MANUAL_INTEGRADO_Bacteriologia

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UNIVERSIDAD SAN CARLOS DE GUATEMALA 
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA 
ESCUELA DE QUÍMICA BIOLÓGICA 
Departamento de Microbiología 
Bacteriología II 
 
 
 
 
 
 
 
 
MANUAL DE LABORATORIO INTEGRADO 
 
 
 
 
 
 
 
Sheyla María González Estrada 201804306 
Sección de laboratorio B 
 
 
GUATEMALA 9 DE NOVIEMBRE DE 2021 
 
 
 
 
Índice 
Introducción............................................................................................................................................................ 3 
Muestra No.1 Pseudomona aeruginosa ................................................................................................................. 4 
Muestra No. 2 Acinetobacter baumanii ............................................................................................................... 11 
Muestra No.3 Haemophilus influenzae biotipo 1 ................................................................................................. 18 
Muestra No. 4 Pasteurella multocida subespecie multocida. ............................................................................ 28 
Tabla de identificación No.5 Brucella abortus biotipo 1 ...................................................................................... 35 
Tabla de identificación No. 6 Legionella pneumophila ......................................................................................... 38 
Muestra No. 7 Plesiomonas shigelloides ............................................................................................................. 42 
Tabla de identificación No.8 Aeromonas hydrophila ........................................................................................... 48 
Tabla de identificación No. 9 Yersinia enterocolítica ........................................................................................... 50 
Tabla de identificación No.10 Bacillus anthracis .................................................................................................. 52 
Muestra No. 11 Bacillus cereus ............................................................................................................................ 54 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Introducción 
 
Durante la mayor parte de la existencia de la humanidad, las enfermedades infecciosas han sido la 
causa predominante de enfermedad y muerte, que no solo han restringido el bienestar de las personas 
sino que, además, han limitado la prosperidad social. Las bacterias comprenden el mayor número de 
especies patógenas para los seres humanos, son organismos unicelulares, contienen ADN y ARN y 
se reproducen por fisión binaria. Se ha dicho que la microbiología clínica es tanto un arte como una 
ciencia, el reconocimiento de la morfología microscópica y macroscópica característica de los 
microorganismos se considera la tarea esencial de la microbiología clínica en la selección inicial de las 
pruebas más apropiadas para identificar cepas clínicas. En este manual de laboratorio se encuentran 
recopiladas únicamente 11 bacterias las cuales tienen importancia clínica. Se presentó inicialmente un 
caso clínico después se realizaron pruebas bioquímicas y cultivos lo cual ayudó a identificar la 
bacteria sospechosa que afectaba a nuestro paciente y poder brindar un correcto antibiótico (Koneman 
y Allen, 2008). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Muestra No.1 Pseudomona aeruginosa 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MUESTRA PROBLEMA NO. 1. BACILOS GRAM NEGATIVO NO 
FERMENTADORES 
 
 
 
CASO CLÍNICO 
 
Un hombre de 70 años que había ingresado 7 días antes en la unidad de cuidados 
intensivos por disnea aguda y fiebre de 39 °C desarrolló un cuadro de tos producida nuevo 
con dolor torácico pleurítico asociado. En la auscultación torácica destacada la presencia 
de crepitantes en ambas bases pulmonares con roncus en ambos lóbulos superiores; en la 
radiografía se aprecian opacidades bilaterales compatibles con bronconeumonía.
RESULTADOS 
Tabla No.1 
Características observadas en medios de cultivo y tinciones microbiológicas 
 
Medio/tinción Características y crecimiento 
Coloración de Gram a partir 
del hemocultivo. 
Se observa crecimiento de bacilos gram negativo individuales 
y en pares con morfología en curva. 
 
Agar Sangre de Carnero 
Se observa crecimiento de colonias aisladas con bordes 
irregulares, planas con un brillo metálico. 
Agar de Chocolate Se observa crecimiento de colonias traslúcidas. 
 
Agar de MacConkey 
Se observa leve crecimiento de colonias pequeñas y lactosa 
negativo. 
Caldo Tripticasa Soya- 
Movilidad 
 
Se observa desplazamiento libre en el campo. 
Tinción de Flagelos Se observan bacilos con flagelos polares. 
Producción de pigmento Positivo: producción de piocianina y pioverdina. 
Crecimiento a 42°C Se observa turbidez, lo que evidencia crecimiento. 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad 
de Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observan los resultados obtenidos tanto en medios de cultivo como en tinciones 
microbiológicas. Presentando crecimiento en los tres agares, una coloración gram negativa 
con morfología bacilar con flagelos, crecimiento a 42°C, movilidad y producción de 
pigmentos. 
Tabla No.2 
Resultados obtenidos en Pruebas Bioquímicas 
 
Prueba Resultado 
TSI K/K, -,-* 
OF de glucosa Oxidación de glucosa 
OF de manitol Oxidación de manitol 
Citocromo oxidasa Positivo 
Prueba de catalasa Positivo 
Producción de indol Negativo 
Citrato Positivo 
Hidrolisis de urea Positivo 
Descarboxilación de ornitina Negativo 
Descarboxilación de arginina Positivo 
Descarboxilación de lisina Negativo 
Hidrolisis de esculina Positivo 
Hidrolisis de gelatina 72h Positivo 
Reducción de nitritos a nitratos Positivo 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad 
de Ciencias Químicas y Farmacia. 
*Reacción alcalino/alcalino, gas negativo y H2S negativo. 
 
Se observan los resultados de las pruebas bioquímicas realizadas a la bacteria a identificar, 
no es productora de gas ni H2S; así mismo oxida glucosa y manitol, por lo que es 
considerada una bacteria no fermentadora. También se pudo identificar que no hay 
producción de indol y así mismo no descarboxila la ornitina y la lisina. El resto de pruebas 
son positivas y servirán como indicadores para una identificación más precisa de la 
bacteria. 
DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
Las infecciones nosocomiales (del latín nosocomīum, «hospital») son infecciones adquiridas durante 
la estancia en un hospital y que no estaban presentes ni en el período de incubación ni en el momento 
del ingreso del paciente. Las infecciones que ocurren más de 48h después del ingreso suelen 
considerarse nosocomiales. La neumonía bacteriana se clasifica normalmente según donde fue 
contraída, ya sea dentro o fuera de un hospital, esta neumonía adquirida en hospitales suele ser más 
resistente a los antibióticos y difícil de tratar; la caracterización depende de la microbiota encontrada 
en cada hospital, pero estudios revelan la prevalencia de ciertos grampositivos y gramnegativos (Díaz, 
Marín y Vallés, 2013). 
Como se observa en la tabla No 1, la bacteria a identificar es una gram negativa, por lo cual se puede 
delimitar a este grupo de bacterias. Entre los patógenos gramnegativos encontrados normalmente en 
hospitales están: Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii y Haemophilus influenzae (Díaz, 
Marín y Vallés, 2013). Al observar la movilidad de la bacteria en estudio, esta posee movimiento por 
flagelos polares, de tal forma se puede descartar a Acinetobacter baumannii y Haemophilus influenzae 
(Koneman y Allen, 2008). Así mismo podemos observar que una de las características que más resalta 
en los medios de cultivo es el brillo metálico en el Agar Sangre de Carnero (ver anexo 1) el cual es 
frecuente en Pseudomonas, así como la producción de pigmentos fluorescentesbajo la luz ultravioleta 
a una longitud de onda de 254nm, esto se debe a que la pioverdina es un pigmento fluorescente de 
color amarillo-verdoso y se considera el principal tipo de sideróforo de las especies de Pseudomonas, 
ya que estos actúan en la captación del hierro. Dentro del género, existen grupos en el que está el 
Grupo Fluorescente. Este grupo se caracteriza por la producción del pigmento pioverdina, pero de los 
tres miembros perteneciente al grupo, solo uno produce el pigmento hidrosoluble azul definido como 
piocianina, este miembro es P. aeruginosa (Ruiz, 2007). Cabe destacar la degradación de la 
hemoglobina en el agar Sangre de C hemoglobina en el agar Sangre de Carnero, muy característico de 
P. aeruginosa debido a la producción de la hemolisina; la cual se considera un importante factor de 
virulencia pues contribuye a limpiar el mucus de las superficies dejando expuestos nuevos sitios para 
la adherencia y multiplicación de las células (Callicó, y otros, 2004). Así mismo tiene una capacidad 
óptima de crecimiento entre 30-37°C, pero puede sobrevivir y multiplicarse en casi cualquier ambiente 
incluyendo aquellos con elevado contenido de sales y en un rango de temperatura comprendido entre 
20-42°C (Ruiz, 2007). 
Como se observa en la tabla No.2 la prueba OF en glucosa y manitol permite clasificarla como un No 
Fermentador “se establece que la bacteria presenta a la enzima citocromo oxidasa y catalasa; por lo 
general el sistema citocromooxidasa solo se encuentra en bacterias aerobias” (Bou, 2010; Larrondo, 
2010) y la prueba TSI lo confirma al presentar un resultado K/K, sin presencia de gas ni H2S; 
“estudios marcan que un TSI que arroja un resultado K/K y un resultado positivo en citocromo 
oxidasa se inclina hacia bacilos gramnegativos no fermentadores” (Gil, 2019). No presentó producción 
de indol, no descarboxiló la ornitina y la lisina, así mismo presentó hidrólisis de esculina y gelatina y 
una reducción de nitritos a nitratos lo cual son características inherentes de la bacteria P. aeruginosa 
(Callicó, 2004). 
Se realizaron pruebas extras (ver anexo 2) las cuales permitieron confrimar la presencia de P. 
aeruginosa. La prueba de DNAsa dio un resultado positivo lo cual permitió verificar que la bacteria 
era capaz de hidrolizar enzimáticamente el ADN produciendo una mezcla de mono y polinucleótidos. 
La ONPG o β- galactosidasa dio negativo lo cual demuestra la ausencia de esta enzima (Olmos, de la 
Fuente, Saéz, & Ramos, 2010). El agar centrimida es un agar selectivo para esta bacteria ya que el 
bromuro de cetiltrimetilamonio sirve para conseguir una notable inhibición de la microbiota 
acompañante de Pseudomonas del grupo fluorescente (Lopardo, 2016). Debido al análisis de los 
medios de cultivo y a las pruebas bioquímicas se logró determinar que el paciente cursaba una 
infección por P. aeruginosa. 
CONCLUSIÓN 
La bacteria aislada del paciente de 70 años fue Pseudomona aeruginosa. 
 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
Bou, G. (2010). Métodos de identificación bacteriana en el laboratorio de microbiología. 
Procedimientos en Microbiología Clínica. Recuperado de 
https://seimc.org/contenidos/documentoscientificos/procedimientosmicrobiologia/s e 
imc-procedimientomicrobiologia37.pdf 
Callicó, A., Cedré, B., Sifontes, S., Torres, V., Pino, Y., Callís, A., & Snard, S. (2004). 
Caracterización fenotípica y serológica de aislamientos clínicos de Pseudomonas 
aeruginosa. VacciMonitor, 13(3), 1-9. Obtenido de Caracterización fenotípica y 
serológica de aislamientos clínicos de Pseudomonas aeruginosa: 
http://scielo.sld.cu/pdf/vac/v13n3/vac01304.pdf 
Díaz, E., Loeches, I., & Vallés, J. (2013). Formación médica continuada: Infección nosocomial. 
Fundamentos y actuaciónclínica. EnfermInfeccMicrobiolClin., 31(10), 692-698. 
Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y Atlas. Ed. 
Médica Panamericana. 
Larrondo, H. (2010). Infección por bacilos gram-negativos no fermentadores. Problemática en 
las unidades de cuidados intensivos. Revista Habanera de Ciencias Médicas, 9 (5). 
Lopardo, H. (2016). Introducción a la microbiología clínica. Argentina: Edulp. 
http://scielo.sld.cu/pdf/vac/v13n3/vac01304.pdf
Olmos, A., de la Fuente, C., Saéz, J., & Ramos, S. (2010). Métodos de identificación en el 
laboratorio de microbiología. España: SEIMC. 
Ruiz, L. (2007). Pseudomonas aeruginosa: Apotación al conocimiento de sus estructura y al de 
los mecanismos que contribuyen a su resistencia a los antimicrobianos. Barcelona: 
Universidad de Barcelona. 
 
