Reporte Analisis químico proximal

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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR
Área de conocimiento Ciencias del Mar y La Tierra
Departamento académico Ingeniería en Pesquerías
Determinación de nutrientes mediante análisis químico proximal para tres especies de pescado.
Nombre: Gerardo Daniel González Vivas
Profesor titular: Dra. Ana Isabel Beltrán Lugo
Ayudante académico: Ing. En Pesquerías Yesenia Santos Rosales
Asignatura: Química de alimentos
La Paz B.C.S. A 18 de noviembre del 2020
	
I. Introducción
Desde sus inicios, la humanidad ha sustentado una lucha continua contra el hambre, que es y seguirá siendo uno de sus principales enemigos. Sin embargo, la importancia de la tecnología de los alimentos fue reconocida muy recientemente, y apenas hace unos 20 años se manifiesta en todo el mundo una verdadera preocupación por la implantación de nuevas metodologías para la producción, el procesamiento y la conservación de productos alimenticios. La ciencia y la tecnología de los alimentos surgen como una necesidad imperiosa de formar individuos calificados, capaces de entender y resolver los diferentes problemas que se presentan en esta área tan prioritaria de desarrollo; una característica común a todos ellos es su conocimiento de la química de los alimentos, que está de alguna manera relacionada con todos los productos que ingerimos (Badui, 2006).
La importancia de la alimentación como necesidad vital es un hecho incuestionable conocido por todos. Si bien es importante comprender esta verdad, también es necesario conocer como nos alimentamos, es decir cuál es la calidad de los alimentos que ingerimos, sobre todo por la gran relación que se ha demostrado que tiene la alimentación con la salud. La alimentación por ser un acto reiterado, a largo plazo y vital, constituye el factor ambiental que más influye en la etiología, es decir la causa, de numerosas enfermedades como el cáncer, la obesidad, la ateroesclerosis, etc (Fernández, 2020).
Para poder realizar el análisis químico de los alimentos, hay que auxiliarse de una de las más antiguas e importantes de las ramas de la química: “la química analítica”, la cual brinda las herramientas necesarias para poder determinar quiénes son las sustancias que están presentes en los alimentos y en qué cantidades ellas se encuentran. Así, la química analítica puede definirse como la rama de la química que se ocupa de la identificación y cuantificación de un componente químico en una sustancia dada (Fernández, 2020).
De esta definición se deriva que la química analítica se divide en dos grandes campos de actuación: el análisis cualitativo, cuyo objetivo es identificar cuáles son los componentes que están presentes en una muestra, y el análisis cuantitativo, a través del cual se determina cuánto hay de cada componente en la muestra evaluada (Fernández, 2020).
El análisis proximal comprende la determinación de los porcentajes de humedad, grasa, fibra, cenizas, carbohidratos solubles y proteína en los alimentos. Al realizar el análisis químico de matrices alimentarias, la toma y tratamiento de la muestra y el método analítico seleccionado deben ser los apropiados (Barquero, 2012)
El análisis proximal está basado en el sistema Weende que fue desarrollado en la Estación Weende en Alemania. Este sistema fue diseñado con el fin de simular el proceso de digestión del animal. Respecto a este sistema resulta importante mencionar que hoy es criticado por ser un poco antiguo; pero hasta la fecha no se ha desarrollado un análisis alternativo que demuestre ser mejor, práctico y aceptable. 
A pesar de esto, el sistema continúa en uso ya que ha demostrado su efectividad en la recopilación considerable de datos presentados en términos de análisis próximo. La mayoría de los requisitos legales para productos alimenticios se basan en análisis hechos mediante el sistema Weende. El mismo incluye Humedad 135º C, Proteína cruda, extracto etéreo y Cenizas (UCR, 2015).
II. Objetivo
Determinar la cantidad de humedad, cenizas, lípidos y proteínas que componen cada una de las especies seleccionadas.
