TESIS_MIGUEL_ANTONIO_MORENO_ARCOS

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 UNIVERSIDAD JUÁREZ AUTÓNOMA DE TABASCO 
 
DIVISIÓN ACADÉMICA MULTIDISCIPLINARIA DE LOS RÍOS 
MAESTRÍA EN DESARROLLO AGROPECUARIO SUSTENTABLE 
 
 
 
 
Desarrollo Tecnológico en la producción in vitro de plántulas de 
Vainilla (vanilla planifora A.) 
 
 
TESIS 
 
 
Como requisito parcial para obtener el grado de 
 
 
MAESTRO EN DESARROLLO 
AGROPECUARIO SUSTENTABLE 
 
 
 
Que presenta 
 
Ing. Miguel Antonio Moreno Arcos 
 
 
Directores 
DR. Nicolás Gonzáles Cortés 
Dra. Marynor Elena Ortega Ramírez 
Dr. Román Jiménez Vera 
 
 
Asesor 
Dr. Emeterio Payro de la Cruz 
 
 
 
 
Tenique, Tabasco, 9 de Mayo de 2019 
 
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AGRADECIMIENTOS 
A través de estas líneas dedico este trabajo principalmente a Dios, por haberme dado 
la vida y permitirme el haber llegado hasta este momento tan importante de mi 
formación profesional, quiero expresar mi más sincero agradecimiento a todas las 
personas que con su soporte científico y humano colaboraron en la realización de este 
trabajo de investigación. 
Agradezco a las instituciones que me han hecho posible la realización del trabajo 
presentado en esta memoria de tesis; a la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, 
División Académica Multidisciplinaria de los Ríos, por abrirme las puertas del saber 
científico para obtener mi formación profesional de maestría. 
Al Concejo Nacional de Ciencia y Tecnología - CONACyT- de México, por su apoyo 
económico mediante la adjudicación de beca para estudios de maestría. Gracias por 
la ayuda y confianza en mí depositada. 
Me van a faltar páginas para agradecer a las personas que se han involucrado en la 
realización de este trabajo, sin embargo merecen reconocimiento especial a mis 
directores el Dr. Nicolás Gonzáles Cortés, la Dra. Marynor Elena Ortega Ramírez y el 
Dr, Roman Jiménez Vera quienes fungen un papel especial en mi vida como 
consejeros profesionales y amigos personales, gracias por su orientación y motivación 
para realizar grandes atribuciones al saber científico. 
Sin duda alguna no hay profesionista exitoso si atrás de él no hay una familia que lo 
respalde, por eso para mí la familia ha sido mi motor motivador para iniciar nuevas 
aventuras, agradezco a mis padres por su respaldo, consejo y apoyo durante mi vidas 
y mis proyectos, pero en especial agradezco a la familia Flores Arcos por compartirme 
su amor, consejo, hospedaje y alimentación; sin duda, Dios nos bendice siempre y el 
final es el resultado del éxito y la compañía de Dios con nosotros. 
 
 
 
 
 
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DEDICATORIA 
 
Dios, por tu infinito amor y tu bondad que no tienen fin, te dedico este trabajo de 
tesis para dar gloria y honra a tu nombre pues me permites sonreír ante todos mis 
logros que son resultado de tu ayuda, y cuando caigo y me pones a prueba, 
aprendo de mis errores y me doy cuenta que los pones en frente mío para que 
mejore como ser humano, y sea capaz de crecer de diversas maneras. 
 
Este trabajo de tesis ha sido una gran bendición en todos los sentidos y te lo 
agradezco padre, y no cesan mis ganas de decir que es gracias a ti que esta etapa 
está cumplida. 
 
Ing. Miguel Antonio Moreno Arcos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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CONTENIDO 
 
1.1 Antecedentes ........................................................................................................................... 12 
1.2 Planteamiento del problema ................................................................................................ 13 
1.3 Justificación ............................................................................................................................. 14 
II. OBJETIVOS .................................................................................................................................... 16 
2.1 Objetivo general ...................................................................................................................... 16 
2.2 Objetivos específicos ............................................................................................................ 16 
III. PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN ............................................................................................. 16 
IV. HIPÓTESIS .................................................................................................................................... 16 
V. REVISIÓN DE LITERATURA ....................................................................................................... 17 
5.1 Historia de la vainilla ............................................................................................................. 17 
5.2 Clasificación taxonómica ..................................................................................................... 18 
5.4 Agentes polinizadores........................................................................................................... 21 
5.5 Usos y productos ................................................................................................................... 21 
5.6 Comercialización .................................................................................................................... 22 
5.7 Requerimientos agroecológicos ........................................................................................ 22 
5.7.1 Suelos .................................................................................................................................. 22 
5.7.2 Clima .................................................................................................................................... 23 
5.8 Método de propagación ........................................................................................................ 23 
5.8.1 Esquejes ............................................................................................................................. 24 
5.8.2 Acodos ................................................................................................................................ 24 
5.8.3 In vitro .................................................................................................................................. 24 
5.9 Tecnología del cultivo de tejidos ....................................................................................... 25 
5.9.1 Medios de cultivo ............................................................................................................... 26 
5.9.2 Reguladores de crecimiento ............................................................................................ 26 
5.10 Avances en cultivo in vitro de vainilla ............................................................................ 28 
5.11 Manejo del cultivo ................................................................................................................ 31 
5.11.1 Producción y calidad plántula ........................................................................................ 31 
5.11.2 Siembra (época y densidad) .......................................................................................... 31 
5.11.3 Riego ................................................................................................................................. 32 
5.11.4 Control de malezas ......................................................................................................... 32 
6 
 
5.11.5 Control de plagas ............................................................................................................ 33 
5.12 Prácticas culturales ......................................................................................................... 35 
VI. MATERIALES Y MÉTODOS ....................................................................................................... 37 
6.1 Localización del área de estudio ........................................................................................37 
6.2 Material vegetal ....................................................................................................................... 39 
6.4 Variables a evaluar ................................................................................................................. 40 
VII. RESULTADOS Y DISCUSION .................................................................................................. 42 
7.1 Análisis estadístico de los datos ....................................................................................... 42 
7.1.1 Variable número de brotes ........................................................................................... 42 
7.1.2 Variable número de hojas ............................................................................................. 44 
7.1.3 Variable raíz ...................................................................................................................... 45 
VIII. CONCLUSIONES ....................................................................................................................... 47 
IX RECOMENDACIONES ................................................................................................................. 47 
X. BIBLIOGRAFÍA .............................................................................................................................. 48 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Índice de figura 
Figura 1Localización geográfica del área de estudio .............................................................................. 38 
Figura 2 tallos de vainillas reproducidos en COLPOS, Veracruz ............................................................. 39 
Figura 3 Preparación de medios de cultivo para la siembra de Vainilla p. ............................................ 39 
Figura 4 frascos con medio de cultivo y ex plantes de Vainilla p. Sembrados ...................................... 39 
 
Índice de tabla 
Tabla 1 Concentraciones de Bencílaminopurina (BAP) para la generación de brotes en ex plantes de 
vainilla utilizando, usando como medio de cultivo el de Murashige y Skoog (MS). .............................. 40 
Tabla 2 Registro promedio de explantes de vainilla al momento de la siembra donde se toman en 
cuenta el número total de explantes sembrados con hojas. ................................................................. 40 
Tabla 3 Registro promedio de explantes de vainilla a los 30 días de la siembra donde se toman en 
cuenta el número total de explantes sembrados con hojas. ................................................................. 41 
Tabla 4 Registro final promedio de explantes de vainilla a los 60 días de la siembra donde se toman 
en cuenta el número total de explantes sembrados con hojas. ............................................................ 42 
Tabla 5 Medias obtenidas de la variable brotes del ensayo desarrollo tecnológico en la producción in 
vitro de plántula de Vainilla (Vanilla planifora A.) ................................................................................. 43 
Tabla 6 Medias obtenidas de la variable hojas del ensayo desarrollo tecnológico en la producción in 
vitro de plántula de Vainilla (Vanilla planifora A.) ................................................................................. 44 
Tabla 7 Medias obtenidas de la variable número de raíces del ensayo desarrollo tecnológico en la 
producción in vitro de plántula de Vainilla (Vanilla planifora A.) .......................................................... 46 
 
Índice de gráficos 
Grafico 1 Comportamiento de media de brotación del ensayo desarrollo tecnológico en la producción 
in vitro de plántula de Vainilla (Vanilla planifora A.) ............................................................................. 44 
Grafico 2 Comportamiento de media de la variable hoja del ensayo desarrollo tecnológico en la 
producción in vitro de plántula de Vainilla (Vanilla planifora A.) .......................................................... 45 
Grafico 3 Comportamiento de media de la variable número de raíces del ensayo desarrollo 
tecnológico en la producción in vitro de plántula de Vainilla (Vanilla planifora A.) .............................. 46 
 
 
 
