevisiae. Saccharomyces boullardii, que se utiliza en el tratamiento de trastornos intestinales, como la diarrea asociada a antibióticos, se considera una variante del primero.[32] Blastoschizomyces capitatus es una levadura aislada de tierra, arena, heces de aves de corral y pasta de madera. Además se encuentra en la flora microbiana normal, se aísla de la piel, el aparato digestivo y las vías respiratorias.[33-38] El género Blastoschizomyces actualmente contiene una sola especie, B. capitatus. Su teleomorfo Dipodascus capitatus se caracteriza por la producción de ascosporas. Este hongo produce infecciones diseminadas en hospederos con deficiencia inmune.[33] [34] Malassezia spp. Es una levadura lipofílica que se encuentra en la piel de los seres humanos y de animales. Se trata de un miembro de la flora normal de la piel que puede causar micosis superficiales y profunda.[39-44] Se han clasificado por criterios morfológicos, bioquímicos y moleculares más de seis especies: M. globosa y M. sympodialis son las aisladas con mayor frecuencia en los pacientes con pitiriasis versicolor. Malassezia pachydermatis es la causante de enfermedades por los hongos de este género en los animales. Patogenicidad e importancia clínica Trichosporon spp. Son los agentes causales de la piedra blanca, intertrigos, onicomicosis y otras infecciones superficiales así como de trichosporonosis invasivas. Este hongo ha surgido como patógeno oportunista. Los pacientes inmunodeprimidos son especialmente sensibles a desarrollar la infección invasiva, que en general progresa rápidamente, con participación de varios órganos y sistemas, incluyendo los pulmones, los riñones y el bazo. Las lesiones cutáneas como manifestación de la infección diseminada son de regular frecuencia. Estas levaduras producen fungemias y al hallarlas en los exámenes directos de los hemocultivos pueden confundirse con Candida. Los otros riesgos asociados a estas infecciones fúngicas son la colonización de válvulas protésicas, el sistema nervioso central, la córnea y el peritoneo, en pacientes que reciben diálisis peritoneal. Con alguna frecuencia se encuentra en pacientes hospitalizados funguria sin síntomas asociados. Se ha relacionado a las diferentes especies con las manifestaciones clínicas: T. cutaneum y T. asteroides con infecciones superficiales, T. inkin, con piedra blanca, T. asahii y T. mucoides, con trichosporonosis sistémica. La susceptibilidad a los antifúngicos es variable de acuerdo con la especie involucrada.[6-15] Rhodotorula spp. Se la ha relacionado principalmente con las infecciones diseminadas posteriores a la colonización de catéteres vasculares, y también de los utilizados para hemodiálisis y diálisis peritoneales.[16-25] Saccharomyces spp. También fue involucrado en la producción de fungemias, colonización de prótesis y catéteres en pacientes inmunosuprimidos por diversas causas.[26-32] Su uso como reguladores biológicos en el caso de diarreas crónicas en los pacientes de edad avanzada se ha descrito como causante de infecciones diseminadas; la infección se produce por translocación intestinal.[32] Como productor de micosis en las mucosas, Saccharomyces cerevisiae es responsable de vaginitis.[31] En pacientes con sida se lo involucró en lesiones orales.[27] B. capitatus. Es un hongo oportunista potencialmente patógeno en casos de inmunosupresión. Están en riesgo los pacientes neutropénicos, así como los que reciben quimioterapia, corticoides o antibióticos. Las manifestaciones clínicas son fungemias con afectación de los pulmones, los riñones, el hígado, el bazo, el cerebro y el endocardio.