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Universidad Autónoma de Baja California Sur
III. Metodología
3.1. Materiales 
Humedad
· Muestra seca
· Charolas de aluminio
· Pinzas largas
· Espátulas
· Procesador de alimentos
· Desecador con desecante
· Estufa de aire caliente
· Balanza analítica
· Agua destilada
Cenizas
· Muestra seca
· Mufla 
· Estufa de aire caliente
· Parrilla de calentamiento
· Balanza analítica
· Crisoles de porcelana
· Mortero o procesador de alimentos
· Pinzas para crisol
· Desecador con desecante
· Guantes de asbesto
 Proteínas
Equipo
· 
· Unidades de digestión Microkjeldahl
· Destilador Microkjeldahl
· Balanza analítica
· Agitador magnético
· Parilla de calentamiento
Materiales
· 
· Muestra seca
· 1 Espátula y 1 varilla de vidrio
· 1 Mortero
· 1 Bureta de 50 mL
· 1 Probeta de 10 y25 mL
· 1 Pipeta de 2 mL
· 1 Succionador de pipetas
· 6 Matraces Kjeldahl de 100 mL
· 1 Guantes de asbesto
· 3 Vaso de precipitado 100 mL
· 1 Soporte universal
Reactivos
· 
· H2SO4concentrado (ácido sulfúrico)
· NaOH/NaS2O3_5H2O mezclados al 60 y 5 % respectivamente (hidróxido de sodio con tiosulfato de sodio)
· H3BO3 al 5% (ácido bórico)
· HCL 0.02 N (ácido clorhídrico)
· Indicador mixto (0.3125 g de rojo de metilo y 0.2062 g de azul de metileno en 200 mL de etanol al 95%
· Mezcla catalizadora (2.55 g de K2SP4 con 0.05 g de HgO (sulfato de potasio y oxido de mercurio)
· Agua destilada
Lípidos 
· 
· Muestra seca
· Balanza analítica
· Equipo de extracción Soxhlet
· Cartuchos de extracción
· Estufa de aire
· Desecador
· Pinzas para crisol
· Éter de petróleo
· Matraz balón fondo plano
· Pipeta
3.2 Métodos
Determinación de humedad
Se procedió primeramente a limpiar y enjuagar las charolas de aluminio que íbamos a utilizar con agua destilada, posteriormente las introducimos en la estufa de aire caliente con ayuda de pinzas para evitar contaminarlas con la humedad o grasa de nuestras manos. Las charolas permanecieron en la estufa de aire caliente durante 1 hora a 100°C.
Una vez completado el tiempo establecido en la estufa de aire caliente se procedió a introducir las charolas en el desecador, donde se dejaron reposar hasta que llegaron a temperatura ambiente. Posterior a eso se pesó cada charola en la balanza analítica y se anotó su peso con tres decimales.
Después de limpiar y pesar las charolas se homogenizaron las muestras de filete con la ayuda de un procesador de alimentos, se tomaron las charolas del desecador con ayuda de pinzas y se pasaron a la balanza para tararla, posteriormente se pesaron alrededor de 5gr de muestra fresca de filete en cada charola y se anotó el peso de cada charola con 3 decimales.
El remanente o restante fue colocado en charolas de aluminio que hicimos a mano y se esparció una porción de muestra en cada charola con una altura no máxima a 5 milímetros. Con ayuda de pinzas pasamos las charolas con el remanente y las muestras a la estufa de aire caliente por 24 horas a una temperatura de 100°C. Cuando el tiempo se completó se retiraron las charolas con remanente y muestra de la estufa y se pasaron al desecador donde esperamos a que llegaran a temperatura ambiente. Una vez que alcanzaron la temperatura ambiente se pesaron nuevamente las charolas. Una vez realizado lo anterior, el remanente se homogenizo. Los mismos pasos fueron realizados para los residuos de cada especie que tomamos como muestra. Al terminar todos los pasos mencionados se obtuvieron dos frascos para cada especie seleccionada, uno con filete y otro con residuos.
Posteriormente fueron almacenadas las muestras en frascos de vidrio sellados con para film, esto para evitar que se humedecieran nuevamente las muestras. Los frascos sellados fueron introducidos al desecador. 
Todos los datos obtenidos fueron anotados en las tablas de apoyo.
Para determinar el porcentaje de humedad utilizamos la siguiente formula.
pmf= peso de muestra fresca.
pms= Peso de muestra seca.