 
 
file:///C:/Users/Nicolas%20Gonzalez/11%20Tesista%20Posgrado/5-%20Tesis%20Miguel%20antonio%20Marynor/0-%20Tesis%20vainilla%20%20rev%20marynor%20y%20NGC%2011marzo2019.docx%23_Toc3112660
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Resumen 
La vainilla es el resultado obtenido de la extracción del fruto de la planta que del mismo 
nombre, pertenece a la familias de las orquídeas y es endémica de México, 
actualmente para el cultivo existen una serie de problemáticas que justifican que 
México deje de producir en grandes cantidades de vainilla. La producción de in vitro 
de plántulas de vainilla utilizando segmentos nodales se podría permitir a futuro la 
incorporación de plantaciones de rasgos deseables que se pudieran encontrar en las 
plantas silvestres tales como: porcentajes más altos de autopolinización, resistencia a 
algunas enfermedades. El objetivo de la presente investigación es Evaluar la citocinina 
bencilaminopurina en la propagación in vitro de vainilla (Vinilla planifolia A.) a partir de 
segmentos nodales logrando estandarizar un proceso de esterilización con hipoclorito 
de sodio en envase de plástico para medios de cultivo Y evaluar diferentes 
concentraciones de bencílaminopurina para potenciar la brotación múltiple de Vainilla 
planifolia. El desarrollo de la investigación consistió en establecer un diseño 
completamente al azar, con cinco tratamientos (T) que tienen diferentes 
concentraciones de Bap (0 Mg, 0.005 Mg, 1 Mg, 2 Mg, 4 Mg) para la generación de 
brotación múltiple, se utilizó el medio de cultivo el de Murashige y Skoog (MS), todos 
los tratamientos con tres repeticiones (R), cada replica consistirá en un frasco con un 
explantes. Se logró tener éxito en las siguientes variables: número de brotación, el 
tratamiento 5 con 4 mg de Bap presento los mejores resultados ya que cuenta con el 
mayor número de brote con una media de 2.63 brotes; En el caso de la variable 
número de hojas el tratamiento correspondiente al número 3 compuesta por 1.00 mg 
de Bap fue el que mayor número de raíz presento con una media de 2.87; Para la 
variable número de brotes de raíces el tratamiento 2 que contenía 0.05 mg de Bap fue 
el que presento mayor eficacia con una media de 2.06 
 
 
 
9 
 
 
Abstract 
Vanilla is the result obtained from the extraction of the fruit of the plant of the same 
name, belongs to the families of orchids and is endemic to Mexico, currently for 
cultivation there are a number of problems that justify that Mexico stops producing in 
large amounts of vanilla. The in vitro production of vanilla seedlings using nodal 
segments could be allowed in the future the incorporation of plantations of desirable 
traits that could be found in wild plants such as: higher percentages of self-pollination, 
resistance to some diseases. The objective of the present investigation is to evaluate 
the cytokinin benzylaminopurine in the in vitro propagation of vanilla (Vinilla planifolia 
A.) from nodal segments achieving standardization of a sterilization process with 
sodium hypochlorite in plastic container for culture media and to evaluate different 
concentrations of bencílaminopurina to enhance the multiple sprouting of Vanilla 
planifolia. The development of the research consisted of establishing a completely 
randomized design, with five treatments(T) that have different concentrations of Bap 
(0 Mg, 0.005 Mg, 1 Mg, 2 Mg, 4 Mg) for the generation of multiple sprouting, used the 
culture medium of Murashige and Skoog (MS), all treatments with three replications 
(R), each replicate will consist of a bottle with an explants. Success was achieved in 
the following variables: number of sprouting, treatment 5 with 4 mg of Bap showed the 
best results since it has the highest number of outbreak with an average of 2.63 
outbreaks; In the case of the variable number of leaves, the treatment corresponding 
to number 3 composed of 1.00 mg of Bap was the one with the highest root number, 
with an average of 2.87; For the variable number of root shoots, treatment 2 containing 
0.05 mg of Bap was the most effective with an average of 2.06 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
 
I. INTRODUCCIÓN 
 La presente investigación se refiere al tema Desarrollo Tecnológico en la producción 
in vitro de plántulas de Vainilla (vanilla planifora A.), utilizando la citoquininas 6-
bencinoaminopurina (BAP) la cual es considera como un regulador de crecimiento que 
tiene acciones y mecanismos como: promover la división, el crecimiento y elongación 
de las células, promueve la germinación, regula el crecimiento y elongación del tallo y 
las hojas, regula el crecimiento de las raíces, inhibe el proceso de envejecimiento de 
las hojas, regula la actividad enzimática. El objetivo de la presente es desarrollar un 
paquete tecnológico para la producción de in vitro de plántulas de vainilla utilizando 
segmentos nodales para ello fue necesario evaluar diferentes concentraciones 
Bencílaminopurina (BAP) para la generación de nuevos brotes, con lo cual 
respondemos a la siguiente pregunta ¿Qué concentración de 6-Bencílamonopurina 
(BAP) es las óptimas para la producción de in vitro de plántulas de vainilla utilizando 
segmentos nodales? 
 
La vainilla o ixtlilxóchitl (flor negra) es una orquídea endémica de México que se ha 
cultivado desde tiempos prehispánicos en la región Totonaca del norte de Veracruz y 
Puebla, la producción de vainilla en la República mexicana se localiza principalmente 
en un área relativamente pequeña ubicada en la región de Papantla en el Estado de 
Veracruz donde Geográficamente la región de Papantla, Veracruz, se encuentra a los 
20° 30’ de latitud norte y a los 97° 20’ de longitud este, en la vertiente de la Sierra 
Madre Oriental hacia el litoral del Golfo de México, de manera que la zona vainillera se 
sitúa entre el plano de la costa y las primeras estribaciones de la sierra (Velázquez, 
2004). 
México ha realizado grandes aportaciones gastronómicas al mundo siendo una de las 
más importantes la vainilla, hoy en día esta especia es considerada una de las más 
caras del mundo, sólo detrás del azafrán, la flor de la planta de vainilla es la orquídea 
trepadora cuyo fruto son las vainas negras que en su interior guarda en su diminutas 
semillas de polvo negro, la verdadera esencia de la vainilla (Mayorca, 2017). 
11 
 
Pese a que México es un reconocido productor de vainilla, no se encuentra entre los 
principales exportadores en 2016. La lista es encabezado por: Madagascar, Indonesia, 
Francia, Estados Unidos, Alemania, Canadá, Países Bajos, Bélgica, Arabia Saudita y 
Jordania; Sin embargo, el papel internacional de México es clave para mantener la 
diversidad biocultural y la conservación de los recursos genéticos, un capital natural 
importante que no puede ser reemplazado (LJA, 2018) 
La demanda de vainilla se ha incrementado en 15 países que incluyen integrantes del 
TLCAN, el TPP y el TLCTN, así como del bloque de la Unión Europea y otro con los 
que México no tiene tratado de libre comercio, la vainilla mexicana tiene un alto 
potencial de mercado, dado que las exportaciones del país no tienen una elevada 
presencia en el comercio internacional (SAGARPA, 2017). 
Al igual que lo anterior para este cultivo existen una serie de problemáticas que 
justifican que México deje de producir en grandes cantidades a la vainilla , uno de estos 
problemas es que el cultivo tradicional de la vainilla se realiza a partir de segmentos 
cortados de tallo (clones), ocasionando que no se presente variación genética entre 
individuos, esta práctica ha causado que las plantaciones sean susceptibles al ataque 
de plagas y enfermedades, en particular por la pudrición de la raíz causada por 
Fusarium batatis var. Vanillae Tucker y la antracnosis causada por Calospora vanillae 
(Menchaca, 2011) 
Por otra parte la especie se característica por presentar un bajo porcentaje de 
autopolinización ya que hasta el momento no se cuenta con el registro de un insecto 
polinizador conocido, de ahí que para obtener una cantidad adecuada de frutos es 
necesario aplicar la técnica de polinización manual, una vez lograda la fecundación, 
los frutos amarrados requieren de ocho a nueve meses paras ser cosechados 
(Hernandez, 2015). 
 
 
 
 
12 
 
1.1 Antecedentes 
Diversos trabajos aportan registro que la Vainilla es originaria de las regiones húmedas 
tropicales de México y América Central, aunque también se encuentra en forma 
silvestre en las selvas de América del Sur; los nativos la utilizaban como especia y 
también como “perfume” lo cual facilito que durante la época de la Conquista los 
españoles la llevaron a Europa, posteriormente llegó hasta África y Asia, debido a su 
sabor aromático la convirtió en la orquídea más cotizada, pero es hasta finales de los 
años 50 cuando la vainilla natural es sustituida por la vainillina sintética más barata, 
elaborada de eugenol o guayacol, ocasionando que el cultivo quedase casi 
abandonado, al principio de los años 80 la demanda de vainilla natural empezó a subir 
nuevamente debido a su mejor aroma, el uso de vainilla sintética como ingrediente no 
se permite en el procesamiento de productos de procedencia ecológica (Naturlad, 
2000). 
Existen aproximadamente 100 variedades de la especie vainilla, de las cuales pocas 
se cultivan sistemáticamente Vainilla planifolia Jackson es una de las orquídeas de la 
gran variedad de especie que produce frutos comestibles (Augstburger, 2000), es una 
planta enredadera con raíces aspiradoras que nacen de brotes, tiene hojas carnosas, 
flores de color blanco amarillento hasta crema y un solo estambre (Naturlad, 2000), la 
especie se caracteriza por presentar un bajo porcentaje de autopolinización y de no 
tener un insecto polinizador conocido, de ahí que para obtener una cantidad adecuada 
de frutos es necesario aplicar la técnica de polinización manual, una vez lograda la 
fecundación, los frutos amarrados requieren de ocho a nueve meses paras ser 
cosechados (Naturlad, 2000) 
La importancia económica, ecológica y cultural del cultivo de vainilla se considera 
principalmente en que las vainas de buena calidad producidas en México las cuales 
alcanzan precios elevados en el mercado nacional e internacional, la superficie 
nacional utilizada es de 1400 a 1900 hectáreas y la producción es de alrededor de 
entre 360 y 600 toneladas (A.C, 2009), para el sano desarrollo y producción de la 
planta de vainilla, se requiere que esta se sostenga en tutores vivos, esto propicia 
programas de reforestación y conservación de la vegetación nativa, principalmente de 
las selvas alta y mediana perennifolias por lo cual para el estado de Chiapas se puede 
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considerar una segunda opción económica, debido a que existen grandes cantidades 
de cafetales donde se puede cultivar la vainilla, por último, por ser un cultivo que 
requiere cuidados especiales y para la polinización manual se ocupa mucha mano de 
obra, es muy recomendable en empresas familiares. 
Para los diversos estados la vainilla puede ser un potencial económico extra debido a 
que para cultivarla solo se requiere de espacios ralos y aperturas naturales del 
bosque, pero una vez establecida, la planta de vainilla crece hastalas copas de los 
árboles de los estratos medios del bosque, en los sistemas de cultivo ecológico, la 
vainilla se sujeta a árboles de apoyo, como tutores se recomiendan, entre otros, las 
especies Gliricidia sepium, Erythrina spp. He Inga spp., también se recomiendan 
utilizar diferentes variedades de palmeras nativas, en un sistema agroforestal se 
respetarán estas exigencias tal vez se podría utilizar el cultivo de Palma africana 
(Naturlad, 2000), 
1.2 Planteamiento del problema 
El cultivo tradicional de la vainilla se realiza a partir de segmentos cortados de tallo 
(clones), ocasionando que no se presente variación genética entre individuos, esta 
práctica ha causado que las plantaciones sean susceptibles al ataque de plagas y 
enfermedades, en particular por la pudrición de la raíz causada por Fusarium batatis 
var. Vanillae Tucker y la antracnosis causada por Calospora vanillae (Rebeca A. 
Menchaca, 2011) 
Con el desarrollo del paquete tecnológico para la producción de in vitro de plántulas 
de vainilla utilizando segmentos nodales se podría permitir a futuro la incorporación de 
plantaciones de rasgos deseables que se pudieran encontrar en las plantas silvestres 
tales como: porcentajes más altos de autopolinización, resistencia a algunas 
enfermedades. 
 