ANEXOS 
Anexo 1 
Cultivo de P. aeruginosa en Medio Sangre de Carnero 
 
Fuente: Gi, M. (2015). Pseudomonas aeruginosa Recuperado
 de: http://microbitosblog.com/2015/04/28/pseudomonas-aeruginosa-p-putida-p-
fluorescens-morfologia-medios- de-cultivo-enfermedades-y-mas/ 
Se observa crecimiento de colonias circulares con elevación plana o convexa con un 
color que refleja un brillo metálico 
http://microbitosblog.com/2015/04/28/pseudomonas-aeruginosa-p-putida-p-fluorescens-morfologia-medios-
http://microbitosblog.com/2015/04/28/pseudomonas-aeruginosa-p-putida-p-fluorescens-morfologia-medios-
 
Anexo 2 
Pruebas para la confirmación del género y especie. 
 
Prueba Resultado 
Hidrolisis de Acetamida Positivo 
DNAsa Negativo 
ONPG Negativo 
Agar Cetramida Positivo 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de 
Ciencias Químicas y Farmacia. Se observa que la bacteria a identificar realiza hidrolisis de acetamida y 
puede crecer en agar Cetramida. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Muestra No. 2 Acinetobacter baumanii 
 
 
 
 
 
 
MUESTRA PROBLEMA NO. 2. BACILOS GRAM NEGATIVO NO 
FERMENTADORES 
 
 
 
 
 
CASO CLÍNICO 
Paciente de 35 años, de género femenino, con diagnóstico de cisticercosis cerebral de 
varios años de evolución. Entra a cirugía con una duración de la intervención de 9 horas. 
Durante el postoperatorio pasa a la Unidad de Cuidados Intensivos, permaneciendo 8 días 
en dicha sala. Al 12avo. día posquirúrgico presenta fiebre de 38ºC, leucocitosis ( 14,300 
cél/mm³) y deterioro neurológico. Se solicita al laboratorio un análisis de Líquido 
Cefalorraquídeo, el cual presenta los siguientes resultados: Ligeramente turbio, 66 
leucocitos/mm³ (PMN), Glucosa indosable, proteínas 189 mg/dL, Se hace una tinción de 
Gram y del cultivo se aisla la bacteria que se está trabajando. Inicia tratamiento con 
Gentamicina e Imipenem. A las 72 hrs. permanece febril persistente. 
 
 
 
 
RESULTADOS 
Tabla No.1 
Características observadas en medios de cultivo y tinciones microbiológicas 
 
Medio/tinción Características y crecimiento 
Coloración de Gram a partir del 
hemocultivo. 
Se observan cocobacilos gram negativo azulada. 
 
Agar Sangre de Carnero 
Se observa crecimiento no hemolítico de colonias sin 
pigmento. 
 
Agar de Chocolate 
Se observa crecimiento de colonias circulares de color 
blanco con bordes circulares, convexas. 
 
Agar de MacConkey 
Se observa crecimiento de colonias pequeñas lactosa 
negativo (tono rosado-lila). 
Caldo Tripticasa Soya-Movilidad Negativo 
Producción de pigmento en Agar 
Sangre de Carnero 
 
Negativo. 
Crecimiento a 42°C/44°C a Positivo, si hay crecimiento. 
a
Grados Celsius. Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de 
Bacteriología de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observa que la bacteria es un cocobacilo gram negativo que presenta crecimiento en los 
tres agares, es negativo para movilidad, no presenta pigmento en agar sandre de carnero y 
es positivo su crecimiento a 42°C y 44°C. 
*Reacción alcalino/alcalino, gas negativo y H2S negativo. Fuente: Datos experimentales 
Tabla No.2 
Resultados obtenidos en Pruebas Bioquímicas 
 
Prueba Resultado 
TSI K/K, -,-* 
OF de glucosa Oxidación de glucosa 
OF de lactosa al 10% Oxidación de lactosa 
Citocromo oxidasa NegativoPrueba de catalasa Positivo 
Hidrolisis de urea Negativo 
Descarboxilación de arginina Positivo 
Hidrólisis de la Urea Negativo 
Hidrolisis de esculina Negativo 
Hidrolisis de gelatina 72h Negativo 
Reducción de nitritos a nitratos Negativo 
 
obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de Ciencias Químicas y 
Farmacia. 
Se observan los resultados de las pruebas bioquímicas realizadas a la bacteria a identificar, 
no es productora de gas ni H2S y no fermenta la glucosa; así mismo oxida la glucosa y la 
lactosa, es catalasa positiva, descarboxila la arginina y las demás pruebas realizas son 
negativas. 
DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
La paciente presenta cisticercosis cerebral de varios años de evolución al momento de la 
cirugía pasó a cuidados intensivos permaneciendo ocho días y al doceavo presentó fiebre, 
al momento de analizar el líquido cefalorraquídeo ya tenemos el indicio de que estamos 
tratando una meningitis bacteriana adquirida de forma nosocomial ya que el LCR “es 
un líquido transparente e incoloro que se encuentra en el cerebro y la médula espinal” 
(Medlineplus, 2020) pero los resultados brindaron un líquido turbio. 
Al realizar los cultivos correspondientes y las pruebas bioquímicas se recurrió a unas tablas 
que permiten la identificación de microorganismos basadas en pruebas fenotípicas y 
bioquímicas, de tal manera que, según el Anexo 1, se puede inferir que el microorganismo 
en cuestión es Acinetobacter baumannii. 
En la tabla No.1 se observa que la bacteria aislada es un cocobacilo gramnegativo que 
presenta crecimiento en el agar chocolate, agar sangre y en el MacConkey presentó 
colonias pequeñas con un color muy curioso no notable en otros cultivos realizados, este 
color rosado-lila es característico de género y especie A. baumannii ya que en la literatura 
afirma que en el agar de MacConkey se muestra un color rosado a lavanda claro que es 
típico de esta especie (Koneman, 2008; ver anexo 2). Además un factor muy importante es 
el crecimiento a 44 ºC ya que este fue el dato que nos brindó exclusividad al momento de 
buscar en tablas de identificación esta facultad de crecer a 44ºC se consideró por mucho 
tiempo la característica distintiva entre A. baumannii y las otras genoespecies (Salazar y 
Nieves, 2005; ver anexo 1). 
En la tabla No.2 se mencionan las pruebas bioquímicas para A. baummanii quien no 
produce citocromo oxidasa, muestra una rápida utilización de la glucosa en un OF positivo 
con producción de ácido, muestra una rápida utilización de lactosa al 10% con producción 
de ácido en el OF de lactosa, catalasa positivo, descarboxila la arginina careciendo de lisina 
descarboxilasa. Además no reducen los nitratos a nitritos y utilizan una amplia variedad de 
compuestos orgánicos como fuente de carbono. El TSI se observó tanto superficie 
como fondo alcalino debido a la producción de aminas a partir de peptonas que 
componen el medio, característico de organismos no fermentadores (Callicó, y otros, 2004). 
A. baumannii es de importancia clínica ya que es el segundo no fermentador más frecuente 
hallado en los laboratorios clínicos, así mismo se ha aislado de una gran variedad de 
infecciones nosocomiales, en donde se incluye bacteriemia, meningitis secundarias a 
infecciones previas por otros microorganismos, pero el papel predominante es como agente 
causal de neumonía nosocomial, particularmente en pacientes con neumonía asociada a 
ventilación mecánica, recluidos en unidades de cuidados intensivos (Salazar y Nieves, 
2005). Es muy probable que esta bacteria haya causado un proceso infeccioso por sus 
factores de virulencia como la formación de biopelículas que permite su adhesión a 
superficies, resistencia a medicamentos y evasión del sistema inmune del paciente y posee 
lipopolisacáridos que generan una respuesta inmune innata siendo un componente central 
en el desarrollo de sepsis (Bocanegra, 2013). 
En el anexo 3 se observan dos pruebas que se realizaron para corroborar el género y especie 
en la cual la utilización de malonato fue positiva lo que implica que el malonato es usado 
como única fuente de carbono con la consiguiente liberación del catión, que en presencia de 
iones agua produce alcalinidad. La resistencia a la penicilina ayuda a distinguir A. 
baumannii de especies de Moxerella altamente sensibles a la penicilina, que también suelen 
aparecer como cocobacilos en la tinción de Gram; sabiendo lo anterior recomendaría realiza 
un antibiograma para un tratamiento adecuado para la paciente (Chávez, et al, 2015; 
Koneman, 2008). 
CONCLUSIÓN 
La bacteria aislada de la paciente de 35 años fue Acinetobacter baumanii 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
Bocanegra, P. (2013). Caracterización fenotípica y molecular de aislamientos clínicos de 
Acinetobacter baumannii obtenidos en un hospital de tercer nivel en Nuevo 
León. Monterrey: UANL. 
Callicó, A., Cedré, B., Sifontes, S., Torres, V., Pino, Y., Callís, A. y Esnard, S. (2004). 
Caracterización fenotípica y serológica de aislamientos clínicos de Pseudomonas 
aeruginosa. VacciMonitor, 2 (3). 
Chavéz, M., Gómez, R., Cabrera, C., & Esparza, M. (2015). Patrones de resistencia 
a antibióticos de Acinetobacter baumannii en un hospital de Colombia. An Fac 
med, 76(1), 21-26. 
Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y Atlas. Ed. 
Médica Panamericana. 
Medline. (2020). Análisis de líquido cefalorraquídeo. Obtenido
 de: https://medlineplus.gov/spanish/pruebas-de-laboratorio/analisis-del-
liquido- cefalorraquideo/ 
Salazar E. y Nieves, B. (2005). Acinetobacter spp.: Aspectos microbiológicos, clínicos y 
espidemiológicos. Laboratorio de Bacteriología Clínica, Departamento de 
Bioanálisis, Escuela de Ciencias, Núcleo Sucre, Universidad de Oriente. Obtenido de 
https://medicina.ufm.edu/wp-content/uploads/2017/03/Acinetobacter.pdf 
. 
ANEXOS 
Anexo 1 
 