Determinación de cenizas
Iniciamos lavandoy enjuagando los crisoles que íbamos a utilizar con agua destilada, con ayuda de pinzas y guantes pusimos los crisoles en la mufla durante 1 hora a 550°C. Cuando se completó el tiempo indicado en la mufla introducimos los crisoles al desecador donde esperamos a que llegaran a temperatura ambiente. Una vez que los crisoles llegaron a temperatura ambiente procedimos a pesar cada uno de ellos y anotamos la clave de crisol y el peso con tres decimales en las tablas de apoyo.
Ya que teníamos identificados los crisoles con los que íbamos trabajar sacamos las muestras secas que dejamos en el desecador la práctica pasada. Los crisoles los pasamos a la balanza y la taramos para pesar 1gr de muestra seca aproximadamente en cada crisol. 
Pusimos los crisoles sobre la parrilla de calentamiento con la temperatura más baja que podía dar dicha parrilla, retiramos los crisoles de la parrilla cuando dejaron de expulsar humo y los introducimos en la mufa durante 4 horas a 550°C.
Una vez transcurrido el tiempo dentro de la mufla, la muestra seca de los crisoles había adquirido un color grisáceo. 
Pasamos los crisoles a la estufa de aire caliente por un tiempo de 15 minutos a una temperatura de 100°C y posteriormente los introducimos al desecador donde los dejamos reposar para que llegaran a temperatura ambiente. Cuando estos llegaron a temperatura ambiente procedimos a pesarlos en la balanza y anotamos el peso en las tablas de apoyo. 
Para determinar el porcentaje de cenizas utilizamos la siguiente formula.
PC = Peso de cenizas (g)
PM = Peso de la muestra seca (g)
Determinación de proteínas
Primeramente, agregamos 0.2 gramos de muestra seca en cada matraz, después añadimos 2.6 gramos de mezcla catalizadora y por ultimo agregamos 2.5 mL de ácido sulfúrico concentrado. Posteriormente colocamos los matraces en el digestor y encendimos la parrilla en el nivel 3 y fuimos incrementando la temperatura gradualmente.
Se suspendió el calentamiento una vez que los contenidos de los matraces tomaron una coloración azulosa cristalina y esperamos a que se enfriaran.
Una vez que los matraces se enfriaron agregamos 5 mL de agua destilada caliente y colocamos la muestra en el destilador manteniendo la válvula de drenaje cerrada y la llave de agua abierta. Posteriormente enjuagamos el matraz con 2 mL de agua destilada adicional y colocamos el matraz en la parte inicial del destilador.
Mientras se realizaba lo anterior en un vaso de precipitado agregamos 10 mL de ácido bórico al 5 % y 2 gotas de indicador, después lo colocamos en la parte terminal del destilador. Posterior a eso añadimos al destilador 15 mL de la mezcla de hidróxido de sodio con tiosulfato de sodio. 
Hecho lo anterior esperamos a que se acumularan 40 mL del destilado en el vaso de precipitado, después titulamos con ácido clorhídrico 0.02 N (normal) hasta que se observó un cambio en la coloración.
Este procedimiento se realizó para las 3 muestras de filete y las 3 de residuo de cada especie.
Las fórmulas utilizadas en esta práctica fueron las siguientes.
Contenido de nitrógeno.
a = ml de ácido utilizado para la titulación de la muestra
b = ml de ácido utilizado para la titulación del blanco
N = normalidad del ácido utilizado para la titulación
PM = peso de la muestra (filete/residuos)
Contenido de proteínas.
Donde F es:
F = 6.68 para huevo congelado
F = 5.55 para gelatina
F = 6.38 para proteína de la leche
F = 6.25 para proteínas en general
F = 6.00 para productos de la soya
F = 5.70 para la harina de trigo
Para esta práctica se utilizó: F= 6.25 por la falta de un valor específico para pescado.
Determinación de lípidos 
Primero se procedió a limpiar y enjuagar los cartuchos y matraces con agua destilada para determinar su peso constante, ya que estaban limpios los introducimos en la estufa de aire caliente durante 1 hora a 100°C. Cuando transcurrió el tiempo colocamos los matraces y cartuchos dentro del desecador para que llegara a temperatura ambiente. Después pesamos los cartuchos y los matraces y anotamos los pesos en las tablas de apoyo con tres decimales.