 
14 
 
1.3 Justificación 
El fruto de la vainilla destinada al comercio se obtiene de polinización de la flor y 
maduración de los frutos curados y deshidratados de Vainilla planifolia. Dentro de los 
frutos curados de vainilla se conserva un polvo blanco que tienen como principal 
componente a la vainillina. Se le han detectado 169 compuestos como: hidrocarbonos, 
alcoholes, aldehídos, cetonas, esteres, alifáticos, terpenos, fenoles y heterocíclicos. 
Esta mezcla de sustancias aromáticas lo que hace tan distinta la vainilla artificial de la 
vainilla natural a deferencia del grado de etanol que utilizan para la elaboración de la 
vainilla artificial (Soto-Arenas, 2006). 
Todo cultivo manejable debe presentar importancias económica, ecológicas y cultural, 
tal es el caso del cultivo de vainilla reside principalmente en que las vainas calidad 
gourmet producidas en México alcanzan precios muy elevados en el mercado 
internacional, algo similar ocurre con las vainas que se comercializan a nivel nacional. 
Esta especia al ser una orquídea requiere para el sano desarrollo y que esta se 
sostenga en tutores vivos, esto propicia programas de reforestación y conservación de 
la vegetación nativa, principalmente de las selvas alta y mediana perennifolias. Por 
último, por ser un cultivo que requiere cuidados especiales y para la polinización 
manual se ocupa mucha mano de obra, es muy recomendable en empresas familiares 
contribuyendo así al aumento de la mano de obra y la restauración de la red familiar 
para la convivencia y comunicación. 
La vainilla es una especie importante como la mayoría de las orquídeas pero esta no 
es tan apreciada por la belleza de su flor, si no, por el producto final que es su fruto y 
esencia lo cual hace que la cultiven en diversos sistemas agroforestales, cuya 
producción mundial alcanza cerca de 10 mil toneladas en verde. Datos relevantes 
mencionan que para el año 2012 la producción total de vainilla estuvo representada 
por Madagascar (35.5 %), Indonesia (34.5%), China (13.7 %) y México ocupando el 
quinto lugar con 4.0 % del volumen total (Financiera Nacional de Desarrollo, 2014). 
Sin embargo México fue el principal productor de vainilla a nivel mundial, actualmente 
ocupa el quinto lugar y no figura entre los principales países que exportan vainilla. Esto 
se debe, a la compleja problemática que presenta el cultivo debido a la caída 
15 
 
prematura del fruto, así como también la forma tradicional de propagar nuevas plantas 
(por esquejes) permitiendo así a la propagación de enfermedades y desequilibrio 
biológico de las plantas, entre otros aspectos que está provocando graves 
afectaciones en la producción (Iglesias-Andreu et al., 2014). 
Por lo anterior se ha considerado que la Vainilla planifolia Andrews, al igual que 
muchos otros recursos naturales, es sobreexplotada porque las poblaciones silvestres 
han sido destruidas con la colecta excesiva y subutilizada debido a que no existe un 
plan de manejo y producción, la tala irracional de bosques que sufre el mundo ha 
puesto a la familia de las orquídeas, como tantas otras botánicas y zoológicas, al borde 
de la extinción, principalmente por la destrucción de su hábitat (Sociedad Colombiana 
de Orquideología, 2001). 
A pesar que el cultivo de la vainilla es muy rentable y adecuado para explotaciones 
pequeñas, sobre todo en áreas de amortiguamiento de Reservas Biológicas y Parques 
nacionales ya que los agricultores que habitan estas zonas juegan un papel estratégico 
favoreciendo protección a éstas áreas, ya que el cultivo de vainilla ofrece un respiro 
económico, pues en poca superficie se obtiene un ingreso alto y se emplea la mano 
de obra familiar ,La planta de vainilla es un cultivo excelente en sistemas 
agroforestales diversificados, se puede integrar y combinar con Banano (Musa 
paradisiaca), Cacao (Theobroma cacao), Aguacate (Persea americana), Café (Coffea) 
y especies que presenten similares exigencias 
Hablando del Desarrollo Agropecuario Sustentable debemos tomar en cuenta otras 
ventajas como que la vainilla está asociada a árboles vivos por lo cual no requiere de 
preparación de más terrenos para su cultivos y ayuda a no seguir la tala irracional de 
los árboles, además que es una vegetación que aporta su propia materia orgánica al 
suelo necesitando en lo más mínimo el incremento de fertilizantes químicos y evita la 
erosión a la vez que permite la recarga de los acuíferos, los vainillales, bosques de 
árboles vestidos con la olorosa orquídea son, además, un refugio para la fauna tales 
como: aves, reptiles e insectos, así como también para otras plantas silvestres. 
En conclusión para disminuir la presión sobre los bosques es necesario ofrecer a sus 
propietarios una o varias alternativas que sean ambiental, social y económicamente 
16 
 
viables para ello una de estas opciones el cultivo in vitro de vainilla, planta semi epífita 
y trepadora que conservan las características genotípicas del material inicial, tales 
como adaptación a los diferentes estados del clima, suelo, resistencia a enfermedades 
y plagas y conservar o aumentar el promedio de producción final, además de ser 
plantas que puede establecerse en áreas sometidas a régimen forestal o bien dentro 
de plantaciones forestales. 
 
II. OBJETIVOS 
 
2.1 Objetivo general 
Evaluar la citocinina bencilaminopurina en la propagación in vitro de vainilla (vinilla 
planifolia a.) a partir de segmentos nodales. 
 
2.2 Objetivos específicos 
Estandarizar un proceso de esterilización con hipoclorito de sodio en envase de 
plástico para medios de cultivo. 
Evaluar diferentes concentraciones de bencílaminopurina para potenciar la brotación 
múltiple de Vainilla planifolia. 
 
III. PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN 
 
¿Qué concentración de bencílaminopurina es la óptima para generar in vitro mayor 
número de brotes de vainilla planifolia a partir de segmentos nodales? 
 
IV. HIPÓTESIS 
La citosina bencílaminopurina (BAP) induce brotación múltiple en segmentos nodales 
Vainilla planifolia 
 
 
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V. REVISIÓN DE LITERATURA 
 
5.1 Historia de la vainilla 
La vainilla se utilizó en el México antiguo con diversos propósitos: como elemento para 
el pago de tributos de los totonacos a los aztecas, como saborizante del chocolate y 
planta medicinal, a la que también se le atribuían propiedades afrodisíacas. Desde 
tiempos prehispánicos, era parte del tributo que pagaba el pueblo totonaco al imperio 
azteca, no se sabe con exactitud si ya se cultivaba o sólo se recolectaban los frutos 
silvestres en el campo, de lo que no existe duda alguna es que las culturasmexicanas 
la comerciaban y daban gran valor a este producto (Hágsater et. al. 2005). 
Entre las distintas culturas indígenas de México que dieron uso a esta especie, 
destacaron los mayas, aztecas y totonacas, es así que por su importancia en el 
intercambio y comercio indígena, la vainilla posee un nombre prehispánico en muchas 
lenguas tales como: xanat, shanat, saxixánath (Totonaco, Veracruz), tlilxóchitl (Nahuátl 
antiguo), kuoley gm (Chinanteco, Oaxaca), zizbic (Maya, Yucatán) (Soto y Dressler, 
2010), nashú-xicha (Mazateco), y juju (Zoque) (Hágsater et al., 2005). 
 