 
Fuente: Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y 
Atlas. Ed. Médica Panamericana. 
Anexo 2 
Cultivo de Acnetobacter baumanni en Medio 
 
 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de 
Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observa crecimiento de colonias pequeñas en agar MacConkey con un color rosado a 
lavanda claro que es típico de Acinetobacter baumannii. 
Anexo 3 
Pruebas para la confirmación del género y especie. 
 
Prueba Resultado 
Susceptibilidad a la penicilina Resistente 
Utilización de malonato Positivo 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de Ciencias 
Químicas y Farmacia. 
Se observa que la bacteria a identificas posee susceptibilidad a la penicilina y utiliiza 
malonato como única fuente de carbono. 
 
 
 
 
 
Muestra No.3 Haemophilus influenzae biotipo 1 
 
 
 
 
 
 
 
MUESTRA PROBLEMA NO. 3. BACILOS GRAM NEGATIVO CON 
REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES ESPECIALES 
 
 
 
 
 
CASO CLÍNICO 
Un lactante de 9 meses se despertó de su siesta molesto y levemente irritable. Su madre 
pensó que tenía algo de fiebre y la administrar líquidos y acetaminofén para reducirla. De 
acuerdo con el posterior relato de la madre el niño estuvo irritable durante toda la noche, 
pero parecía menos febril por la mañana. Sin embargo, hacia el mediodía estaba caliente, se 
rehusó a comer, vómito y no podía ser consolado. Su temperatura era de 39.5°c y era difícil 
despertarlo. Fue llevado al pediatra quien interrogó a la madre examinó al pequeño y 
efectuó una punción lumbar. El LCR fue enviado al laboratorio para su análisis/cultivo: 
proteínas 231 mg/dL, glucosa 30 mg/dL, leucocitos 3000/mm3, 90% de PMN. 
RESULTADOS 
Tabla No.1 
Características observadas en medios de cultivo y tinciones microbiológicas 
 
Medio/tinción Características y crecimiento 
Coloración de Gram a partir de líquido 
cefalorraquídeo. 
Se observa crecimiento de coco bacilos gram negativo 
en paresy formas filamentosas en el agar chocolate 
Agar Sangre de Carnero. No se observa crecimiento 
 
Agar de Chocolate. 
Se observa crecimiento de colonias pequeñas, con forma 
de puntas de alfiler, traslúcidas 
 
Agar de MacConkey. 
 
No se observa crecimiento 
 
Gram a partir de aislamiento en agar 
chocolate. 
Con microscopio estereoscópico, se observan colonias 
redondas, convexas, brillantes, traslúcido blancuzco, 
como gotas de rocio. 
Agar sangre de carnero la prueba 
presuntiva: Satelitismo. 
Positivo, Se observó crecimiento a la par de la línea de 
la estría de S aerus. 
Prueba de requerimiento de factores X 
y V en Agar Tripticasa Soya. 
 
Crecimiento solo en X y V. 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad 
de Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observa crecimiento solo en el agar chocolate y no en el agar McConkey y el de sangre 
lo cual nos da a entender que la bacteria es exigente, además presentó una morfología de 
cocobacilogram negativo, con un color traslúcido blancuzco como gotas de rocio. También 
se mencionan dos pruebas extras realizadas donde en la prueba presuntiva de satelitismo 
fue positivo el crecimiento a la par de la línea de la estría de S. aerus ya el da el factor V y 
el medio de cultivo (agar sangre) da el factor X, además en la prueba de requerimiento 
crece solo donde se encuentran ambos factores ya que la bacteria requiere ambos. 
Tabla No.2 
Resultados obtenidos en Pruebas Bioquímicas 
 
Nombre de la prueba Se desglosa en Resultado 
SIM H2S Negativo 
 Indol Positivo 
 Movilidad Inmóvil 
Prueba de catalasa Positivo 
Hidrólisis de Urea Positivo 
Descarboxilación de la ornitina Positivo 
Producción de ácido Glucosa Positivo 
 Sacarosa Negativo 
 Ribosa Positivo 
 Fructosa Negativo 
 Lactosa Negativo 
 Xilosa Positivo 
 Manosa Negativo 
Gamma-aminolevulínico (ALA) Negativo 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad 
de Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observan los resultados de las pruebas bioquímicas realizadas a la bacteria a identificar, 
no es productora de H2S, indol y catalasa positiva, además realiza hidrólisis de urea y 
descarboxila la ornitina. Presenta producción de ácido de glucosa, ribosa y xilosa. Así 
mismo en una prueba realizada de Gamma-aminolevulínico es negativa. 
DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
La paciente es un lactante de 9 meses la cual por los datos clínicos se sospecha de una 
meningitis la cual es un proceso inflamatorio agudo del sistema nervioso central causado 
por microorganismos que afectan las leptomeninges el cual en este caso es a causa de 
bacterias. Los tres agentes etiológicos bacterianos reportados con mayor frecuencia en la 
etapa pediátrica son S. pneumoniae, Neisseria meningitidis y Haemophilus influenzae 
(Leija, 2013). Según la tabla 1 descartamos a S. pneumoniae ya que este es gram positivo y 
nuestro aislamiento fue gram negativo. Al recurrir a la literatura N.meningitidis es un 
diplococo gram negativo, aeróbico estricto, inmóvil, de forma arriñonada, observado en 
pares intra/extracelulares y es exigente en sus condiciones de crecimiento sin embargo, 
puede cultivarse en agar Sangre, agar-Chocolate y en agar de Müeller-Hinton lo cual 
no coincide con las características observadas en la tabla No.1 (Medina, Díaz, Chávez, 
Nodal, & Ayala, 2017). Por lo tanto nuestro agente sospecha sería Haemophilus 
influenzae. 
H. influenzae es un cocobacilo gram negativo lo cual concuerda con las características 
observadas en la tabla 1 también esta bacteria requiere desde el punto de vista nutricional 
un medio complejo y factores de crecimiento que se encuentran presentes en los 
eritrocitos: factor X o factor termoestable del hierro, que suministran protoporfirinas 
(hemina) y factor V o factor termolábil (NAD o NADP) por lo tanto confirmamos el 
único crecimiento en el agar chocolate ya que este mismo libera los factores X y V que 
necesita para su desarrollo (Sakurada, 2013). Así mismo se realizó la prueba de 
satelitismo la cual dio un resultado positivo de crecimiento a la par de la línea de la estría 
de S. aerus ya el da el factor V y el medio de cultivo (agar sangre) da el factor X, además en 
la prueba de requerimiento de los factores V y X crece solo donde se encuentran ambos 
factores ya que la bacteria requiere ambos (Ver anexo 1). 
Se realizaron 2 pruebas, observadas en el anexo 3, la hemólisis en agar sangre de sangre 
de caballo descarta definitivamente las especies H. haemolyticus, H. parahaemolyticus y 
H.pittmaniae las cuales si producen hemólisis en este medio dejándonos la especie 
influenzae además no fermentaba lactosa por lo tanto se utilizó la prueba de β- 
galactosidasa, ya que para esta fermentación se necesitan de dos enzimas la permeasa y 
la β-galactosidasa la cual no posee nuestra bacteria (Lopardo, Predari, & Vay, s.f). Para 
realizar la identificación más específica se recurrió a tablas de identificación (Ver anexo 2) 
que al guiarnos tanto de los datos de la tabla No.1 y las pruebas bioquímicas nos dirigió a 
Haemophilus influenzae biotipo 1 ya que la prueba de porfirinas del ácido Gamma- 
aminolevulínico (ALA) se utilizó ya que tiene como fin probar si las especies de 
Haemophilus que no requieren hemina poseen las enzimas necesarias para sintetizar 
precursores del grupo hemo a partir del ácido δ–aminolevulínico (ALA) en este caso el 
resultado fue negativo (Lopardo, Predari, & Vay, s.f). Ademas en la prueba de SIM ayudó 
a que con esta prueba se evidenció el indol positivo, además presentó las enzimas ureasa y 
ornitina descarboxilasa dando resultado positivo las cuales ayudan a dar un indicador 
definitivo para este biotipo. Una prueba importante fue la determinación de ácido la cual 
fue positiva para glucosa, ribosa y xilosa coincidiendo con los resultados observados en el 
anexo 2. 
H. influenzae es un habitante normal de la vía respiratoria superior. A partir de su 
nicho en la nasofaringe invade estructuras anatómicas vecinas, el torrente vascular y la vía 
respiratoria inferior. Lo que concuerda como la infección se diseminó hasta el LCR 
provocando una meningitis en el paciente. La tasa de colonización de la nasofaringe en 
niños oscila entre 3 y 5% dependiendo de la población, el paciente lamentablemente no se 
le había aplicado la vacuna contra el Hib la cual puede prevenir la enfermedad 
del Haemophilus influenzae tipo b (Hib) a pesar que el paciente no presentaba el serotipo b 
hubiera disminuido la tasa de colonización (Zepeda, 1999). Para el tratamiento se 
recomienda en cuadros invasivos, beta-lactámicos/inhibidores de la beta-lactamasa, 
fluoroquinolonas y cefalosporinas de segunda y tercera generación además se recomienda 
realizar un antibiograma, pero debido a que Haemophilus influenzae no crece en los medios 
rutinarios para efectuar antibiograma, se necesita preparar un medio especial que además 
de la base de Mueller-Hinton contiene 15ug/mL de beta-NAD, 15ug/mL de hematina 
bobina, 5mg/mL de extracto de levadura y un pH de 7.2 a 7.4 (Zepeda, 1999). 
CONCLUSIÓN 
La bacteria aislada de la paciente de 9 meses fue Haemophilus influenzae biotipo 1 la 
cual originó una meningitis bacteriana. 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y Atlas. Ed. 
Médica Panamericana. 
Leija, M. (2013). Meningitis bacteriana. Evidencia Médica e investigación en salud, 6 (1): 
18-21. 
Lopardo, H., Predari, S., & Vay, C. (s.f). Manual de microbiología clínica de la Asociación 
Argentina de Microbiología (Vol. I). Argentina: Asociación Argentina de 
Microbiología 
Medina, A., Díaz, B., Chávez, D., Nodal, M., & Ayala, J. (2017). Neisseria meningitidis: 
caso clínico con afección a múltiples órganos. Rev Med Inst Mex Seguro Soc, 
55(3), 388-393. 
Sakurada, A. (2013). Haemophilus influenzae.Rev Chilena Infecto, 661-662. 
Zepeda, C. (1999). Bacteriología Clínica de Haemophilus Influenzae. Honduras 
Pediátrica, 20(3), 81-8
ANEXOS 
Anexo 1 
Prueba de requerimiento de factores X y V en Agar Tripticasa Soya. 
 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de 
Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observa crecimiento solo donde se observa la combinación del factor X y V. 
Anexo 2 
Características para la identificación de especies de Haemophilus humana 
 