Para procesar la muestra, pesamos alrededor de 7 gramos de muestra seca en los cartuchos y los colocamos dentro del extractor, después conectamos la parte superior del extractor a los matraces que utilizamos. Posteriormente colocamos dentro del extracto 250mL de éter de petróleo que fue el que estuvo en recirculando durante el proceso.
Posteriormente conectamos el extractor al condensador y abrimos la llave de agua, siempre procurando mantener un flujo adecuado de agua fría. Luego encendimos la fuente de calor con una temperatura relativamente alta, aproximadamente unos 40°C y una vez que comenzó la ebullición dentro de los matraces se disminuyó la temperatura.
Mantuvimos la extracción durante un periodo de 6 horas y se suspendió el suministro de calor. Después sacamos los cartuchos del extractor y se dejó volatizar el éter para evitar accidentes, posterior a eso se introdujeron los cartuchos a la estufa de aire caliente durante 1 hora a 65°C con el fin de evaporar el resto de éter. Una vez que concluimos con los pasos anteriores introducimos los cartucho y matraces dentro del desecador hasta que llegaron a temperatura ambiente.
Por ultimo pesamos nuevamente los cartuchos y matraces y anotamos el peso final en las tablas de apoyo.
Utilizamos las siguientes dos fórmulas para determinar la cantidad de lípidos en las muestras.
Donde:
PC = Peso del cartucho (g)
PM1 = Peso de la muestra antes de la extracción (g) 
PM2 = Peso de la muestra después de la extracción (g)
Fórmula utilizada para la transformación de nutrientes de base seca a base húmeda
Humedad
Donde
A = Contenido de nutriente (%/BS)
B = Contenido de humedad del material (%)
IV. Resultados
La cabrilla fue la especie que arrojo más porcentaje de humedad en los resultados con un 82.02%, también mostro la mayor concentración de lípidos con un 3.09% en su musculo. La lisa presento un contenido en proteína de 19.74% y un porcentaje de 1.52% en minerales (cenizas) siendo la especie con mayor concentración de dichos nutrientes. El jurel por su parte mostro resultados consistentes, pero no destaco en ningún rubro (tabla 1). 
Tabla 1. Estimación nutricional del musculo de las tres especies estudiadas a partir de un análisis químico proximal.
	Músculo
	ESPECIE
	%HUMEDAD
	%CENIZAS
	%PROTEÍNA
	%LÍPIDOS
	CABRILLA
	82.02±6.669
	0.81±0.810
	15.44±6.15
	3.09±0.15
	LISA
	79.50±2.41
	1.52±0.69
	19.74±2.85
	1.47±0.79
	JUREL
	78.51±0.14
	1.02±0.007
	15.03±8.65
	2.28±0.018
(*) Base húmeda
Figura 1. Grafica del porcentaje de nutrientes en el musculo de las especies analizadas.
En el análisis realizado a los residuos de las especies, la cabrilla resulto ser el individuo con mayor porcentaje de humedad dando como resultado 70.884%. La lisa fue con diferencia la que mostro mayor concentración de cenizas con un 19.80%. El jurel resulto ser la especie con mayor contenido proteico y concentración de lípidos, 20.02% y 8.06% respectivamente (Tabla 2). 
Tabla 2. Estimación de nutrientes en los residuos de las tres especies estudiadas a partir de un análisis químico proximal.
	Residuos
	ESPECIE
	%HUMEDAD
	%CENIZAS
	%PROTEÍNA
	%LÍPIDOS
	CABRILLA
	70.884±0.514
	6.47±0.108
	4.554±5.631
	5.63±3.15
	LISA
	64.71±0.323
	19.80±17.24
	10.14±12.63
	5.008±0.90
	JUREL
	70.019±0.213
	4.807±0.052
	20.02±2.11
	8.06±0.023
(*) Base húmeda
Figura 2. Grafica del porcentaje de nutrientes en los residuos de las especies analizadas.