Vainilla planifolia jacks. Andrews (Orchidaceae), es una orquídea endémica de 
Centroamérica y el sur de México que es comercializada por su capacidad de producir 
vainillina (4-hidroxi-3-metoxibenzaldehído), compuesto obtenido de las vainas o 
cápsulas y que se ha transformado en uno de los saborizantes naturales más 
importantes y caros del mundo (Geetha & Shetty, 2000; Bory et al., 2008; Osorio, 2012; 
Salazar-Rojas et al., 2012; Gamboa-Gaitán, 2014). 
La vainilla presenta un origen y una distribución pantropical, aunque se dice que es un 
cultivo autóctono de México y Centroamérica en donde se localizan cultivares 
primitivos congéneres silvestres y poblaciones silvestres. En Guatemala se ha 
encontrado en forma silvestre en bosques vírgenes, a alturas que oscilan entre 305 y 
1218 m.s.n.m. (González, 2003). 
La vainilla, es una orquídea hemiepífita que bajo condiciones naturales enfrenta 
condiciones estacionales de estrés hídrico a lo largo de su ciclo de vida que explican 
18 
 
su ruta fotosintética CAM (Goh y Kluge, 1989), así como diferentes ambientes 
lumínicos; inicialmente crece en el interior sombreado de los bosques neotrópicales, y 
luego, apoyándose sobre los árboles alcanza el dosel, donde florece y fructifica a 
mayor luminosidad (Fouché y Jouve, 1999). 
El cultivo de vainilla en sistemas agroforestales permite desarrollar una producción 
agrícola con beneficios económicos adicionales para los pequeños cultivadores 
(Browell, 2011). Esto se constituye en una estrategia para la conservación de 
biodiversidad y protección del suelo en diferentes regiones del trópico (Kahane et al., 
2008). En algunos países en donde se cultiva vainilla en sistemas agroforestales, se 
ha intentado además desarrollar producción orgánica, la cual tiene un comercio 
preferencial en mercados especializados (Garibay y Jyoti, 2003; Gómez Tovar et al., 
2005; Gibbon et al., 2006). Este cultivo puede adaptarse fácilmente a este tipo de 
producción ya que crece directamente en sustratos constituidos por materiales 
orgánicos frescos o compostados (Anil Kumar, 2004), los cuales deben suministrarle 
a la planta los nutrientes necesarios para su desarrollo. 
 
5.2 Clasificación taxonómica 
 
Variedad: Diversas 
Especie: Planifolia, fragans 
Género: Vanilla; Mill 
Familia: Orchidaceae 
Tribu: Ofridea 
Orden: Orchidales 
Clase: Monocotiledóneas 
Sub-división: Angiospermas 
División: Embryophyta Siphonogama (Espermafitas, Antofitas, Fanerógamas) 
 
19 
 
Vainilla es un género pantropical con unas 110 especies, que se distribuyen en todos 
los continentes, menos en Australia, entre los 27° de latitud norte y sur. La mayoría de 
las especies se encuentran en América tropical, seguida por el sudeste de Asia y 
Nueva Guinea, África, las islas del Océano Indico y el Pacífico (Bory et al., 2008b; 
Minoo et al., 2007). No todas las especies son aromáticas, pues solo se reconocen 
unas 35 especies con esta característica, originarias de Centro y Suramérica y el 
Caribe (Lubinsky et al. 2008; Soto-Arenas, 1999; Soto-Arenas, 2003). Las otras 
especies silvestres de vainilla constituyen recursos genéticos valiosos que pueden ser 
de gran utilidad para el mejoramiento de V. planifolia con relación a la resistencia a 
enfermedades, la capacidad de auto-polinización y la calidad aromática (Bory et al. 
2008a; Ploetz, 2006; Soto-Arenas, 2003); esto justifica los numerosos esfuerzos 
alrededor del mundo por caracterizar y proteger la biodiversidad de este género de 
orquídeas (Besse et al., 2004; Bory et al., 2008b; Grisoni et al., 2007). 
La vainilla es una orquídea tropical que pertenece al género Vainilla de la familia 
Orchidaceae, tribu Ofridea. Se conocen más de 50 especies, de ellas las más 
utilizadas son: planifolia, fragans y pomponea (González, 2003). 
 
5.3 Características fenológicas y anatómicas 
 
Durante tiempos varios autores han creado diversos conceptos de clasificación de la 
vainilla, aunque la mayoría coinciden con la descripción fenológicas y anatómica, 
debemos rescatar los informes ya existentes para comparar y reafirmar los 
conocimientos, por ello se presentan diversos conceptos formados por múltiples 
autores. 
 Las vainillas se caracterizan por ser plantas herbáceas, perennes, hemiepífita con 
tallo cilíndrico, poco ramificado, largo flexible y suculento, de color verde; las hojas son 
opuestas, alternas, subsésiles, de forma oblonga-elíptica lanceolada, con ápice agudo 
acuminado, de 10 a 20 cm de longitud por 4 a 8 cm de ancho y 1 a 2 mm de espesor, 
de consistencia carnosa y epidermis lustrosa y cutinizada, principalmente en el haz. 
20 
 
La planta posee dos tipos de raíces, las que profundizan en el suelo se desarrollan 
superficialmente y se extiende a varios metros de la planta y las adventicias que 
aparecen en los nudos que crecen y se adhieren al tutor, el sistema radical de la vainilla 
es superficial (5-15 cm de profundidad) y como abarca un radio aproximado de 1.20 m 
alrededor de la planta, las labores de cuidado, polinización y cosecha se ejecutarán 
con sumo cuidado para evitar el pisoteo de esa zona. 
 Las flores aparecen en espiral formando racimos axilares, en número de 10 a 20 por 
inflorescencia; la flor está compuesta por tres sépalos y tres pétalos de color verde 
pálido, blanco amarillento, amarillo hasta crema, posee una columna en la sección 
trasversal, de quince a veinticinco centímetros de longitud, formada por el estambre y 
el pistilo soldados, envueltos por un pétalo modificado y alargado al que se le da el 
nombre de “labelo”. Existe una pieza floral denominada “Rostelo” que se interpone 
entre los sacos de polen y el estigma limitando la polinización; el ovario posee tres 
carpelos con múltiples ovarios; el fruto es una cápsula, suele medir entre 15 y 23 cm 
de largo; es delgada, carnosa, ligeramente triangular, dehiscente lateral y contiene una 
pulpa oleosa y numerosas semillas de tamaño microscópico, de color negro, de forma 
globosa y con testa sólida, como las semillas son pequeñas y la cápsula contiene 
sustancias que impiden la germinación, la reproducción para cultivo comercial se hace 
en forma vegetativa mediante plantones o esquejes. Aunque las flores de la vainilla 
son muy fragantes, las vainas carecen totalmente de aroma, incluso recogidas en 
plena madurez, lo adquieren hasta el momento en que se secan y curan (Augstburger, 
2000) 
El sistema radical es denso y corto. Las raíces subterráneas son llamadas trazadoras 
y se extienden en un radio de 80 cm. También tiene raíces adventicias o crampones 
las cuales son carnosas y largas que la planta utiliza para adherirse al tutor y nutrirse 
a través de una estructura exterior llamada velamen (Orquideología, 2000) 
Las flores están dispuestas en racimos axilares, cortos, fuertes, con 20 o más flores 
amarillo verdosas y poco visibles. Salen de las axilas de las hojas. Con eje corto y 
suculento, son de poca duración (1 – 2 días como máximo), la inflorescencia es 
sucesiva (Orquideología, 2000) 
21 
 
El fruto es una vaina casi cilíndrica. El conjunto de vainas sobre una misma 
inflorescencia se llama pezón. Las semillas son diminutas, carecen de endospermo. 
Son fértiles solo si son producto de polinización natural (Asociación Costarricense de 
Orquideología, 2000). 
La sustancia responsable del olor y elsabor de la vainilla es la vainillina (C8H8I3). Su 
contenido varía según la especie y el lugar donde se cultive. Sin embargo, no es 
proporcional a la calidad o el valor de la especie. Contiene otras sustancias 
secundarias como el aceite vainillínico, aceite fijo, resina suave, goma, oxalato de lima, 
grasa, éter aromático fuerte, sustancia colorante y constituyente mineral. La vainilla se 
encuentra disuelta en aceite café oscuro, alrededor de las semillas en el centro de la 
vaina, de aquí su color casi negro de las vainas (Asociación Costarricense de 
Orquideología, 2000). 
5.4 Agentes polinizadores 
Uno de los principales problema que presenta la vainilla es el escaso número de 
insectos polinizadores, que se han reducido por la aplicación de plaguicidas (Coro, 
2009), por lo que cada flor tiene que ser auto polinizada manualmente para formar un 
fruto, lo que implica una mayor inversión en mano de obra para el cultivo (Soto-Arenas, 
1999). 
 
5.5 Usos y productos 
En la industria alimenticia existe una vaina que es muy reconocida por su intenso 
sabor, su textura y sobretodo pos su olor, esta vaina representa el nombre de México 
en muchos lugares del mundo, pues es en esta región donde su cosecha se da en 
mayor cantidad (Torres-González et al., 2011). 
Es por eso que en México se colectan frutos de V. pomponea para usos locales en 
diversas regiones, principalmente en Nayarit y Oaxaca. Vainilla odorata es colectada 
ocasionalmente en la selva Lacandona principalmente para aromatizar ron. Las 
cápsulas de Vainilla odorata se han colectado también en Ecuador y Bolivia con fines 
similares (Soto M, 1999). 
22 
 
Los usos más frecuentes de la vainilla, se podría pensar que son en los alimentos, 
pero también existen otros cuantos que se le pueden dar a ésta: 
 Repostería: para fabricar pasteles, chocolates, panes y postres. 
 Bebidas: se utiliza en los refrescos, aguas y en los cocteles con bebidas 
alcohólicas. 
 Farmacéutica: se utiliza como estimulante del sistema nervioso para conseguir 
la relajación, controlar la histeria y depresión y para fabricar tinturas o 
infusiones. 
 Fragancia: se utiliza en aromatizantes y como bases para fabricar perfumes. 
 Saborizantes: el extracto de vainilla se puede agregar a diversos productos para 
que contengan el sabor de esta vaina como por ejemplo los helados o las leches 
(Berger 2007). 
 