Fuente: Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y 
Atlas. Ed. Médica Panamericana. 
Anexo 3 
Pruebas para la confirmación del género y especie. 
 
Prueba Resultado 
Producción de B-galactosidasa Negativo 
Hemólisis en agar de sangre de caballo Negativo 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de Ciencias 
Químicas y Farmacia. 
Se observa que la bacteria a identificar es negativa para la producción de B-galactosidasa y 
no presenta hemólisis en el agar de sangre de caballo. 
 
Anexo 4 
Investigación: ¿cómo se ejecuta esta prueba por la técnica de aglutinación con partículas de 
látex en portaobjetos y qué determina?. ¿De qué reactivos y soluciones hace uso?. 
Es importante realizar esta técnica ya que si un aislamiento no aglutina con el antisuero 
polivalente significa que no es tipificable o no es H. influenzae. En consecuencia, deben 
determinarse los requisitos de factores de crecimiento para confirmar que el aislamiento 
es H. influenzae u otra especie de Haemophilus.Además es un método simple y rápido 
para identificar y serotificar H. influenzae. 
Procedimiento: 
 
1. Hacer una suspensión densa (tubo #5 de la escala de McFarland) de 
labacteria a identificar, en solución salina a 0,85%. 
2. Colocar por separado dos gotas de 5 μl de la suspensión, en una 
láminaportaobjetos limpia y agregue a una de ellas 5μl del antisuero polivalente y 
a la otra, 5μl de soluciónsalina (control negativo). 
3. Agitar la lámina suavemente con movimiento circular durante 1 minuto.•Observe 
la formación de grumos bacterianos antes de 1 minuto (Sólo una aglutinación 
gruesa se debe considerar positiva.) 
4. Sí la reacción con el polivalente es positiva, continúe con el anti-b y 
después con los otros antisueros (anti-a,c). 
Interpretación: 
 
1. Aglutinación con el antisuero polivalente y no hay aglutinación con la solución 
salina(control negativo). 
a. Es un H. influenzae capsulado 
b. Continuar la serotipificación con los antisueros monovalentes colocando 
primero el másfrecuente de los serotipos (b). Utilice la misma metodología 
empleada con el antisueropolivalente. 
c. Continuar con el antisuero monovalente, que corresponda al segundo 
serotipo en frecuenciapara comprobar que no existe reacción cruzada con el 
antisuero monovalente. 
d. Sí hay aglutinación con el antisuero b y no se observa con el otro antisuero 
monovalente,corresponde a H. influenzae serotipo b 
e. Sí no se observa aglutinación con el antisuero b, continúe la 
serotipificación con el antisuero correspondiente al serotipo que sea 
segundo en frecuencia. Generalmente para Latinoamérica es el a. 
2. Aglutinación con el antisuero polivalente y hay aglutinación con la solución salina. 
a. El aislamiento esta autoaglutinando y el serotipo debe determinarse 
por la técnica de reacciónen cadena de la polimerasa (PCR) 
3. No hay aglutinación con el antisuero polivalente ni con la solución salina (control 
negativo) 
a. El aislamiento no es capsular y se informa como H. influenzae NC. 
 
Diagrama de identificación: 
 
 
 
Fuentes: INS. (2004). Programa de Vigilancia de los Serotipos y Resistencia 
Antimicrobiana de Streptococcus pneumoniae y Haemophilus influenzae. Colombia: OPS; 
OMS. (2004). Manual de laboratorio para la identificación y Prueba de Susceptibilidad a 
los Antimicrobianos de Patógenos Bacterianos de Importancia para la Salud Pública en el 
Mundo en Desarrollo. Geneva: CDS 
 
Muestra No. 4 Pasteurella multocida subespecie multocida. 
 
 
MUESTRA PROBLEMA NO. 4. BACILOS GRAM NEGATIVO CON 
REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES ESPECIALES 
 
 
CASO CLÍNICO 
Varón de 88 años de edad que consultó por un cuadro de seis horas de evolución de fiebre 
de 38.5°C, asociado a astenia, adinamia, mialgias y artralgias, sin referir síntomas urinarios, 
respiratorios o gastrointestinales asociados. Tenía el antecedente de un linfoma no Hodgkin 
B folicular grado 2, estadio IV tratado con el protocolo R-bendamustine (seis ciclos), y de 
mantenimiento con rituximab 12 ciclos (el último terminado hacía siete meses) y un cáncer 
escamocelular in situ en una cuerda vocal, manejado con radioterapia, la última, hacía 15 
días. Además presentaba una enfermedad coronaria, fibrilación auricular permanente, 
hipertensión arterial e hipotiroidismo, en tratamiento con losartán 50 mg cada 12 h, 
levotiroxina 88 mcg al día y apixaban 2.5 mg cada 12 h. A su ingreso se encontraba como 
un paciente en aceptable estado general, hidratado, con una hemodinamia estable y 
temperatura de 38. 3°C. Peso de 65 Kg, talla de 177 cm. Al examen físico se encontró 
eritema faríngeo y ruidos cardiacos arrítmicos, sin otras alteraciones. En el enfoque inicial 
de un síndrome febril sin foco evidente se realizaron estudios de laboratorio: Hemograma 
que mostró una leucocitosis de 14,100 céls/mm3 con 93% de neutrófilos, velocidad de 
sedimentación globular VSG 59 mm/h (Valor normal: 0-10). proteína C reactiva de 5.1 
mg/dl (Valor normal: 0-0.3), radiografía de tórax sin evidencia de alteraciones del 
parénquima pulmonar y ecografía de cuello sin abscesos o colecciones. El sedimento 
urinario fue normal con posterior urocultivo negativo. Se solicitaron hemocultivos que se 
hicieron positivos a las 15 h de incubación, con la misma bacteria, en las tres muestras 
realizadas, por lo que se inició cefepime. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESULTADOS 
Tabla No.1 
Características observadas en medios de cultivo y tinciones microbiológicas 
 
Medio/tinción Características y crecimiento 
Coloración de Gram a partir de 
hemocultivos 
Se observa crecimiento de cocobacilos gram negativo 
los cuales presentan sus polos más marcados. 
 
Agar Sangre de Carnero. 
Se observa crecimiento de colonias grisáceas, lisas, 
convexas, no hemolíticas y con textura mucoide. 
 
Agar de Chocolate. 
Se observa crecimiento de colonias, pequeñas, 
circulares, planas, grisáceas y presenta una decoloración 
del medio verde. 
Agar de MacConkey. No se observa crecimiento. 
Gram a partir de aislamiento en agar 
chocolate y sangre de Carnero 
Se observa crecimiento de bacilos gram negativos 
teñidos los dos polos. 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad 
de Ciencias Químicas y Farmacia. 
A través de un hemocultivo se observa crecimiento de cocobacilos gramnegativo los cuales 
presentan tinción en los polos. No se observa crecimiento en agar MacConkey solo en 
crecimiento solo en el agar sangre de carnero el cual no presenta hemólisis y en el agar 
chocolate donde presenta una decoloración de medio color verde lo cual es inusual verlo. 
 