V. Discusión 
Los resultados obtenidos en el presente análisis para la determinación de nutrientes de las diferentes especies estudiadas, muestran que el musculo de la cabrilla fue el de mayor concentración en lípidos, contrastan con los encontrados por (Castro-González., et al. 2004) donde la cabrilla apenas alcanzo una concentración de 1.12% de lípidos en la parte comestible. La cantidad de lípidos en la cabrilla de igual forma dista mucho de lo dicho por la (FAO, 1999) donde se expresa que el contenido de lípidos en filetes de pescado magro es bajo yestable, si bien una concentración de 3.09% es baja, sigue siendo el porcentaje más alto de las tres especies estudiadas lo que no concuerda con las concentraciones promedio para pescado magro. Con lo que respecta al porcentaje de proteínas en los residuos de la cabrilla, se pueden comparar con los reportados por (IMARPE, 1996) donde a pesar de no tratarse exactamente de la misma especie obtuvieron una concentración de proteínas muy similar a la reportada en este análisis. 4.9% por parte de IMARPE y 4.554% en nuestro análisis.
La (FAO, 1999) señala que las especies que almacenan lípidos en limitadas partes de sus tejidos corporales o en menor cantidad que las especies grasas típicas son denominadas especies semi-grasas dentro de las cuales se encuentra la lisa, esto explica el porqué de las bajas concentraciones de lípidos en el musculo y residuos de esta especie. De igual forma existe mucha coherencia con los datos obtenidos por (Castro-González., et al. 2004) en los que la lisa obtuvo concentraciones de 17.10% en proteínas y 1.47% de lípidos, que si los comparamos con nuestros datos apenas y se hallan diferencias.
El jurel arrojo un contenido proteico de 15.03% lo que se acerca a los resultados obtenidos por (IMARPE, 1996) en los que el jurel tuvo una concentración de proteínas de 20.08%, si tomamos en cuenta nuestra desviación estándar que es de ±8.65, los datos de los análisis no se alejan mucho uno del otro. Comparando nuestros resultados con los obtenidos por (Castro-González., et al. 2004) encontramos una diferencia mínima en la concentración de lípidos. 2.28% en nuestro análisis contra los 2.52% registrados en el análisis de Castro González. Cabe mencionar que en ninguno de los dos casos es exactamente la misma especie, sin embargo, no existe una diferencia notable en parámetros nutrimentales.
VI. Conclusión
Los resultados obtenidos a partir del análisis proximal realizado a las tres especies seleccionadas, muestran que el pescado en términos generales es una excelente fuente de alimentación, pues provee de las proteínas, minerales y lípidos necesarios para el buen desarrollo humano. Incluso al ser de fácil acceso y bajo precio debería de fomentarse más el uso del pescado como principal fuente de alimentación.
VII. Cuestionario
1. Indica por qué es importante la determinación del contenido de humedad en los siguientes alimentos. 
a. Granos y cereales.
El contenido de humedad es un criterio decisivo a usar en la cosecha y en el almacenamiento de semillas (FAO, 1985)
El alto contenido de humedad en los granos y semillas puede conducir a la descomposición de glucosa y proteína por incremento de la fermentación y por mayor actividad bacteriana. (FAO, 1985)
b. Harina de pescado. 
c. Leche.
El contenido de humedad en un alimento es, frecuentemente, un índice de estabilidad del producto, puesto que existe una relación, aunque imperfecta, entre el contenido de agua en los alimentos y su capacidad de deterioro. Los procesos de deshidratación y concentración se emplean primariamente con el objetivo de reducir el contenido de agua en un alimento incrementando simultáneamente la concentración de los solutos y disminuyendo de este modo su alterabilidad, dado que altos contenidos de humedad aceleran procesos de degradación hidrolítica de los componentes de los alimentos y propician el desarrollo de microorganismos. De ahí que el tiempo de almacenamiento de un producto, el procesamiento y las condiciones de empaque y conservación se vean influidas por el contenido de humedad del producto (Fernández, 2020).