5.6 Comercialización 
La vainilla es un cultivo de exportación, pues la vainilla que se obtiene de sus frutos es 
considerada hoy el saborizante natural de mayor importancia en el ámbito mundial. Se 
usa en la industria alimenticia, refresquera, licorera, farmacéutica, de perfumería y 
cosméticos, y en menor cantidad en la industria tabacalera y de artesanías (González, 
2003). 
La esencia de la vainilla, se utiliza comúnmente para saborizar helados, bebidas 
suaves, como condimento de comidas, en cosméticos y en la industria de perfumes 
(Kalimuthu et al., 2006). La vainillina concretamente como esencia, es un sabor muy 
versátil, en cualquier concentración es aceptable, y la mayoría de las personas 
disfrutan de su sabor, siendo uno de los más populares del mundo. 
 
5.7 Requerimientos agroecológicos 
 
5.7.1 Suelos 
Debido a que el sistema de raíces de la vainilla es superficial y requiere un sustrato 
liviano, rico en materiales orgánicos, poroso, que le permita a las raíces expandirse sin 
encontrar humedad excesiva (Fouché y Jouve, 1999). Por esto, se requiere una 
cantidad considerable de materia orgánica en la base de la planta para que se 
desarrollen raíces saludables. Las raíces de la vainilla son muy delicadas y 
susceptibles al ataque de patógenos como Fusarium (Otero et al., 2004; Ramírez et 
23 
 
al., 1999; Ploetz, 2006), los cuales se pueden mantener controlados con el manejo del 
sustrato. Los abonos de origen animal como estiércol, no son recomendables excepto 
que estén bien descompuestos (Damirón, 2004; Hernández, 2009; McGregor, 2005) 
La fertilidad del suelo no es un factor limitante porque se han desarrollado técnicas 
para establecer cultivos de vainilla adicionando materia orgánica en la base de la 
planta, pero en general se prefieren suelos bien drenados, profundos, y ricos en 
materia orgánica (McGregor, 2005). 
5.7.2 Clima 
Las zonas donde se cultiva vainilla deben tener temperaturas entre 21 y 32 °C, con un 
promedio cercano a los 27°C (Fouché y Jouve, 1999), y la precipitación debe estar 
entre 1600 y 2500 mm año-1, con una distribución uniforme durante el año. Sin 
embargo, requiere que se presente un período más seco (de uno o dos meses) para 
inducir la floración. Las áreas con una estación seca excesivamente prolongada no 
son adecuadas para el cultivo de vainilla, excepto que se establezcan sistemas de 
riego (Damirón, 2004; McGregor, 2005). 
La planta de vainilla crece bien a nivel del mar, y a altitudes de más de 760 m.s.n.m, 
con temperaturas entre los 20 a 30° C (Berger 2007). Soto (1999) menciona que las 
plantas de Vainilla planifolia en forma silvestre se encuentran en bosques perennifolios 
o húmedos sobre terrenos con mucha pendiente, frecuentemente entre los 250 y 750 
metros de altitud. A pesar de las altas precipitaciones, siempre mayores a 2,500 mm, 
estos bosques son muy ventilados y con suelos secos. También se ha visto en bosques 
a 400 m.s.n.m. 
 
5.8 Método de propagación 
Dentro de la biotecnología vegetal existen diferentes técnicas que están a disposición; 
avances tecnológicos que está obligado a utilizar no solo en un beneficio directo sino 
también indirecto, a forma de preservar y mejorar su medio ambiente natural. La 
biotecnología es, sin duda, una de las áreas del conocimiento con mayor impacto sobre 
la sociedad del siglo XXI. Es así que la propagación por cultivo de tejidos vegetales o 
también llamada cultivo in vitro, es una herramienta biotecnológica para lograr el 
rescate de especies amenazadas de extinción, utilizando el principio de la 
24 
 
totipotencialidad celular para obtener grandes cantidades de individuos en un tiempo 
menor que el que se requeriría naturalmente, sin perder las características genéticas 
y morfológicas de la planta donante (Ordoñez, 2003). 
5.8.1 Esquejes 
Generalmente la vainilla es propagada por medio de esquejes, Es muy importante 
obtener esquejes de vainillales en plena producción para asegurarse de no estar 
propagando plantas improductivas que al ser colectados de la planta madre provoca 
en esta un retraso en el crecimiento, el desarrollo y la producción. Además, este 
proceso solo puede realizarse a pequeña escala debido a la exposición que sufre la 
planta donadora a enfermedades (Pinaria et al., 2010). La propagación sexual de la 
vainilla por otra parte, tiene como principal limitante la escasa o nula capacidad de 
germinación de las semillas (Torres-González et al., 2011). 
5.8.2 Acodos 
Para la nueva siembra o repoblación de los cultivos de vainilla se pueden utilizar 
nuevos esquejes o acodos, pero es muy importante seleccionarlos, considerando los 
aspectos siguientes: Yemas viables: Se utilizan como esqueje los tramos que no han 
producido frutos y tengan por lo menos tres yemas viables para la producción de brotes 
vegetativos, el esqueje no crece sirve como planta madre; Productividad: Seleccionar 
los esquejes o acodos en vainillales productivos, tres meses después de la 
polinización, tomando de referencia las plantas con 6 a 8 vainas en desarrollo; 
Sanidad: Fundamental considerar esquejes o acodos sin daños de enfermedades ni 
de plagas, para evitar su proliferación en futuras plantaciones; Vigor: Influye en la 
reducción del tiempo a floración y una mayor capacidad productiva de la vainilla; 
Tamaño: Es recomendable utilizar esquejes o acodos de 80 cm a un metro de longitud 
y un centímetro de diámetro (inifap, 2004) 
5.8.3 In vitro 
En los últimos años el cultivo in vitro ha constituido una alternativapara la producción 
de plantas a través de la micro propagación, lo que ha beneficiado a los productores 
de este cultivo, debido a que una limitante del cultivo es la obtención de material 
vegetativo con características de alta productividad, libres de microorganismos 
patógenos y plagas; aun así, se buscan nuevas tecnologías que permitan la 
25 
 
automatización y mejoren los protocolos para la climatización de las plantas (González, 
2003). Asimismo, se puede utilizar como método para la conservación de recursos 
filogenéticos y de plantas en peligro de extinción. 
George & Ravishankar (1997) determinaron que la combinación de medio líquido y 
medio sólido favorece la multiplicación de brotes en V. planifolia. En la etapa de 
iniciación, colocaron brotes axilares en un medio Murashige Skoog (MS) sólido 
suplementado con 2 mg/L de Bencílaminopurina (BAP) y 1 mg/L de Ácido 
Naftalenacético (ANA) durante 13 semanas, obteniendo un promedio de 5.7 brotes por 
explantes. Los brotes formados se transfirieron en una segunda etapa de propagación 
a un medio MS líquido suplementado con 1 mg/L de BAP y 0.5 mg/L de ANA y por un 
periodo de 2 a 3 semanas, con lo cual se obtuvo un promedio de 7 brotes por 
explantes, los cuales posteriormente fueron subcultivados en medios sólidos. 
5.9 Tecnología del cultivo de tejidos 
El desarrollo de nuevas tecnologías como los programas de hibridación podría permitir 
a futuro la incorporación en las plantaciones de rasgos deseables que se pudieran 
encontrar en las plantas silvestres tales como: porcentajes más altos de 
autopolinización, resistencia a algunas enfermedades, etc. (Soto, 1999). 
El cultivo de tejidos vegetales se define como el aislamiento y crecimiento de ejidos 
en un medio sintético y aséptico, bajo condiciones controladas. Consiste en preservar 
y lograr la proliferación de diversas porciones de la planta, en un medio nutritivo 
complementado con vitaminas, reguladores de crecimiento y fuentes de carbono. 
Algunas de las investigaciones efectuadas desde los inicios de cultivo de tejidos son 
los primeros cultivos exitosos de órganos y el descubrimiento de la importancia de las 
vitaminas y de las auxinas para el crecimiento de raíces; los reportes sobre crecimiento 
indefinido de callos en medios artificiales; los trabajos de organogénesis de Skoog; la 
descripción del fenómeno de embriogénesis en cultivos de zanahoria; la obtención de 
los primeros protoplastos; el cultivo de anteras para regenerar plantas haploides a 
partir de granos de polen y otros (Hernández, 1991). 
La germinación de semillas de vainilla, y su posterior propagación vegetativa, 
permitirían sentar las bases de un banco de germoplasma in vitro estableciendo líneas 
26 
 
con potencial de mejora tanto en sus características vegetativas como de resistencia 
a plagas y enfermedades. 
5.9.1 Medios de cultivo 
Para los cultivo in vitro existen una serie de elementos importantes, pero sin duda 
alguna los medios de cultivo es el elemental ya que en ellos se encuentran las 
sustancias necesarias para el crecimiento y desarrollo de los tejidos vegetales, un 
medio de cultivo es una solución acuosa en donde se encuentran disueltas sales 
minerales que aportan los elementos esenciales macronutrientes (N, P, K, S. Ca y Mg) 
y micronutrientes (Fe, B, Mn, Zn, Cu, Mo, y Co), normalmente es imprescindible una 
fuente de carbono, generalmente la sacarosa, debido a la escasa actividad 
fotosintética de los tejido in vitro. Además, el medio puede ser enriquecido con 
aminoácidos, vitaminas y reguladores del crecimiento, Los medios de cultivo se 
preparan a partir de soluciones concentradas 10 o 100 veces (MURASHIGE & 
SKOOG, 1962) 
5.9.2 Reguladores de crecimiento 
Las hormonas vegetales son compuestos orgánicos sintetizados en una parte de la 
planta y translocado a otra parte donde, en concentraciones muy bajas, produce una 
respuesta fisiológica, en la propagación de plantas, las hormonas vegetales tienen 
gran importancia ya que no sólo son parte del mecanismo interno que regula la función 
vegetal, sino que ellas pueden inducir una respuesta específica en el cultivo (Salisbury, 
1994). 
 