 
Tabla No.2 
Resultados obtenidos en Pruebas Bioquímicas 
 
Nombre de la prueba Se desglosa en Resultado 
TSI Azúcares A/K A 
 H2S B Negativo 
 Gas Negativo 
SIM H2S Negativo 
 Indol Positivo 
 Movilidad Negativo 
Prueba de catalasa Positivo 
Citocromo oxidasa Positivo 
Urea Negativa 
Descarboxilación de la ornitina Positiva 
Caldo glucosado Positivo 
OF de glucosa Fermenta 
OF de sacarosa Fermenta 
Reducción de nitratos a nitritos Positivo 
Movilidad Negativa 
Producción de ácido Glucosa Positivo 
 Maltosa Negativo 
 Lactosa Negativo 
 Manitol Positivo 
 Arabinosa Negativo 
 Sorbitol Positivo 
 Galactosa Positivo 
 Sacarosa Positivo 
Crecimiento en Cloruro de sodio 6.0% Negativo 
A Ácido/alcalino; B Ácido sulfúricoFuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de 
Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observan las reacciones bioquímicas de la bacteria a identificar la cual es ácido alcalino 
para el TSI, es indol positivo, citocromo oxidasa positivo, presenta fermentación para 
glucosa y sacarosa, produce ácido a partir de glucosa, manitol, sorbitol, galactosa y 
sacarosa. Además reduce nitritos y no presenta crecimiento en cloruro de sodio. 
DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
El paciente de 88 años presentó un cuadro clínico inusual donde lo peculiar fue que en su 
examen físico presentó eritema faríngeo, al realizarle los hemocultivos correspondientes 
(ver tabla No.1) se observó crecimiento solo en el agar chocolate y el de sangre de carnero 
lo cual nos da a entender que la bacteria aislada es exigente para crecer y al realizar la 
coloración Gram a partir de los mismos se observaron cocobacilos gram negativo teñidos 
en los polos. Seguido de esto se procedió a realizar las pruebas bioquímicas (ver tabla 
No.2). Con estos datos se procedió a la literatura y buscando en el aparto de “Otros bacilos 
gramnegativos con requerimientos nutricionales especiales” se procedió a identificar la 
especie dentro de la familia Pasteurellaceae (Ver anexo 1), se describió que la bacteria no 
presentaba hemólisis por lo tanto se descartan las especies Haemophilus y Actinobacillus y 
con la prueba de catalasa, la cual dio resultado positivo, se descartaron Mannheimia, 
Lonipinelia y Phocoenobacter quedándonos la especie Pasteurella. Para determinar la 
especie y subespecie se determinó con las características bioquímicas (ver anexo 2) 
llegando a la conclusión de ser Pasteurella multocida (Koneman y Allen, 2008). La 
identificación microbiológica final fue realizada mediante método automatizado VI-TEK2 
XL por tarjeta de identificación, (con una precisión del 95,8% para identificación de la 
bacteria encontrada). Sin embargo para confirmar la bacteria encontrada se envío a un 
laboratorio microbiológico de referencia esto es debido a que el cuadro clínico común de 
Pasteurella se cultiva de las cavidades bucales de gatos (70-90%) y perros (40-66%) lo cual 
no coincidía con el historial clínico que comentó al inicio el paciente pero indagando en el 
origen de la bacteriemia, se interrogó nuevamente al paciente, quien refirió el hábito de 
compartir la misma comida con su perro todos los días, especialmente los dulces de paletas. 
Pasteurella multocida es la especie de Pasteurella que más se aísla de muestras humanas y 
también se recupera de una amplia variedad de animales entre ellos los gatos y perros. 
Crece bien en agar chocolate y agar sangre de carnero y forma colonias grises suaves, 
además es no hemolítico y no crece en agar MacConkey, agar eosina azul de metileno u 
otros tipos de medios entéricos selectivos o diferenciales. Las cepas provenientes del 
aparato respiratorio pueden ser mucoides y en la tinción de Gram puede observarse como 
formas cocoides o como bacilos cortos o filamentosos, con una típica tinción bipolar, que 
pueden aparecer sueltos o agrupados en parejas o cadenas cortas. Lo anterior descrito 
coincide con lo descrito en la tabla No.1 (Cueto & Pascual, s.f; Koneman y Allen, 2008). 
Según lo descrito en la literatura P. multocida es oxidasa positivo, catalasa positivo, 
ornitina descarboxilasa positivo, indol positivo y ureasa negativo. Además produce ácido, 
pero no gas, a partir de glucosa, sacarosa y manitol, pero no de maltosa o lactosa, lo cual 
coincide con lo descrito en la tabla No.2. Las especies de P. multocida se pueden dividir en 
tres subespecies multocida, séptica y callicida sobre la base de la producción de sorbitol y 
dulcitol (Ver anexo 3) donde se observó una reacción positiva para sorbitol, negativa para 
dulcitol, ONPG negativo y no requiere del factor V para su crecimiento lo cual no llevó a 
clasificar la subespecie como multocida (Koneman y Allen, 2008). 
En la actualidad, la penicilina y las cefalosporinas parenterales de amplio espectro siguen 
siendo los agentes de elección para el tratamiento de las infecciones causadas por P. 
multocida. Finalmente, se egresó al paciente con recomendaciones sobre el riesgo de 
compartir la comida con su perro (Koneman y Allen, 2008). 
 
CONCLUSIÓN 
La bacteria aislada del paciente de 88 años fue Pasteurella multocida subespecie 
multocida. 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
Cueto, M., & Pascual, A. (s.f). Pasteurella multocida. Sevilla: SEIMC 
Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y Atlas. Ed. 
Médica Panamericana. 
ANEXOS 
Anexo 1 
Cuadro 9-1 Características para la diferenciación de miembros de la familia 
Pasteurellaceae 
 
Fuente: Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y 
Atlas. Ed. Médica Panamericana. 
Anexo 2 
Características para la identificación de especies de Haemophilus humana 
 
Fuente: Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y 
Atlas. Ed. Médica Panamericana. 
Anexo 3 
Prueba adicional 
 
Prueba Resultado 
Requerimiento del Factor V Negativo 
ONPG Negativo 
Fermentación de Dulcitol Negativo 
Fermentación de Sorbitol Positivo 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de 
Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observa que la bacteria a identificar no requiere el factor el factor V ya que si 
presentó crecimiento, fermenta el sorbitol y no el dulcitol y es negativa pata la prueba de 
ONPG. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabla de identificación No.5 Brucella abortus biotipo 1 
 
MEDIOS Crecimiento y características coloniales 
Hemocultivo 
Se observan colonias pequeñas NO hemolíticas, 
convexas con borde entero 
Chocolate 
Se observa colonias blancas parecidas a gotas de rocio 
con borde catero y convexas, posee brillo 
MacConkey No se observa crecimiento 
Agar Brucella con sangre de 
caballo 
Se observa crecimiento de colonias amarillas, con borde 
irregular, convexas y consistencia cremosa. 
PRUEBAS Resultados de pruebas bioquímicas 
Gram: 
1. 
2. 
 
1. Cocos bacilos gram negativo 
2. Cocos bacilos pequeños gram negativo 
Oxidasa Positivo 
Catalasa Positivo 
Hidrólisis de la urea Positivo 
Producción de H2S Positivo 
H2S es un gas que al contacto con el acetato de plomo 
precipita el sulfuro de plomo poniéndose la tira negra 
Reducción de Nitratos a 
nitritos 
Positivo, reducción hasta nitritos. 
Proliferación en CO2 Crecimiento, si necesita CO2 para su crecimiento 
Prueba de crecimiento en 
colorantes 
 
 
 Fucsina básica (1:50.000) Positivo 
 Safranina (1:10.000) Negativo 
 Azul de tionina (1.500.000) Positivo 
 Tionina (1.50.000) Negativo 
Lisis por fagos Positivo para lisis por fago. 
Otras pruebas  Aglutinación con suero polivalente de Brucella 
(mezcla de varias especies de Brucella 
incluyendo una cepa rugosa). Positivo 
 Aglutinación con sueros monoespecíficos de B. 
abortus. Positivo A. 
Bacteria aislada Brucella abortus biotipo 1 
Comentarios en salud 
pública 
La mayoría de los casos de Brucelosis humana están 
relacionados al consumo de leche, queso fresco, crema y 
otros derivados sin pasteurizar. Otras formas de adquirir 
la enfermedad son la manipulación de fetos abortados, 
placentas y líquidos fetales, accidentes vacunales, 
manejo de carnes y vísceras de animales con Brucelosis 
(matarifes, expendedores de carne, médicos 
veterinarios). El periodo de incubación suele ser 
variable, en general, de 2 a 3 semanas, aunque puede 
prolongarse hasta algunos meses. De algún modo, éste 
depende de la virulencia de la cepa de Brucella, la dosis 
y del estado nutricional e inmune del individuo 
(Valenzuela, 2011). 
 
Agar Brucella 
El Agar Brucella, siendo rico en nutrientes y factores de crecimiento, es muy adecuado para 
cultivar y aislar microorganismosexigentes. Se utiliza para aislar con éxito Brucella desde 
diversas muestras contaminadas con microflora, tanto saprófitos como comensales, en muestras 
clínicas y productos alimenticios. Este medio también se usa para producir toxinas clostridiales 
y para el aislamiento de muchos anaerobios de origen humano y animal. Las muestras de 
alimentos se pueden inocular directamente en las placas de Agar Brucella, mientras que las 
muestras clínicas conviene inocularlas como suspensiones o maceraciones en soluciones salinas 
estériles. 
 La peptona de carne y la peptona de caseína proporcionan nitrógeno, vitaminas, 
minerales y aminoácidos esenciales para el crecimiento. 
 El extracto de levadura es una fuente de vitaminas, particularmente del grupo B. 
 El bisulfito sódico es el agente reductor,. 
 El cloruro de sodio suministra electrolitos esenciales para el transporte y el equilibrio 
osmótico. 
 La dextrosa es el carbohidrato fermentable que proporciona carbono y energía. 
 La adición de sangre proporciona factores de crecimiento adicionales para 
microorganismos exigentes. 
 El agar bacteriológico es el agente solidificante. 
 La adición del Suplemento para Brucella (Cat. 6017) mejora la selectividad del medio 
para el crecimiento de Brucella. Para un mejor crecimiento, el Suplemento de 
Polienriquecimiento (Cat. 6011) y el Suplemento de Polienriquecimiento CC (Cat. 
6071) también pueden ser añadidos al medio, si se requiere. 
(Condolab, 2019). 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
Condolab. (2019). Agar Brucella. Recuperado de: 
https://www.condalab.com/int/es/index.php?controller=attachment&id_attachment=136
78#:~:text=El%20Agar%20Brucella%2C%20siendo%20rico,muestras%20cl%C3%ADn
icas%20y%20productos%20alimenticios. 
Valenzuela, C. (2011). “Determinación de anticuerpos contra brucella abortus en personal de 
lecherías adscritas a la cámara de productores de leche”. Guatemala: Universidad San 
Carlos de Guatemala. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabla de identificación No. 6 Legionella pneumophila 
 