[33-38] Infecciones profundas por Malassezia spp. Por su naturaleza lipofílica, se lo ha relacionado con la colonización de los catéteres y la sepsis en pacientes que están con nutrición parenteral con lípidos. [39-44] Cabe destacar que dicha colonización puede ocurrir en ausencia de la administración de lípidos. Diagnóstico micológico El diagnóstico micológico de las infecciones graves por estas levaduras no se diferencia del usual. En caso de lesiones cutáneas la muestra más utilizada es la punción aspiración, entrando por piel sana. Las biopsias se debenestudiar no solo por técnicas microbiológicas sino también histopatológicas. Estos hongos pueden encontrarse en la capa córnea de la piel y en las superficies de las mucosas al igual que como colonizadores de la vía aérea. Todas estas levaduras tienen un tiempo de generación relativamente corto y se las puede encontrar en los hemocultivos con morfologías similares. En caso de sospechar Malassezia, se deben cultivar las muestras en medios especiales como el de Dixon. Las técnicas de tipificación morfológicas, bioquímicas y moleculares permiten llegar al diagnóstico de certeza y conocer en los casos de evolución tórpida la susceptibilidad a los antifúngicos.[8] [15] [19] [20] Tratamientos No existen tratamientos universales para las trichosporonosis. La susceptibilidad de las diferentes especies a los antifúngicos varía. Se ha demostrado resistencia in vitro a la anfotericina B en una serie aislamientos de T. beigelii hechos en pacientes neutropénicos. En particular, las concentraciones fungicidas mínimas de anfotericina B para estas cepas fueron significativamente superiores a la concentración sérica de el medicamento, lo que sugiere tolerancia a la anfotericina B.[13] [14] Del mismo modo, se presentan niveles altos de concentración inhibidora mínima (MIC, por la sigla en inglés de minimal inhibitory concentration) frente al fluconazol. In vitro, el voriconazol se muestra muy activo y más potente que el itraconazol. Las equinocandinas no son útiles en estas infecciones. Se han observado fungemias nosocomiales debidas a Trichosporon spp., cuando se utilizó profilaxis con itraconazol. La anfotericina B es el medicamento más usada en las infecciones por Rhodotorula spp., seguida de itraconazol y voriconazol. Es variable la susceptibilidad de estas levaduras al fluconazol.[19] La anfotericina B es el fármaco de elección en el tratamiento de las infecciones graves debidas a Saccharomyces cerevisiae. En las infecciones por Blastoschizomyces no ha sido estandarizada la elección terapéutica y los datos de susceptibilidad in vitro hasta ahora son limitados. La mortalidad debida a infecciones sistémicas por Blastoschizomyces capitatus es alta.[33] [34] [37] En las infecciones diseminadas por Malassezia spp., ha sido útil la terapia antimicótica con anfotericina B y triazoles.[40] Se debe retirar o cambiar el catéter en todos los pacientes con estas infecciones si se demuestra que está colonizado. Igual conducta se debe adoptar frente a las prótesis u otros dispositivos. BIBLIOGRAFÍA 1. Anaissie EJ, Bodey GP, Rinaldi MG. Emerging fungal pathogens. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 1989; 8(4): 323-30. 2. Grossi PC, Farina C, Fiocchi R, Dalla Gasperina D. Prevalence and outcome of invasive fungal infections in 1,963 thoracic organ transplant recipients: a multicenter retrospective study. Italian Study Group of Fungal Infections in Thoracic Organ Transplant Recipients. Transplantation. 2000; 70(1): 112-6. 3. de Hoog GS, Guarro J, Gene J, Figueras MJ. Atlas of Clinical Fungi. 2nd ed. Utrecht, The Netherlands: Centraalbureau voor Schimmelcultures; 2000. 4. Groll AH, Walsh TJ. Uncommon opportunistic fungi: new nosocomial threats. Clin Microbiol Infect. 2001; 7(Suppl 2): 8-24. 5. Arendrup MC, Fisher BT, Zaoutis TE. Invasive fungal infections in the paediatric and neonatal population: diagnostics and management issues. Clin Microbiol Infect. 2009; 15(7): 613-24. 