5.9.2.1 Auxinas 
Las dos clases de hormonas más importantes son las auxinas y las citocininas las 
cuales controlan la formación de la raíz, del tallo y el callo (Hartmann, 1992). Estos 
grupos de hormonas vegetales que se producen en las partes de las plantas en fase 
de crecimiento activo y regulan muchos aspectos del desarrollo vegetal. Comprenden 
una gran familia de sustancias que tienen en común la capacidad de producir un 
agrandamiento y alargamiento celular; se ha encontrado al mismo tiempo que 
promueven la división celular en el cultivo de tejidos. La auxina estimula la iniciación 
27 
 
de raíces en tallos, pero puede inhibir o reducir el crecimiento subsecuente de las 
raíces (Roca, 1991). 
El Ácido Naftalenacético, comúnmente abreviado ANA, es un compuesto orgánico con 
la fórmula C10H7CH2CO2H. ANA es un hormona vegetal de la familia de las auxinas 
y es un ingrediente en muchos productos comerciales para enraizamiento; es un 
agente enraizador y es usado en la propagación vegetativa de plantas. También es 
usado en el cultivo de tejidos (Martínez, 2007). 
El ácido indolacético, AIA, la auxina más común, se suele formar cerca de los brotes 
nuevos, en la parte superior de la planta, y fluye hacia abajo para estimular el 
alargamiento de las hojas recién formadas. Los científicos han obtenido compuestos 
químicos, llamados estimulantes del crecimiento, basados en las auxinas naturales. 
Estas sustancias sintéticas, que se aplican en forma de aerosol o de polvo, se usan 
para frenar el brote de las yemas de las patatas almacenadas, para destruir las malas 
hierbas de hoja ancha y para evitar la caída prematura de frutos y pétalos de flores. 
Las sustancias de crecimiento se usan también para obtener frutos sin semillas, como 
tomates, higos y sandías, y para estimular el crecimiento de las raíces en los esquejes 
(Enciclopedia Encarta, 2003). 
La práctica de enraizamiento de los brotes propagados in vitro reviste gran importancia 
debido a que tiene como objetivo producir plantas con buenas características 
fisiológicas y morfológicas que puedan sobrevivir en las condiciones del trasplante al 
suelo. La formación del sistema radical y el crecimiento de las raíces son 
fundamentales para lograr la transferencia de las vitroplantas a condiciones de 
invernadero. El proceso de enraizamiento en los brotes propagados in vitro requiere 
generalmente el trasplante a un medio de cultivo modificado. Asimismo, se requiere 
cambiar el balance hormonal, esto es, disminuir las citoquininas y aumentar las 
auxinas. Entre los efectos auxínicos en las plantas, se encuentra la formación de raíces 
(Quintero et al, 2003) 
 
28 
 
5.9.2.2 Citocininas 
Las citocininas o citoquininas son hormonas que influyen en el crecimiento vegetal de 
varias maneras, incluidos el control de la división y diferenciación celulares, 
contrarrestando la dominancia apical, y retrasando el envejecimiento de las hojas. El 
nombre de citocininas se refiere a su papel en la división celular o citocinesis. Suelen 
ser formas modificadas de adenina y, originariamente, se descubrieron como resultado 
de una serie de experimentos realizados en plantas de tabaco, cuyo fin era encontrar 
agentes químicos estimulantes del crecimiento celular. Las citocininas se sintetizan en 
la raíz y se transportan a través del xilema a otros órganos de la planta, donde 
fomentan de manera general un estado más juvenil de desarrollo. Las citocininas 
retrasan el envejecimiento de las hojas y aumentan su longevidad de diversas 
maneras, entre ellas la atracción de aminoácidos desde otras partes de la planta. 
Aunque los científicos han observado varios efectos de las citocininas, aún no terminan 
de comprender la ruta de transducciónde señale de estos reguladores de crecimiento 
(LJA, 2018). 
 
5.9.2.3 Giberelinas 
Las giberelinas son hormonas sintetizadas en los primordios apicales de las hojas, en 
puntas de las raíces y en semillas en desarrollo. Su principal función es incrementar la 
tasa de división celular (mitosis). El ácido giberélico GA3 fue la primera de esta clase 
de hormonas en ser descubierta (EFN.UNCOR, 1999). 
5.10 Avances en cultivo in vitro de vainilla 
Diversos trabajos se han realizado durante años pero algunos de los más recientes 
son los que se mencionan continuación. 
Lee H (2008) desarrolló un protocolo de regeneración completo y eficiente para Vainilla 
planifolia “Andrews” la cual se considera como una especie de orquídea en peligro de 
extinción que representa un cultivo importante en varios países tropicales, para dicho 
trabajo realizo una selección de los brotes axilares extrayéndolos del primer al octavo 
nodo, considerando los nodos primero a cuarto como "jóvenes" y los quintos a octavos 
como "maduros" , para el desarrollo de la actividad se procedió a cultiva en medio de 
Murashige y Skoog (MS) suplementado con 5.73, 7.64, 9.55 o 11.46 μM de 6-
29 
 
bencilaminopurina (BA) para la inducción de brotes y en combinación con 4.45 μM de 
ácido naftaleno acético (NAA) para inducir la proliferación múltiple de brotes; La 
concentración de citoquininas y la posición del brote en el tallo tuvieron un efecto 
significativo en el número de brotes regenerados, como resultado obtuvo que la mayor 
formación de brotes por explantes, para las dos selecciones de explantes analizadas, 
se obtuvo con 9.55 μM de BA en medio MS suplementado con 100 mg · L-1 
myoinositol, 150 mg · L-1 ácido cítrico, 100 mg · L-1 ácido ascórbico, y 20 g · L -1 de 
sacarosa; Los brotes jóvenes pudieron formar un promedio de 18.5 ± 2.4 brotes por 
explantes, mientras que los brotes maduros indujeron un máximo de 11.0 ± 1.0 brotes 
por explantes 
Luis (2009) realizó su trabajo en la ciudad de Costa Rica, el cual que tiene como 
objetivo general desarrollar un sistema de propagación, producción de raíces y 
formación de callos protocórmicos a partir de meristemos radicales como base para la 
transformación genética de vainilla (Vainilla planifolia). El desarrollo de esta actividad 
consistió en realizar la micro propagación in vitro de vainilla la cual se realizó en un 
medio de cultivo MS líquido suplementado con 1mg/L de BAP en oscuridad, se sub 
cultivó en tres ocasiones, en los resultados obtenidos se determinó que durante la 
micro propagación de la vainilla se produjo en promedio 4.78 brotes/explantes, 
durante el segundo sub cultivó en un medio de cultivo MS líquido suplementado con 1 
mg/L de BAP en oscuridad y para la producción de raíces se produjo 4.47 
raíces/explantes en un medio de cultivo MS líquido sin reguladores de crecimiento 
suplementado con 1 g/L de CH en oscuridad. 
De igual manera (Lozano-Rodriguez M. A., 2015) en su trabajo realizado en la ciudad 
de Veracruz, considera que es muy importante identificar la concentración idónea de 
regulador del crecimiento en la cual se desarrollen mejor el número de brotes con lo 
cual todos los investigadores coincidimos pero el en su trabajo realizó lo siguiente: 
cultivaron in vitro, yemas axilares de vainilla, estas fueron sometidas a diferentes 
tratamientos con reguladores del crecimiento, los cuales fueron N6-Bencilaminopurina 
(BAP), Kinetina (Kin), meta-Topolin (mT) y Thiadiazuron (TDZ). Se utilizó el medio 
de cultivo MS compuesto por sales inorgánicas y vitaminas del Murashige y Skoog, 
30 
 
adicionado con glicina 2 mg L-1, myo- inositol 100 mg L-1, 20 g L-1 de sacarosa. El 
pH del medio se ajustó a 5.2 con NaOH y/o HCl 1N previo a la adición de 5.1 g L-1 
de agar Powder Micropropagation Type II (Caisson Lab. Inc.), para lograr el objetivo 
evaluaron las variables: número de brotes por explantes y altura de los brotes, esto en 
un lapso de 30 días para que los explantes fueran subcultivados, dando a los 90 
días un segundo tratamiento de BAP (2.22 µM), para estimular la diferenciación 
de brotes indefinidos; Como resultados Obtuvieron el mejor que el tratamiento 
correspondiente a BAP 8.88 µM después de 120 días de cultivo, teniendo un 
promedio de 6.1 brotes por explantes con una altura promedio de 5.59 cm por 
brote. La utilización de 8.88 µM de BAP fomenta tanto la formación de brotes 
adventicios como el desarrollo de estos. 
Por su parte (Bello-Bello J.J, 2015) atendiendo a la gran necesidad de conservar 
genéticamente a la Vainilla, emprende su investigación que tiene como objetivo el 
estudio de evaluar el efecto de cuatro concentraciones (0, 10, 20 y 30 g L-1) de dos 
agentes osmóticos: manitol y polietilenglicol (PEG), y cuatro concentraciones (0, 1, 2 
y 3 mg L-1) de dos inhibidores del crecimiento vegetal: ácido abscísico (ABA) y 
paclobutrazol (PAC), para evaluar la supervivencia y crecimiento in vitro de plantas 
de V. planifolia, En todos los tratamientos se utilizaron brotes de 0.5 cm de altura 
regenerados in vitro; menciona que los brotes fueron cultivados en medio de cultivo 
(MS) en un periodo de 180 días de cultivo al termino de ellos se evaluó porcentaje de 
supervivencia, longitud de la planta, número de hojas, número y longitud de raíces, 
Los cultivos in vitro mostraron valores menores en las variables evaluadas de 
crecimiento, cuando fueron incrementadas las concentraciones de los agentes 
osmóticos e inhibidores en el medio de cultivo; pero los tratamientos con PAC 
mantuvieron 100 % de supervivencia de los brotes, Sin embargo, este compuesto 
provocó la presencia de anormalidades en la parte apical y radical de las plántulas in 
vitro; con Respecto al ABA, al utilizar 3 mg L-1 los brotes mostraron valores menores 
en todas las variables evaluadas y 90 % de supervivencia; Estos resultados 
permitieron establecer un método de conservación in vitro a mediano plazo de V. 
Planifolia que prolonga el periodo entre sub cultivos cada 180 días, sin afectar la 
viabilidad y fenotipo de las plantas. 
31 
 