MEDIOS Crecimiento y características coloniales 
Tipo de muestra Aspirado transtraquial 
Sangre de carnero No crecimiento 
Chocolate 
 
No crecimiento 
MacConkey 
 
No crecimiento 
AGAR BCYE 
 
Se observan colonias blancquecino-
azuladas, pequeñas convexas con margen 
entero y unas irregulares 
 
BCYE con L-cisteina (si crece) 
BCYE sin L-cisteina ( no crece) 
Observación con luz incidente en las colonias 
 
Colonias pequeñas, blanquecinas, 
redondas, con aspecto de vidrio 
esmerilado- 
PRUEBAS Resultados de pruebas bioquímicas 
Gram 
Se observan bacilos gram negativos unos 
en forma individual y otros formando 
cadenas. (Se tiñe débilmente) 
 
Se debe aplicar colorante de contraste 
(safranina) por ser sospecha de legionella 
por 10 minutos 
 
 
 
Movilidad 
Movil 
 
Se inoculó el medio SIM con L-cisteina-
hierro 
Dependencia de la Cisteína 
Hidrolisis de Hipurato 
(Revelador nihidrina) 
Positivo 
Hidrolisis de Gelatina Positivo 
Fluorescencia Directa, con los conjugados de 
anticuerpos de Legionella 
 
Positivo 
Autofluorescencia de las colonias 
betalactamasas 
Negativo 
Positivo 
Otras pruebas 
Citocromo oxidasa: Positivo (Se tomó a 
partir del agar bcye sin antibióticos porque 
se podría dar un falso negativo por algún 
componente que pueda inhibir la enzima). 
Bacteria identificada Legionella pneumophila 
Características especiales de esta bacteria: 
A las 72 horas hubo crecimiento en el agar 
BYCE con antibiótico y sin antibiotico 
 
1. ¿Qué bacteria se confirmó y aisló en el laboratorio? 
Legionella pneumophila 
 
2. Si ya el médico sabía que era Legionella pneumophila ¿por que solicitó el cultivo? 
Porque podría ser un falso positivo entonces se debía confirmar. 
 
3. Que otra prueba tendría que hacer para completar los resultados y el tratamiento 
Antibiograma para dar el tratamiento completo 
 
4. ¿Qué inconvenientes presenta la evaluación de la susceptibilidad in vitro? 
No garantiza la misma sensibilidad para todos los serogrupos y especies 
 
INTERROGANTES 
5. ¿Por qué L. pneumophila se aisló en el medio BYCE? 
Porque BYCE se utiliza para el aislamiento primario y cultivo de Legionella 
pneumophila y otras especies Legionella a partir de muestras ambientales y clínicas 
(BD, 2007). 
6. ¿Por qué no proliferan en Agar Sangre de Carneri al 5% , en agar Chocolate u en agar 
MacConkey? 
Debido a que es una bacteria con requerimientos especiales por lo cual necesita de un 
medio que se los proporcione (Manzaneros, Montiel, & Real, 2014) 
 
7. ¿Cuánto tiempo se debe incubar el medio de crecimiento de la bacteria aislada? 
Crecimiento a las 72 horas (BD, 2007). 
 
8. ¿Qué medio de cultivo es adecuado para el crecimiento de la bacteria aislada? 
Agar de carbón tamponado y extracto de levadura (BD, 2007). 
 
9. ¿Por qué fue necesario agregar carbón activado al medio de cultivo para aislar L. 
pneumophila ? 
Porque es necesario para la descomposición de peróxido de hidrógeno que es un 
producto del metabolismo tóxico para las especies Legionella, y evita la contaminación 
que producen los metabolitos de las bacterias (BD, 2007, Ministerio de Salud del Peru, 
2002). 
 
10. ¿Cuál es la función del carbón en los medios de cultivo para el aislamiento de esta 
bacteria? 
Porque descompone el peróxido de hidrógeno, un producto de metabolismo tóxico para 
las especies Legionella y también para recoger dióxido de carbono y modificar la 
presión superficial (BD, 2007). 
 
11. ¿Qué cuidados hay que aplicar para efectuar la prueba de susceptibilidad antibiótica 
Los cultivos a utilizar deben ser puros y estar perfectamente aislados. 
 
12. ¿Qué propiedad deben poseer los antibióticos que se utilizan para el tratamiento de la 
Legionelosis? 
Deben ser macrólidos de segunda generación (Ministerio de Salud del Peru, 2002). 
 
 
13. ¿Cuál es la mejor definición de L. pneumophila que usted puede presentar? 
Es una bacteria gram negativa con forma de bacilo exigente, ya que requiere de 
elementos nutricionales específicos. El cual vive en aguas estancada a elevadas 
temperaturas. 
 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
BD. (2007). BBL BCYE Agar. Recuperado de: 
https://legacy.bd.com/europe/regulatory/Assets/IFU/US/L007349(07)(0207)_ES.pdf 
Manzaneros, G., Montiel, N., & Real, E. (2014). Detección de Legionella pneumophila. Revista 
ADM, 7(5), 216-220. 
Ministerio de Salud del Peru. (2002). Manual de procedimientos para la prueba de sensibilidad 
antimicrobiana por el método de disco difusión. Recuperado de 
https://antimicrobianos.ins.gob.pe/images/contenido/documentos/nacionales/manua_ 
l_sensibilidad.pdf 
 
 
 
 Muestra No. 7 Plesiomonas shigelloides 
 
 
 
 
 
MUESTRA PROBLEMA NO. 7 BACILOS GRAM NEGATIVO CON 
REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES ESPECIALES 
Sheyla González (201804306), sección de laboratorio B 
 
 
 
 
 
CASO CLÍNICO 
Niño de 6 años de edad que acude al pediatra por presentar deposiciones diarreicas de 
aparición brusca. Como únicos antecedentes reseñar que acababa de regresar de vacaciones. 
Las deposiciones son diarreicas, acuosas y frecuentes, sin sangre ni moco, con buen estado 
general, sin fiebre ni signos de deshidratación. Se solicita coprocultivo, detección de virus 
gastroentéricos y parásitos en heces. Las heces, de consistencia pastosa, se siembran en 
agar de MacConkey y Hektoen. La detección de rotavirus y adenovirus así como de otros 
virus en heces es negativa, así también la detección de parásitos. Esta última, mediante un 
sistema de concentración de heces comercial. 
 
 
 
 
 
 
 
RESULTADOS 
Tabla No.1 
Características observadas en medios de cultivo y tinciones microbiológicas 
 
Medio/tinción Características y crecimiento 
Agar de MacConkey 
Se observa crecimiento de colonias color amarillo 
lactosa negativo. 
Agar de Hektoen Se observan colonias pequeñas azules que no fermentan. 
Resiembraen Agar Sangre de 
Carnero. 
Se observan colonias medianas, blancas, con borde 
entero y sin hemólisis. 
Coloración de Gram Se observan bacilos gram negativo dispersos. 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad 
de Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se realizaron a las 24 horas el cultivo en Agar MacConkey y Hektoen donde se observó 
crecimiento en ambos, así mismo se realizó una resiembra en agar sangre de carnero donde 
también hubo crecimiento. Al realizar la coloración de Gram se confirma que la bacteria 
sospechosa son bacilos gram negativo. 
Tabla No.2 
Resultados obtenidos en Pruebas Bioquímicas 
 