6. Alballaa S, Bryce EA, Roberts FJ, Sekhon A. Fatal trichosporonosis is not related to tolerance to amphotericin B. Mycoses. 1991; 34(7-8): 317-8. 7. Sugita T. Nishikawa A, Ikeda R, Shinoda T. Identification of medically relevant Trichosporon species based on sequences of internal transcribed spacer regions and construction of a database for Trichosporon identification. J Clin Microbiol. 1999; 37(6): 1985-93. 8. Sugita T, Nishikawa A, Shinoda T. Rapid detection of species of the opportunistic yeast Trichosporon by PCR. J Clin Microbiol. 1998; 36(5): 1458-60. 9. Chagas-Neto TC, Chaves GM, Colombo AL. Update on the genus Trichosporon. Mycopathologia. 2008; 166(3): 121-32 10. Gross JW, Kan VL Trichosporon asahii infection in an advanced AIDS patient and literature review. AIDS 2008; 22(6): 793-5. 11. Rodrigues Gda S, de Faria RR, Guazzelli LS, Oliveira Fde M, Severo LC. [Nosocomial infection due to Trichosporon asahii: clinical revision of 22 cases]. Rev Iberoam Micol. 2006; 23(2): 85-9. 12. Girmenia C, Pagano L, Martino B, D’Antonio D, Fanci R, Specchia G, et al. Invasive infections caused by Trichosporon species and Geotrichum capitatum in patients with hematological malignancies: a retrospective multicenter study from Italy and review of the literature. J Clin Microbiol. 2005; 43(4): 1818-28. 13. Taj-Aldeen SJ, Al-Ansari N, El Shafei S, Meis JF, Curfs-Breuker I, Theelen B, et al. Molecular identification and susceptibility of Trichosporon species isolated from clinical specimens in Qatar: isolation of Trichosporon dohaense Taj-Aldeen, Meis & Boekhout sp. nov. J Clin Microbiol. 2009; 47(6): 1791-9. 14. Chagas-Neto TC, Chaves GM, Melo AS, Colombo AL. Bloodstream infections due to Trichosporon spp.: species distribution, Trichosporon asahii genotypes determined on the basis of ribosomal DNA intergenic spacer 1 sequencing, and antifungal susceptibility testing. J Clin Microbiol. 2009; 47(4): 1074-81. 15. Rodriguez-Tudela JL, Diaz-Guerra TM, Mellado E, Cano V, Tapia C, Perkins A, et al. Susceptibility patterns and molecular identification of Trichosporon species. Antimicrob Agents Chemother. 2005; 49(10): 4026-34. 16. Alliot C, Desablens B, Garidi R, Tabuteau S. Opportunistic infection with Rhodotorula in cancer patients treated by chemotherapy: Two case reports. Clin Oncol (R Coll Radiol). 2000; 12(2): 115-7. 17. Petrocheilou-Paschou V, Prifti H, Kostis E, Papadimitriou C, Dimopoulos MA, Stamatelopoulos S. Rhodotorula septicemia: case report and minireview. Clin Microbiol Infect. 2001; 7(2): 100-2. 18. Samonis G, Anatoliotaki M, Apostolakou H, Maraki S, Mavroudis D, Goergoulias V. Transient fungemia due to Rhodotorula rubra in a cancer patient: Case report and review of the literature. Infection. 2001; 29(3): 173-6. 19. Zaas AK, Boyce M, Schell W, Lodge BA, Miller JL, Perfect JR. Risk of fungemia due to Rhodotorula and antifungal susceptibility testing of Rhodotorula isolates. J Clin Microbiol. 2003; 41(11): 5233-5. 20. De Almeida GM, Costa SF, Melhem M, Motta AL, Szeszs MW, Miyashita F, et al. Rhodotorula spp. isolated from blood cultures: clinical and microbiological aspects. Med Mycol 2008; 46(6): 547-56. 21. Tuon FF, de Almeida GM, Costa SF. Central venous catheter-associated fungemia due to Rhodotorula spp. -a systematic review. Med Mycol. 2007; 45(5): 441-7. 22. Lunardi LW, Aquino VR, Zimerman RA, Goldani LZ. Epidemiology and outcome of Rhodotorula fungemia in a tertiary care hospital. Clin Infect Dis. 2006; 43(6): e60-3. 23. Perniola R, Faneschi ML, Manso E, Pizzolante M, Rizzo A, Sticchi Damiani A, et al. Rhodotorula mucilaginosa outbreak in neonatal intensive care unit: microbiological features, clinical presentation, and analysis of related variables. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2006; 25(3): 193-6. 