5.11 Manejo del cultivo 
Los requerimientos para una excelente producción de vainilla van desde las plantas 
nuevas a sembrar así como también el clima y el terreno donde se plantara la nueva 
producción, este último con una exigencia mayor puesto que será el sustento de la 
planta, por eso el terrenos donde se establezcan vainillales, deberán tener un 
excelente drenaje, ricos en humus y pH de 6 a 7, son preferibles aquellos terrenos 
que reciban la luz del sol por la mañana y no por la tarde, ya que el sol de la tarde es 
más intenso y puede llegar a quemar la planta (INIFAP, 2011) 
5.11.1 Producción y calidad plántula 
El cultivo tradicional de la vainilla se realiza a partir de segmentos cortados de tallo 
(clones), ocasionando que no se presente variación genética entre individuos, esta 
práctica ha causado que las plantaciones sean susceptibles al ataque de plagas y 
enfermedades, en particular por la pudrición de la raíz causada por Fusarium batatis 
var. Vanillae Tucker y la antracnosis causada por Calospora vanillae (Divakaran et al., 
2006). 
5.11.2 Siembra (época y densidad) 
Diversas experiencias en campos muestran cómo debe de ser el proceso de siembra 
de la vainilla, estas experiencias son transmitidas de generación en generación, en 
algunas ocasiones son tomadas para crear paquetes tecnológicos que facilitan el 
proceso de siembra y manejo de la vainilla, para la siembra se recomienda abrir una 
zanja superficial de 30 cm, posteriormente se siembra de forma vertical al introducir la 
parte basal, sin hojas en la zanja y tapar con tierra y hojarasca una vez sembrado se 
debe amarrar el esqueje al tutor con hilo de henequén o tallo de plátano para facilitar 
que cuando la planta crezca estapueda adherirse fácilmente al tutor; para tener mayor 
éxito en la siembra se recomienda utilizar como época de siembra: los meses de mayo 
a junio, después de una lluvia o riego cuando el tutor tenga suficiente sombra (EDAG, 
2004). 
Se deben seleccionar los tutores (naranjos, café, entre otros) que tengan una altura 
promedio de 4 m, con una copa y estructura bien formada, a los cuales, se les debe 
eliminar los “chupones”, ramas secas o aquellas que interfieran en el manejo de la 
vainilla y en la luminosidad, como la mayoría de los árboles frutales se encuentran 
32 
 
sembrados en un diseño de marco real u a tres bolillo se considera que el número de 
tutores por hectárea se encuentra entre los 204 y 625, los árboles se encuentran 
establecidos a 4 x 4 m, 5 x 5 m, 6 x 6 m y 7 x 7 m en marco real, y se establecen de 3 
a 6 esquejes por tutor, dando un total de 1,224 a 1,875 esquejes por hectárea (INIFAP, 
2011). 
5.11.3 Riego 
En todo tipo de cultivo el agua es el principal factor que influye en el crecimiento y 
desarrollo de la planta, pero cada planta tiene sus propios requerimientos de agua por 
lo que es importante suministrarla a un “vainillal” si bien para poder llevar el agua a los 
cultivos se requiere de un sistema de riego con micro aspersores de 180° y 360° es 
el más usual en los vainillales, debido a que humedece mucho mejor la materia 
orgánica (cobertura vegetal) o abono, que es donde se encuentran las raíces, es más 
económico y práctico, aclarando que de igual manera hay mayores formas de regar el 
cultivo pero el sistema de riego menos utilizados son el riego por aspersión, “cañón” 
y goteo (Sagarpa, 2011). 
Para el riego en los vainillales existen ciertos criterios útil para regar uno de ellos 
consiste en mantener húmedo en todo momento la materia orgánica, pero sin 
saturarlo, de igual manera para saber que se hace un correcto riego se debe para 
mayor precisión obtener un nivel de humedad (70 %) de la materia orgánica se puede 
medir con un tensiómetro, lo cual nos indica que la cantidad de agua y frecuencia de 
riego depende del tipo de materia orgánica, etapa fenológica del cultivo y de las 
condiciones climáticas como las lluvias, radiación solar y el calor, también influye el 
porcentaje de sombra que reciba el vainillal, Otro criterio es recordarse que las raíces 
de la vainilla son de crecimiento superficial; por tanto, es mejor regar varias veces poca 
agua, que regar mucha agua una sola vez, Generalmente, en la época de sequía, se 
riega de una a dos veces por semana, mientras que en la época de lluvias (julio, 
septiembre y octubre) y lloviznas (diciembre a febrero), no es necesario regar (EDAG, 
2004). 
5.11.4 Control de malezas 
La maleza de las calles de las plantaciones de vainilla, se controla por medio de 
azadón y machete, mientras que al pie del tutor se arranca cuidadosamente con la 
33 
 
mano, para no dañar la raíz de la vainilla, ya que ésta crece superficialmente. Los 
residuos de la maleza y hojarasca se acomodan al pie del tutor, así sirven como 
coberturas y dejan las calles libres para caminar. El control de maleza y acomodo de 
la hojarasca se realiza cada vez que exista maleza grande y defoliación de los tutores, 
generalmente de tres a cuatro veces por año. 
 
5.11.5 Control de plagas 
Como todo cultivo para tener un mejor control de plagas y enfermedades se deben de 
realizar unas muy buenas prácticas agrícolas eliminando así los hospederos de 
diversos insecto que pueden dañar el cultivo, otro papel impórtate es la fertilización 
para que cuando los insectos ataquen las plantas estén fuertes para sobrevivir y poder 
tomar acciones como el saneamiento practica frecuentemente dentro del vainillal y 
consiste en eliminar todas las partes del tallo, hojas o raíces enfermas o si es necesaria 
la planta completa, para evitar el avance de la enfermedad hacia otras plantas ; El 
material cortado se debe quemar o enterrar fuera de la plantación, para eliminar 
fuentes de inoculo, en el caso de un tallo enfermo por antracnosis, se elimina la parte 
visiblemente dañada hasta donde se observe un color café, se sugiere sellar o 
desinfectar donde se hizo el corte (INIFAP, 2011). 
5.11.5.1 Daños y control de la chinche roja 
Tenthecoris confusus Hsiao and Sailer (Hemíptera: Miridae). Es un insecto pequeño 
que pasa por los estados (fases) de huevecillo, ninfa (cuatro instares) y adulto. En 
estado de ninfa miden menos de 5 mm de longitud y es cuando mayor daño causa y 
en estado adulto miden de 5 a 6 mm y son de color rojo y negro (Figura 4), de ahí el 
nombre de chinche roja (Pérez, 1990; Arcos et al., 1991; Sánchez, 1993). 
La chinche roja, es la plaga que causa más daño, se alimenta succionando la savia de 
la planta, ataca primero a las hojas, luego el tallo y los frutos. Las heridas causadas 
por la plaga favorecen la entrada de hongos y bacterias que provocan la pudrición, 
secamiento y desprendimiento de las hojas, hasta una defoliación total de la planta. 
Se controla con un producto orgánico que se prepara con 3 cebollas, 3 cabezas de ajo 
(molidas en licuadora) y una barra de jabón neutro (en pedazos), disueltos en 40 litros 
de agua, conocido como “CAJA”. Se deja reposar por 48 horas y luego se aplica con 
34 
 
una bomba de aspersión. Cuando se prepara y aplica correctamente este producto, es 
más eficiente para el control de la chinche roja, que los insecticidas químicos 
(Hernández, 2008). Otro producto orgánico de origen vegetal, que también es efectivo 
para la chinche roja, es el aceite del árbol de Neem Azadirachta indica, aplicado en 
dosis de 4 mililitros (ml) por L de agua. 
 
5.11.5.2 Daños y control del gusano peludo. 
Plusia aurífera. Mejor conocido como gusano o larva peluda debido a que cuyo cuerpo 
está cubierto con bastantes pelos de color negro, y tiene un aumento de tamaño y de 
grosor que puede alcanzar hasta los 5 cm de longitud, este se considera una plaga 
por su capacidad de devorar hasta 3 cogollos por noche, provocando un retraso en el 
crecimiento principalmente en plantaciones establecida además que por la heridas 
causadas pueden entrar hongos y bacterias que pudren las puntas de la planta, 
forzándolas a producir nuevos retoños o brotes y ocasionalmente el insecto puede 
dañar flores y frutos (INIFAP, 2011). 
Como el gusano peludo tiene hábitos nocturnos, debe de controlarse por las noches o 
al amanecer, ya que será el momento en el que se encontrara en la planta, se 
recomienda hacer una colecta manual o utilizar cipemetrinas en polvo a altura del 
cogollo y al pie de la planta en dosis recomendadas. (Sagarpa, 2011). 
 