Prueba Resultado 
 Reacción de azúcares K/AA 
TSI H2S Negativo 
 Gas Negativo 
 Reacción K/KB 
LIA H2S Negativo 
 Gas Negativo 
 Movilidad Móvil 
SIM H2S Negativo 
 Indol Positivo 
 Ornitina Positivo 
Descarboxilación Lisina Positivo 
 Arginina Positivo 
 Arabinosa Asacarolítico 
Fermentación 
Manitol Asacarolítico 
Sacarosa Asacarolítico 
 Inositol Fermentación 
Vogues Proskauer Negativo 
Hidrolisis de esculina Negativo 
Hidrolisis de urea Negativo 
Prueba de catalasa Positivo 
Prueba de oxidasa Positivo 
OF glucosa Fermentación 
Gas de glucosas Positivo 
Producción de Dnasa Positivo 
Crecimiento en Caldo 
TSI 
NaCl 0% Positivo 
NaCl 6% Negativo 
NaCl 11% Negativo 
A Álcalino/Ácido; B Alcalino/alcalino Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de 
Bacteriología de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observan las reacciones bioquímicas de la bacteria a identificar la cual es alcalino/ácido 
para el TSI y alcalino/alcalino para el LIA, es indol positivo, citocromo oxidasa negativo, 
presenta fermentación para inositol y no descarboxila la ornitina, lisina y arginina. Además 
solo presenta crecimiento en cloruro de sodio al 0%. 
DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
El paciente de 6 años presentó deposiciones diarreicas de aparición brusca, acuosas y 
frecuentes sin sangre ni moco, al realizarse el coprocultivo la detección de rotavirus, 
adenovirus y parásitos fue negativa así que se procedió a realizar una incubación en medios 
de cultivo. Inicialmente se sospecha de una enterobacteria por lo cual se realiza un cultivo 
en el medio Hektoen el cual es un medio selectivo y diferencial utilizado para el 
aislamiento de Salmonella spp y Shigella spp, se aislaron las colonias de color azúl ya que 
son los microorganismos no fermentadores de lactosa que provocan diarrea, así mismo no 
hubo hemolisis en el agar de sangre de carnero y se observó crecimiento de colonias 
amarillas en agar MacConkey lactosa negativo y en la coloración de Gram se confirma que 
son bacilos gram negativo (Britania, s.f). 
En la Tabla No.2 se observan las pruebas bioquímicas donde la oxidasa es positivo y hace 
que se descarte la idea de que el paciente tuviera una infección por Salmonella spp o 
Shigella spp. Se descartó la presencia de Pseudomonas debido a que esta es indol negativo 
y la bacteria a identificar es positiva. Por el caso clínico presentado y los resultados de 
hemólisis negativa, fermentación solo de inositol, y descaboxilación de lisina, ornitina y 
arginina inclinaron al género Plesiomonas shigelloides (Ver Anexo 1). 
El término plesiomonas deriva de la palabra griega “vecino” lo que indica una estrecha 
asociación con Aeromonas. Sin embargo las especies de Aeromonas han sido reclasificadas 
dentro de su propia familia y se cree que Plesiomonas estás más estrechamente relacionada 
con Proteus que con Aeromonas y en la actualidad está está incluido en la familia de las 
enterobacterias siendo P. shigelloides la única especie del género. P. shigelloides es un 
bacilo gramnegativo móvil, recto, redondeado y corto con flagelos polares y generalmente 
lofotricoso a diferencia de las especies de Vibrio y Aeromonas que son monotricosas. El 
microorganismo crece bien en agar sangre de carnero y en la mayoría de los medio 
entéricos como se observó en la Tabla No. 1 (Koneman y Allen, 2008). 
Los seres humanos se infectan fundamentalmente por la ingestión de alimentos 
contaminados o no lavados, la gastroenteritis inducida por plesiomonas ha sido 
comunicada en niños y adultos y suele manifestarse como una diarrea acuosa leve en la 
cual las deposiciones no tienen sangre ni mucina, como en el caso presentado, entre los 
factores potenciales de virulencia a asociados con la patogenicidad de este microorganismo 
se encuentran: la invasividad y la enterotoxigenicida (toxina termoestable) ((Bravo, y 
otros, 2000). 
En el anexo 2 se observa que el microorganismo es sensible a el aislamiento al factor 
vibriostático O/129. Este es utilizado utilizado para separar el género Vibrio de Aeromonas 
spp y diferenciar las distintas especies de vibrios entre sí. Su estudio se debe efectuar en 
medios con baja concentración de sal porque el NaCl y el MgCl2 pueden disminuir su 
acción. Un halo de inhibición alrededor del disco de 150 mg es característico del género 
Vibrio, aunque se ha observado este mismo efecto en los géneros Plesiomonas, Pasteurella 
y Actinobacillus; es por ello que la bacteria a identificar es sensible ya que pertenece al 
género Plesiomonas. Así mismo se descarta la presencia de Vibrio ya que este crece en 
medios como el TCBS (García, s.f). 
P. shigelloides puede ser resistente a penicilina, ampicilina y otras penicilinas sensibles a 
las B-lactamasas. La mayoría de las cepas son sensibles aminoglucosidos, cloranfenicol, 
tetraciclina, trimetoprina-sulfametoxazol y a quinolonas, ciprofloxacina y norfloxacina 
(Koneman y Allen, 2008). 
 
CONCLUSIÓN 
La bacteria aislada del paciente de 6 años fue Plesiomonas shigelloide. 
 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
Bravo, L., Cabrera, R., Ramírez, M., Llop, A., Fernández, A., & García, B. (2000). 
Plesiomonas shigelloides una Vibrionaceae en quien pensar. Rev Cubana Med Trop, 
52(1), 10-14. 
Britania. (s.f). Hektoen Entérico Agar. Recuperado de: 
https://www.britanialab.com/back/public/upload/productos/upl_6054e9a137b18.pdf 
García, I. (s.f). SEIMC. Obtenido de Diagnóstico de las infecciones humanas causadas por 
especies halófilas del género Vibrio: 
https://www.seimc.org/contenidos/ccs/revisionestematicas/bacteriologia/vibrio.pdf 
Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y Atlas. Ed. 
Médica Panamericana. 
http://www.britanialab.com/back/public/upload/productos/upl_6054e9a137b18.pdf
http://www.britanialab.com/back/public/upload/productos/upl_6054e9a137b18.pdf
http://www.seimc.org/contenidos/ccs/revisionestematicas/bacteriologia/vibrio.pdf
http://www.seimc.org/contenidos/ccs/revisionestematicas/bacteriologia/vibrio.pdf
ANEXOS 
Anexo 1 
Cuadro 8-14 diferenciación de Plesiomonas shigelloides y especies de 
Aeromonas de importancia clínica 
 
Fuente: Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y 
Atlas. Ed. Médica Panamericana. 
Anexo 2 
Prueba adicional 
 
Prueba Resultado 
ONPG Positivo 
Aislamiento al factor vibriostático O/129 Sensible 
Crecimiento TCBS No hay crecimiento 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de 
Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observa que la bacteria a identificar es positiva para ONPG, es sensible al aislamiento al 
factor vibriostático o/129 y no hay crecimiento en TCBS. 
 
 
 
Tabla de identificación No.8 Aeromonas hydrophila 
 
MEDIOS Crecimiento y características coloniales 
Sangre de carnero 
Se observan colonias beta hemolítica (presenta 
hemólisis), pequeña, color blanquecino 
 
Chocolate 
 
Se observa crecimiento 
MacConkey 
Se observan colonias lisas, de bordes enteros lactosa 
negativo 
 
Agar Manitol Sal No se observa crecimiento 
PRUEBAS Resultados de pruebas bioquímicas 
Gram muestra De una úlcera 
Gram de los cultivos 
 
 
Se observan bacilos gram negativo pequeños 
TSI 
 
Reacción de 
azúcares 
A/A 
Gas 
+ 
H2S 
- 
LIAK/K (Descarboxila) 
Gas 
- 
H2S 
- 
SIM 
H2S 
Negativo 
 
Indol 
Positivo 
Movilidad 
Positivo 
Urea Negativo 
Ornitina No descarboxilación 
Lisina Descarboxilación 
Arginina Descarboxilación 
VP Positivo 
Reducción de nitratos Positivo 
Esculina Positivo 
Catalasa Positivo 
Oxidasa 
 
Positivo 
 
 
Producción de Dnasa Positivo, hay un halo en la estria de inoculación 
Prueba de Lipasa en 
Agar Tributirina 
positivo 
OF glucosa Fermenta 
Gas de glucosa Positivo 
Crecimiento en caldo 
TS 
0% 
Positivo 
6-7% 
Negativo 
 
11% 
Negativo 
 
Otras pruebas 
 ONPG + 
 Taxo de ampicilina 10 ug: resistente 
 No crece en agar TCBS 
 El aislamiento fue resistente al factor 
vibriostático O/129. 
 No fermenta el inositol 
Arabinosa, sacarosa y 
manitol 
Si fermenta 
Bacteria identificada A. hydrophila 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabla de identificación No. 9 Yersinia enterocolítica 
 
MEDIOS Crecimiento y características coloniales 
Tinción de Diff Quick 
La técnica de Diff-Quik®, es una técnica rápida 
de tinción de tipo Romanovsky, consiste en tres 
soluciones: un fijador alcohol metilo, una 
solución acuosa de eosina y una solución 
acuosa de azul metileno y azufre. Tiñe los 
núcleos de los leucocitos, debe tomar una 
muestra de heces (coprocultivo) 
MacConkey 
 
Se observa crecimiento de colonias pequeñas 
con borde entero, convexas lactosa negativo 
PRUEBAS 
Resultados del Gram y de pruebas 
bioquímicas 
Catalasa Positivo 
Oxidasa Negativo 
TSI 37o C 
 
Reacción de azúcares 
A/A 
 
Gas 
- 
H2S 
- 
KIA 37o C 
 
Reacción de azúcares 
K/A(Fermenta todo 
menos lactosa) 
Gas 
- 
H2S 
- 
LIA 37o C 
 
K/A Gas 
- 
H2S 
- 
SIM 37o C 
 
H2S 
- 
Indol 
+ 
Movilidad 
- 
Citrato 37o C 
 
Negativo (no usa el citrato como fuente de 
carbono) 
Urea 37o C 
 
Positivo 
Descarboxilación 37o C 
 
 
Ornitina , Lisina, Arginina 
No descarboxila los tres. 
Reducción de nitratos a nitritos 37o C 
 
Positivo 
MR-VP 37o C 
 
MR 
+ 
VP 
- 
OF glucosa 37o C 
 
Fermenta 
Otras pruebas 
PDA: Fenil Alanina Desaminasa 
 
Negativo, no hay producción de fenil alanina 
desaminasa 
Pruebas de fermentación 
 
1. fermenta la sacarosa 
2. no fermenta Ramnosa 
3. fermenta celobiosa 
4. fermenta sorbitol 
5. no fermenta Melibiosa 
 
Pirazinamidasa 
 
Negativo, no hay presencia de ácido 
pirazinoico. 
ONPG Positiva 
Bacteria identificada 
 
Yersinia enterocolítica 
Observaciones Al ver la anotación del libro dice que se debe 
trabajar a menor temperatura, y se incuba a 26 
grados para realizar la prueba de la ornitina. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tabla de identificación No.10 Bacillus anthracis 
 
MEDIOS Crecimiento y características coloniales 
Sangre de carnero 
 
Se observan colonias grandes, blancas-grisáceas, 
con bordes irregulares, no hemolíticas 
Agar MacConkey No se observa crecimiento 
Manitol Sal 
No se observa crecimiento 
 
Tinción de Gram 
Se observan bacilos gram positivo en cadenas, 
anchos y largos con extremos rectos 
Tincion gram a las 24 
horas 
Se observan bacilos gram positivo en cadenas con 
esporas. 
Tincion gram a las 72 
horas 
Se obsrvan gram negativos con bordes rectos pero 
más notables las esporas tanto en el interior como 
en el exterior 
Tinción en negativo Positivo 
Cabeza de medusa 
Se observa en el microscopio óptico el borde de 
las colonias por resiembra en agar TS como 
vanezas de medusas. 
 