24. Tuon FF, Costa SF. Rhodotorula infection. A systematic review of 128 cases from literature. Rev Iberoam Micol 2008; 25(3): 135- 40. 25. da Cunha MM, dos Santos LP, Dornelas-Ribeiro M, Vermelho AB, Rozental S. Identification, antifungal susceptibility and scanning electron microscopy of a keratinolytic strain of Rhodotorula mucilaginosa: a primary causative agent of onychomycosis. FEMS Immunol Med Microbiol. 2009; 55(3): 396-403. 26. Aucott JN, Fayen J, Grossnicklas H, Morrissey A, Lederman MM, Salata RA. Invasive infection with Saccharomyces cerevisiae:report of three cases and review. Rev Infect Dis. 1990; 12(3): 406-11. 27. Doyle MG, Pickering LK, O’Brien N, Hoots K, Benson JE. Saccharomyces cerevisiae infection in a patient with acquired immunodeficiency syndrome. Pediat Infect Dis J. 1990; 9(11): 850-1. 28. Eschete ML, West BC. Saccharomyces cerevisiae septicemia. Arch Intern Med. 1980; 140(11): 1539. 29. Smith D, Metzgar D, Wills C, Fierer J. Fatal Saccharomyces cerevisiae aortic graft infection. J Clin Microbiol. 2002; 40(7): 2691-2. 30. Muñoz P, Bouza E, Cuenca-Estrella M, Eiros JM, Pérez MJ, Sánchez-Somolinos M, et al. Saccharomyces cerevisiae fungemia: an emerging infectious disease.Clin Infect Dis. 2005; 40(11): 1625-34. 31. Enache-Angoulvant A, Hennequin C. Invasive Saccharomyces infection: a comprehensive review. Clin Infect Dis. 2005; 41(11): 1559-68. 32. Herbrecht R, Nivoix Y. Saccharomyces cerevisiae fungemia: an adverse effect of Saccharomyces boulardii probiotic administration. Clin Infect Dis. 2005; 40(11): 1635-7. 33. Girmenia C, Micozzi A, Venditti M, Meloni G, Lori AP, Bastianello S, et al. Fluconazole treatment of Blastoschizomyces capitatus meningitis in an allogeneic bone marrow recipient. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 1991; 10(9): 752-6. 34. Martino R, Salavert M, Parody R, Tomás JF, de la Cámara R, Vázquez L, et al. Blastoschizomyces capitatus infection in patients with leukemia: report of 26 cases. Clin Infect Dis. 2004; 38(3): 335-41. 35. Pontieri E, Caracciolo C, Ceddia T, Oliva B, Ferrini A, Girmenia C, et al. Genetic variability among Blastoschizomyces capitatus isolates from different clinical sources. Int J Immunopathol Pharmacol. 2005; 18(3): 531-9. 36. Celik AD, Ozaras R, Kantarcioglu S, Mert A, Tabak F, Ozturk R. Spondylodiscitis due to an emergent fungal pathogen: Blastoschizomyces capitatus, a case report and review of the literature. Rheumatol Int. 2009; 29(10): 1237-41. 37. Chittick P, Palavecino EL, Delashmitt B, Evans J, Peacock JE Jr. Case of fatal Blastoschizomyces capitatus infection occurring in a patient receiving empiric micafungin therapy. Antimicrob Agents Chemother. 2009; 53(12): 5306-7. 38. Pesut D, Adzic T, Tosic T, Zugi V, Stevic R, Nagorni-Obradovic L, et al. Bilateral pulmonary shadows and incapsulated mediastinal effusion in a patient with respiratory blastoschizomycosis. Pneumologia. 2008; 57(2): 88, 90-1. 39. Giusiano GE. [Malassezia. Current knowledge and study perspectives]. Rev Argent Microbiol. 2006; 38(1): 41-8. 40. Arnow PM, Kushner R. Malassezia furfur catheter infection cured with antibiotic lock therapy. Am J Med. 1991; 90(1): 128-30. 41. Barber GR, Brown AE, Kiehn TE, Edwards FF, Armstrong D. Catheter-related Malassezia furfur fungemia in immunocompromised patients. Am J Med 1993; 95(4): 365-70. 42. Botterel F, Curvale N, Foulet F, Poirot JL, Bretagne S. Frequency of intravascular catheter colonization by Malassezia spp in adult patients. J Mycologie Medicale. 2000; 10(4): 203-6. 43. Guillot J, Hadina S, Guého E. The genus Malassezia: old facts and new concepts. Parassitologia. 2008; 50(1-2): 77-9. 44. Batra R, Boekhout T, Guého E, Cabañes FJ, Dawson TL Jr, Gupta AK. Malassezia baillon, emerging clinical yeasts. FEMS Yeast Res. 2005; 5(12): 1101-13.
Compartir