5.11.6.1 Agentes causantes de la pudrición de raíz y tallo 
Para el cultivo de la vainilla se registran diversas enfermedades, afectando varias 
secciones de la planta. El mayor problema lo ha presentado el hongo Fusarium spp, el 
cuál ocasiona la podredumbre de la raíz (Anandaraj, Rema, & sasikumar., 2001) 
La fusariosis una enfermedad muy común en las plantaciones de vainilla, es causado 
por el hongo Fusarium oxysporum siendo la enfermedad más seria en el cultivo de la 
vainilla, esta enfermedad predomina en plantaciones jóvenes, especialmente en los 
periodos de alta humedad, la infección inicia en el eje de las hojas extendiéndose hacia 
el interior de la región del nudo provocando pudre y secado el talla, la infección puede 
originarse por heridas generadas en las raíces, generalmente provocado por el pisoteo 
del personal de campo o por la poda de las plantas (internacional, 2003) 
35 
 
La pudrición del tallo es provocado por Phytophthora meadii, el cuál causa la pudrición 
de la vainas, hojas y tallos en la planta de vainilla. En casos severos, todas las vainas 
pueden estar infectadas provocando la pudrición completa de los frutos de la planta. 
La enfermedad es más severa durante las altas precipitaciones y en suelos con un 
pobre drenaje (Anandaraj, Rema, & sasikumar.,2001) 
La pudrición de raíces es causado por el hongo Sclerotium rolfsii, esta infección se 
observa durante los periodos de altas precipitaciones. Inicialmente, la pudrición por S. 
rolfsii daña los meristémos de las raíces, de ahí se extiende en todo el sistema radical, 
seguido de amarillamiento y marchites en las vainas. En muchos de los casos la vaina 
se muere (Anandaraj, Rema, & sasikumar., 2001) 
5.11.6.2 Agentes causantes de caída de flor y frutos. 
Muchos son los agentes causantes de este severo daño pero más se le atribuye a las 
temperaturas altas mayores a 32 °c y una humedad relativa baja menor de 80%, la 
caída de los frutos ocurre dos meses después de la polinización y con mayor intensidad 
en el mes de junio después de las lluvias intensas estas condiciones dan pie al 
crecimientos de hongos y bacterias que dañan la plantación, así como también la 
presencia de muchos insectos que con sus picaduras provocan un desequilibrio en la 
planta, por eso se recomienda que durante la floración y crecimiento de los frutos, debe 
mantenerse el cultivo con un porcentaje de sombra mayor al 50% con la finalidad de 
evitar el estrés de las plantas ocasionado por las temperaturas altas y humedad bajas 
(Sagarpa, 2011). 
5.12 Prácticas culturales 
La vainilla, en México al igual que en otros países se propaga comercialmente 
exclusivamente de la forma asexual por medios de esquejes, los esquejes son tramos 
del tallo con una o dos yemas axilares que son recolectados de las plantas altamente 
productivas y vigorosas, un requisito indispensable es que los esquejes utilizados 
serán tramos de la plantas que aún no han producido frutos esto es para asegurar que 
el nuevo retoño sea una excelente planta de vainilla, para lograr este resultado se 
necesita de una serie de pasos a seguir los cuales llamamos prácticas culturales 
36 
 
5.13.1 Regulación de la luz-sombra 
Las plantas de vainilla crecen mejor en las regiones tropicales húmedas. El sol directo 
puede provocar daños en su follaje, pero también el exceso de sombra es perjudicial 
para la planta, por lo que esta planta crece generalmente entre las sombras de los 
árboles, los cuales reducen cerca de la mitad de la intensidad del sol. En condiciones 
de sequía la planta puede morir fácilmente. En cultivos comerciales, también se 
pueden utilizar mallas artificiales para crear las condiciones correctas de luz para su 
crecimiento (Berger 2007). 
 
La vainilla requiere un soporte y sombra para crecer adecuadamente. Por esto, se 
plantan esquejes en sitios donde ya se han establecido previamente los árboles tutores 
(McGregor, 2005), Los tutores se deben podar periódicamente para controlar la altura 
de crecimiento de la liana y para regular la sombra del cultivo (Elorza et al., 2007), el 
tutor proporciona sostén mecánico a la vainilla, le da sombra y la materia orgánica 
resultante de las podas sirve para preparar el compost que se aplica en la base de la 
planta (Frank y Eduardo, 2003). 
Los árboles de sombra secundaria pueden ser palmas y árboles diversos de mayor 
altura, con follaje poco denso y preferiblemente que produzcan frutas o materias 
primas que sean de interés en la región (Hernández, 2009; McGregor, 2005). 
También se deben establecer árboles dispersos en el área de la plantación para que 
proporcionen una sombra alta, que proteja a la vainilla cuando se podan los tutores 
(sombra secundaria). En general, la sombra que reciben las plantas de vainilla se debe 
mantener alrededor de un 30 a 50% de iluminación relativa (Damirón, 2004; 
Hernández, 2009). La sombra excesiva hace que la liana sea muy delgada y 
susceptible al ataque de patógenos (Fouché y Jouve, 1999). 
El éxito de su cultivo depende, entre otros factores, del manejo adecuado de la luz, 
pues es el factor ambiental que más influye en la fotosíntesis de las plantas y por lo 
tanto tiene efecto sobre el crecimiento, la supervivencia y en últimas, la capacidad de 
aclimatación a diferentes hábitats (Puthur, 2005). 
37 
 
5.13.2 Encauzamiento de guías 
Esta práctica consiste en desprender la punta del bejuco de vainilla (cogollo), cada vez 
que llega a la primera horqueta del tutor, para interrumpir su crecimiento hacia arriba 
y dirigirlo hacia el suelo, con la finalidad de mantener la planta de vainilla a una altura 
no mayor a 2.0 m. Los bejucos deben distribuirse sobre el tutor sin que se amontonen, 
para evitar el sombreo entre ellos. 
 
5.13.3 Saneamiento del a planta 
El saneamiento se practica frecuentemente dentro de la vainilla consiste en eliminar 
todas las partes del tallo, hojas o raíces enfermas o si es necesaria la planta completa, 
para evitar el avance de la enfermedad hacia otras plantas, el material cortado se debe 
quemar o enterrar fuera de la plantación, para eliminar fuentes de inoculo, en el caso 
de un tallo enfermo por antracnosis, se elimina la parte visiblemente dañada hasta 
donde se observe un color café, se sugiere sellar o desinfectar donde se hizo el corte, 
con una pasta compuesta, que se obtiene con cinco partes de cal (un kilo), una parte 
de sulfato de cobre (200 g), más una cantidad de agua, la necesaria para formar la 
consistencia pastosa (Curti, 1995). 
5.13.4 Manejo de la polinización 
La polinización se debe hacer en forma manual mediante la remoción de la polinia con 
una aguja e insertándola entre el Rostelo y el estigma (Fouché y Jouve, 1999). Los 
frutos alcanzan su tamaño final en tres meses pero tardan nueve meses en madurar. 
Cuando las cápsulas toman un color amarillo se deben cosechar para llevarlas al 
proceso de curado, un proceso enzimático que termina en el desarrollo de glucosa y 
de vainillina (Fouché y Jouve, 1999; McGregor, 2005). 
 
VI. MATERIALES Y MÉTODOS 
 
6.1 Localización del área de estudio 
El presente estudio se desarrolló de junio a diciembre de 2018 en las instalaciones de 
la División Académica Multidisciplinaria de los Ríos, ubicado en el municipio de 
Tenosique Tabasco, México; municipio que limita con Guatemala, localizado en la 
región de los Ríos, al Sur del estado de Tabasco. El clima es cálido húmedo con 
38 
 
abundantes lluvias en verano, con temperatura media anual de 30.5 °C y la mínima 
absoluta se mueve entre los 28.4 °c. La precipitación es de 3,286 mm con un promedio 
máximo mensual de 400 mm en el mes de septiembre y un mínimo mensual de 50 mm 
en el mes de abril. Las mayores velocidades del viento se registran en los meses de 
noviembre, con velocidades que alcanzan los 30 km.h-1 (INEGI, 2015). La figura 2 
muestra la posición del Municipio de Tenosique, Tabasco, en México (INEGI, 2015). 
 
 
Figura 1Localización geográfica del área de estudio del ensayo desarrollo tecnológico en la producción in vitro de plántula de 
Vainilla (Vanilla planifora A.) 
. 
 
39 
 
6.2 Material vegetal 
 
Como explantes se utilizaron secciones del tallo con una 
yema axilar de plántulas de vainilla donados por el Colegio 
de Posgraduados Campus Veracruz con una vida 
aproximada de 60 días de cultivos, la figura 2 se muestra 
las condiciones de los tallos utilizados para el desarrollo del 
proyecto con una altura aproximada de 13 cm de altos con 
tres o cuatro hojas verdaderas y una o dos raíces; 
observando que no tenían brotación alguna a los lados de 
los tallos. 
 
6.3 Diseño de tratamientos 
Se estableció un diseño completamente al azar, con cuatro tratamientos (T) que tienen 
diferentes concentraciones de BAP para la generación de brotación múltiple, se utilizó 
el medio de cultivo el de Murashige y Skoog (MS), todos los tratamientos con tres 
repeticiones (R), cada replica consistirá en un frasco con un explantes como lo muestra 
la figura 3 donde se observa el proceso de elaboración del medio de cultivo y la figura 
4 donde se aprecian los frascos con los medios de cultivos ya llenados . 
 
 
 
Figura 2 tallos de vainillas reproducidos 
en COLPOS, Veracruz