 
Esporas (Bartholomew y 
Mitmer) 
 
Usamos colorante verde de malaquita y de 
contraste safranina 
Giemsa Se observan bacilos con cápsula 
PRUEBAS Resultados de pruebas bioquímicas 
TSI 
Reacción de 
azúcares 
A/A 
Gas 
- 
H2S 
- 
SIM 
H2S 
- 
Indol 
Negativo 
Movilidad 
- 
MR-VP 
MR VP 
Positivo 
Catalasa Positivo 
Oxidasa Negativo 
Gas de Glucosa 
Positivo, si usa el ácido de glucosa y no produce 
gas 
OF glucosa Fermenta la glucosa 
Urea Negativo 
Citrato de Simmons Positivo 
Caldo Treahalosa Positivo 
Caldo glucógeno Positivo 
Caldo Arabinosa Negativo 
Caldo Manitol Negativo 
Caldo inulina Negativo 
Caldo salicina Negativo 
Caldo Glicerol Negativo 
Reducción de nitratos a 
nitritos 
Positivo 
Hidrolisis de la esculina Negativo 
Hidrolisis de la caseína Positivo 
Producción de lecitinasa: 
Agar Yema de Huevo 
Positivo 
Arginina Dihidrolasa Negativo 
Agar Almidón 
 
Hidrolosisi del almidon 
Positivo 
Hidrólisis de Gelatina Positivo 
Resistencia a Penicilina 
Susceptible 
 
Crecimiento a 
42ºC 
Positivo 
50 ºC 
Negativo 
65ºC 
Negativo 
 
Crecimiento en 
Anaerobiosis 
Si hay crecimiento 
Producción de Capsula Mucoide, grisáceas blancusca, 
Otras pruebas 
A partir del medio anterior también se ejecuta una 
prueba de fluorescencia directa DFA utilizando un 
anticuerpo específico presentando fluorescencia. 
Bacteria problema Bacillus anthracis 
Muestra No. 11 Bacillus cereus 
 
 
 
 
 
 
CASO CLÍNICO 
Varón de 50 años de edad, de profesión pastor de ovejas y cabras, con antecedentes de 
intolerancia a AAS y sin hábitos tóxicos que ingresa por presentar una semana antes 
aparición de lesión en dorso de la mano derecha consistente en pápula pruriginosa, con 
eritema peripapular e inflamación progresiva de extremidad superior derecha (ESD) y 
febrícula. Había recibido tratamiento con amoxicilina 1 gr cada 8 horas por vía oral en 
domicilio con empeoramiento de las lesiones, apareciendo flictenas de bordes violáceos e 
importante edema hasta el hombro. La pápula inicial adquirió aspecto de escara necrótica. 
No existió ningún antecedente traumático. Se sospechó carbunco cutáneo y se inicio 
tratamiento con Penicilina G Sódica IV, a dosis de 4 millones de unidades cada 4-6 horas. 
Se extrajo líquido de las ampollas así como biopsia cutánea de la zona eritematosa 
adyacente enviándose muestras a anatomía patológica ymicrobiología. Los análisis y 
serologías realizados no mostraron datos de interés. Al cuarto día de ingreso, al no 
presentar mejoría clínica, se asoció clindamicina 600 mg cada 8 horas e.v., mostrando 
buena respuesta. 
 
 
 
 
 
RESULTADOS 
Tabla No.1 
Características observadas en medios de cultivo y tinciones microbiológicas 
Medio / prueba Observaciones 
Tinción Gram líquido de la 
ampolla y macerado de biopsia. 
Bacilo gram positivo en cadenas y en pares, extremos 
redondos, largo y delgado. 
Tinción de Gram 24 horas de 
incubación 
Ampollas: bacilos gram positivo largos, grandes con extremos 
redondeados y otros rectos. 
Biopsia: bacilos gram positivo largos, grandes con extremos 
redondeados, en cadena, pares e individuales. 
Tinción de Gram 72 horas de 
incubación 
Ampolla: bacilos gram positivos, dispuestos en cadenas, pares 
e individuales y se sospecha presencia de esporas 
Agar Sangre de carnero Líquido de las ampollas: se observan colonias grandes de 
color blanco con borde entero y aplanadas y beta hemolisis 
Biopsia: se observan colonias grandes de color blanca con 
bordes regular planas y con beta hemolisis 
Agar Manitol Sal No se observa crecimiento 
Agar de MacConkey No se observa crecimiento 
Tinción de Wirtz Conklin Presencia de esporas en la parte central del bacilo hinchado. 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de 
Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se realizaron 3 medios de cultivo para aislara la bacteria problema donde se observó 
únicamente crecimiento en el agar Sangre de carnero, además se realizó una tinción de 
gram con el líquido de la ampolla del paciente y la biopsia a las 24 y 72 horas siendo gram 
positiva la bacteria a aislar y se confirmó la presencia de esporas por la tinción de Wirtz 
Conklin 
 
 
Tabla No.2 Resultados obtenidos en Pruebas Bioquímicas 
Prueba Resultado 
TSI 
Reacción de azúcares A/AA 
H2S Negativo 
Gas Negativo 
SIM 
Movilidad Móvil 
H2S Negativo 
Indol Positivo 
Producción de ácido a partir de 
glucosa 
Glucosa Positivo 
Maltosa PositivoFructosa Positivo 
Sacarosa Positivo 
Ribosa Positivo 
Treahalosa Positivo 
Manosa Negativo 
 Salicina Positivo 
Producción de ácido a partir de 
salicina 
Celobiosa Positivo 
Almidón Positivo 
Glucógeno Positivo 
Turosa Negativo 
N-Acetilgluocasamina Positivo 
Arabinosa Negativo 
Manitol Negativo 
Glicerol Positivo 
Inulina Negativo 
 
Vogues Proskauer Positivo 
Hidrolisis de lecitina Positivo 
Hidrolisis de caseína Positivo 
Hidrolisis de gelatina Positivo 
Hidrolisis de almidón Positivo 
Prueba de catalasa Positivo 
Prueba de oxidasa Negativo 
OF glucosa Fermentación 
Gas de glucosas Positivo 
Citrato de Simmnos Positivo 
Reducción de nitratos a 
nitritos 
 Positivo 
Crecimiento a 
42°C Positivo 
50°C Negativo 
65°C Negativo 
Crecimiento anaeróbico Negativo 
Arginina Dihidrolasa Positivo 
Susceptibilidad a la 
Penicilina 
 Resistente 
Prueba de B-lactamasa Positivo 
A Ácido/Ácido Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la 
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. 
Se observan las reacciones bioquímicas de la bacteria a identificar la cual es ácido/ácido 
para el TSI, es indol positivo, presenta movilidad, no produce acido de manosa, turosa, 
arabinosa, manitol ni inulina. Cabe Destacar que no crece a 50°C y 60°C y es resistente a la 
penicilina. 
DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
 El paciente de 50 años presentó una lesión en el dorso de la mano derecha (ver anexo 1) 
sospechándose de carbunco cutáneo pero al no presentar mejoría al administrarse penicilina 
G sódica IV a dosis de 4 millones de Unidades cada 4-6 horas se procesó la muestra 
tomando líquido de la ampolla y la maceración de la biopsia para realizar los respectivos 
cultivos, tinciones y pruebas bacteriológicas. Al principio se sospechó de una infección por 
Bacillus anthracis por el carbunco observado en su mano pero al observar en la tabla No. 1 
la presencia de una betahemólisis en el medio de agar sangre carnero descarta la idea del 
mismo además en las pruebas bacteriológicas en el SIM la prueba de motilidad es positiva 
lo cual en las características del género Bacillus es importante ya que con excepción de B. 
anthracis y B. mycoides, casi todas las otras especies son móviles a través de los flagelos 
perítricos (Koneman y Allen, 2008). Algo importante es el positivo en la prueba de B-
lactamasas ya que solo B. cereus y B. thurungiensis producen una enzima B-lactamasa que 
hidroliza penicilina, ampicilina y cefalosporinas lo cual da a entender la resistencia que 
presentaba el paciente a la penicilina (ver anexo 2; Koneman y Allen, 2008) Entre Bacillus 
cereus y B. thurungiensis descartamos a B. thurungiensis ya que es de control 
microbiológico, y cuando está esporulando forma una toxina con la que se puede 
contrarrestar dípteros y lepidópteros ademas la localización de su espora ya que es 
subterminal y B. cereus la posee en la parte central (ver anexo 1). Al ser intolerante a la 
aspirina eso pudo originar un exema una semana antes por la pápula. El se pudo infectar 
porque desarrolló una alergia y eso le provocó una micro lesión y al trasquilar a las ovejas 
pudo ingresar, ya que las vías de transmisión pueden ser de animal a personas (Baudou, 
2013). Entre los factores de virulencia de esta especie se encuentra que tiene la capacidad 
de producir diferentes toxinas que afectan la salud humana (Vallejo, 2013). Las toxinas 
generadas dependen de las cepas de B. cereus, la toxina emética, se caracteriza por causar 
vómito, y las enterotoxinas como la hemolítica, la no hemolítica y la citotoxina K, inducen 
permeabilidad vascular por la formación de poros en el intestino delgado y por 
consiguiente, diarrea (Sanchez, 2016). Se corroboró directamente si si es B. cereus porque 
es oportunista. 
CONCLUSIÓN 
La bacteria aislada del paciente de 50 años fue Bacillus cereus. 
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
Baudou, A. (27 de Agosto de 2013). Bacillus cereus. Obtenido de sedici.unlp: 
http://sedici.unlp.edu.ar/handle/10915/29082 
Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y Atlas. Ed. 
Médica Panamericana. 
Vallejo, M. (2013). Caracterización parcial de enterocinas producidas por una cepa de 
Bacillus cereus. Revista de la sociedad Venezolana de microbiología, 28-34. 
Sanchez, J. (2016). Bacillus cereus un patógeno importante en el control microbiológico de 
los alimentos. Rev. Fac. Nac. Salud Pública, 34(2), 231-232 
ANEXOS 
Anexo 1 
Pápula inicial con aspecto de escara necrótica. 
 
Fuente: Datos experimentales obtenidos en el laboratorio de Bacteriología de la Facultad de 
Ciencias Químicas y Farmacia. 
Anexo 2 
Cuadro 14-4 Identificación del grupo Bacillus 
 
Fuente: Koneman, E. y Allen, S. (2008). Koneman. Diagnóstico Microbiológico. Texto y 
Atlas. Ed. Médica Panamericana.