2. Investigue dos métodos para la determinación	de humedad	diferentes a los utilizados en la presente práctica.
Método de secado en termobalanza
Este método se basa en evaporar de manera continua la humedad de la muestra y el registro continuo de la pérdida de peso, hasta que la muestra se sitúe a peso constante. El error de pesada en este método se minimiza cuando la muestra no se expone constantemente al ambiente (Nollet, 1996)
Método de destilación azeotrópica
El método se basa en la destilación simultánea del agua con un líquido inmiscible en proporciones constantes. El agua es destilada en un líquido inmiscible de alto punto de ebullición, como son tolueno y xileno. El agua destilada y condensada se recolecta en una trampa Bidwell para medir el volumen (Nollet, 1996)
3. Investiga otro método diferente al utilizado en la presente práctica para la determinación de cenizas totales.
Determinación de cenizas en húmedo
Se basa en la descomposición de la materia orgánica en medio ácido por lo que la materia inorgánica puede ser determinada por gravimetría de las sales que precipiten, y también por algún otro método analítico para las sales que permanezcan en disolución acuosa o ácida. Para la determinación húmeda se dan cenizas alcalinas, ácidas y neutras y esto se basa en el tipo de anión o catión ya sea metálico o complejo de tal suerte que hay cenizas como tartratos, citratos que producirán cenizas con un carácter alcalino, esto es demostrable para otros compuestos minerales. Es necesario tomar en cuenta que también un índice de alcalinidad de cenizas es muestra del contenido de carbonatos en disolución acuosa (Nollet, 1996)
4. ¿Qué utilidad representa conocer el contenido de cenizas insolubles en ácido en un alimento?
La determinación del contenido de cenizas en los alimentos es un indicador del contenido total de minerales y materia inorgánica, microelementos que cumplen funciones metabólicas importantes en el organismo. Por otra parte, la determinación de cenizas permite detectar posibles contaminaciones metálicas en los alimentos, las cuales pueden ocurrir durante el proceso de producción, si parte de los metales de la maquinaria empleada pasan al producto, o durante el almacenamiento de los productos enlatados, en los cuales los componentes de la hojalata pueden contaminar el producto como consecuencia de procesos oxidativos o contaminación con microorganismos productores de ácidos que ataquen el envase durante el almacenamiento (Fernández, 2020).
5. ¿Qué otros solventes pueden ser utilizados para la extracción de los lípidos?
Los mejores sistemas de extracción son los que surgen de la combinación de dos o más solventes. Numerosas combinaciones de alcoholes (etanol, metanol, isopropanol, butanol, etc.) con otros solventes orgánicos (cloroformo, hexano, diclorometano, dietileter, etc.) han sido probadas en distintas proporciones para la extracción de lípidos mostrando buenos resultados en distintos tejidos. La mezcla cloroformo: metanol (2:1 v/v), ha sido evaluada exhaustivamente y representa en la actualidad la técnica de referencia. Este sistema es conocido como método de extracción de Folch (Bagnato, 2013)
6. Menciona al menos dos métodos diferentes al utilizado en esta práctica para la cuantificación del contenido de lípidos y descríbelos brevemente.
Método de Extracción de Rose-Gottlieb. 
Este método se basa en la extracción de la grasa a partir de una solución alcohólico amoniacal con éter etílico y éter de petróleo, seguido de una evaporación del solvente y posterior pesada del residuo lipídico (Fernández, 2020).
Métodos butirométricos.
Los métodos butirométricos se fundamentan en la liberación de la grasa presente en la muestra por adición de ácido sulfúrico que hidroliza las sustancias proteicas. La fracción lipídica así liberada se separa por centrifugación y se mide directamente la altura de la columna de grasa separada en la escala graduada de un instrumento (Fernández, 2020).
7. Investigar al menos otros tres métodos empleados para la cuantificación de proteínas mencionando su fundamento.
Método de destilación alcalina
Fundamento
La hidrólisis de las amidas en medio alcalino fuerte da origen a amoníaco el cual es destilado y su valor es relacionado con el contenido de proteína. Se ha encontrado que el rendimiento de amonio es altamente reproducible para una proteína dada (FAO, 1997)
Método de Lowry
Fundamento
Cuando se agrega reactivo de Folin a una proteína, ésta se reducea un complejo azul de molibdeno por la oxidación de los aminoácidos tirosina, triptófano, cistina, cisterna e histidina (FAO, 1997)
Método de titulación con formol
Fundamento
A la muestra neutralizada con álcali se le agrega formaldehido en exceso el cual reacciona con cada grupo básico de lisina y arginina. El exceso de formaldehido se neutraliza con un exceso de álcali estándar el cual se titula, y se relaciona con el contenido de proteína (FAO, 1997)
8. ¿Qué desventaja presenta el método Kjeldahl con respecto a otros métodos?
Interfieren compuestos nitrogenados no proteicos.
Uso de catalizadores tóxicos o caros.
Elección del factor de conversión. (FAO, 1997)
 
Referencias bibliográficas 
Badui Dergal, S. (2006). Química de Alimentos. PEARSON EDUCACIÓN
Fernández, H., & Zumbado Fernández, H. (2020). Análisis químico de los alimentos. Alianza Editorial.
Barquero, M. (2012). ANÁLISIS PROXIMAL DE ALIMENTOS. SERIE QUÍMICA (1.a ed.). Editorial Universidad de Costa Rica.
Laboratorio de Química. (2015, 28 octubre). Universidad de Costa Rica. http://www.cina.ucr.ac.cr/index.php/2015-10-28-20-54-43/laboratorio-de-quimica
Castro-González, María Isabel, Ojeda, L.Q.A. Anayté, Silencio, M.C. José Luis, Cassis, Q.F.B. Lorena, Ledesma, Q.F.B. Héctor, & Pérez-Gil, Fernando. (2004). Perfil lipídico de 25 pescados marinos mexicanos con especial énfasis en sus ácidos grasos n-3 como componentes nutracéuticos. Archivos Latinoamericanos de Nutrición, 54(3), 328-336. Recuperado en 14 de noviembre de 2020, de http://ve.scielo.org/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0004-06222004000300012&lng=es&tlng=es.
Food and Agriculture Organization of the United Nations. (1999). Pescado Fresco: Su Calidad y Cambios de Su Calidad (El). FAO.
IMARPE (2009). Informe de Evaluación del POI - PTI al II trimestre de 2009. Seguimiento de pesquerías y evaluación de recursos pesqueros. Lima, Perú. 2009
Food and Agriculture Organization of the United Nations. (1985). Procesamiento de semillas de cereales y leguminosas de grano : directrices técnicas. FAO.
NOLLET, Leo M. L.; Handbook of food analysis; M. Dekker, New York 1996.
Bagnato, Carolina. (2013). CAPÍTULO 10 TÉCNICAS BIOFÍSICAS PARA EL ESTUDIO DE LÍPIDOS Y MEMBRANAS.
Food and Agriculture Organization of the United Nations. (1997). PRODUCCIÓN Y MANEJO DE DATOS DE COMPOSICION QUÍMICA DE ALIMENTOS EN NUTRICIÓN. FAO.
	
Porcentaje de nutrientes en musculo de especies analizadas
CABRILLA	
%HUMEDAD	%CENIZAS	%PROTEÍNA	%LÍPIDOS	82.02	0.81	15.44	3.09	LISA	
%HUMEDAD	%CENIZAS	%PROTEÍNA	%LÍPIDOS	79.5	1.52	19.739999999999998	1.47	JUREL	
%HUMEDAD	%CENIZAS	%PROTEÍNA	%LÍPIDOS	78.510000000000005	1.02	15.03	2.2799999999999998	ESPECIES
%Nutrientes
Porcentaje de nutrientes en residuos de especies analizadas 
CABRILLA	
%HUMEDAD	%CENIZAS	%PROTEÍNA	%LÍPIDOS	70.884	6.47	4.5540000000000003	5.63	LISA	
%HUMEDAD	%CENIZAS	%PROTEÍNA	%LÍPIDOS	64.709999999999994	19.8	10.14	5.008	JUREL	
%HUMEDAD	%CENIZAS	%PROTEÍNA	%LÍPIDOS	70.019000000000005	4.8070000000000004	20.02	8.06	Especies
%Nutrientes