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21/10/2022

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Biología

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO

POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES IZTACALA

T E S I S
QUE PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE

MAESTRA EN CIENCIAS BIOLÓGICAS
(BIOLOGÍA EXPERIMENTAL)

P R E S E N T A

ROCIO SERRANO PARRALES

DIRECTOR DE TESIS: DR. JOSÉ GUILLERMO AVILA ACEVEDO

TLALNEPANTLA, ESTADO DE MÉXICO ENERO, 2006
Variación espacio temporal de metabolitos con actividad
antifúngica de Gymnosperma glutinosum (Spreng.) Less.
(Asteraceae), del Valle de Zapotitlán Salinas, Puebla

UNAM – Dirección General de Bibliotecas
Tesis Digitales
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fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro,
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el
respectivo titular de los Derechos de Autor.

Sinodales asignados para la revisión de esta tesis:

Presidente: Dr. Manuel Jiménez Estrada
Vocal: Dr. Joaquín Cifuentes Blanco
Secretario: Dr. José Guillermo Avila Acevedo
Suplente: Dra. Claudia Tzasná Hernández Delgado
Suplente: Dr. Alfonso Romo de Vivar Romo

El presente trabajo se realizó en el laboratorio de Fitoquímica en la Unidad de
Biotecnología y Prototipos (UBIPRO) de la FES Iztacala.

Este proyecto contó con los siguientes apoyos:

Beca de estudios de Maestría otorgada por el Consejo Nacional de Ciencia y
Tecnología (CONACyT). Becario: 189784.

Beca de Tesis Posgrado otorgada por el Consejo Mexiquense de Ciencia y Tecnología
(COMECyT).

Proyecto DGAPA, PAPIIT IN211105.

A mis padres y hermanos:
Por su cariño, apoyo y comprensión de toda la vida...

A Israel:
Por su amor, tolerancia y compartir conmigo cada día
impulsándome siempre a dar un paso hacia adelante...

APÉNDICES

AGRADECIMIENTOS

En primera instancia agradezco a mi director de tesis al Dr. José Guillermo Avila
Acevedo por sus consejos, paciencia, apoyo y conocimiento aportado a este trabajo.
De igual manera agradezco a mi comité tutoral conformado por el Dr. Manuel Jiménez
Estrada y la Dra. Concepción Toriello Nájera, que con su conocimiento y apoyo, junto
con el Dr. Avila, fueron los pilares que permitieron sentar la base para el correcto
desarrollo de la presente investigación.

A mis sinodales, por haber enriquecido este trabajo con sus excelentes observaciones
y sugerencias realizadas al mismo.

A las Doctoras Margarita Canales, Tzasná Hernández y a la M. en C. Ana María García
Bores, por su apoyo incondicional y por la ayuda que siempre me proporcionaron tanto
en el trabajo experimental, como en la redacción del presente escrito.

Al Dr. Alfonso Romo de Vivar, por aportar su conocimiento para la elucidación de las
estructuras de los compuestos aislados y por la revisión del presente escrito. Al M. en
C. Luis Barbo por su invaluable ayuda en el análisis de las muestras por HPLC en el
laboratorio de Biogeoquímica. A la Maestra Edith López Villafranco por la
determinación del material botánico utilizado.

Al Dr. Salvador Rodríguez, por las facilidades otorgadas en el uso de las instalaciones
del laboratorio de Microbiología. A la Dra. Teresa González, por el apoyo brindado en el
trabajo de campo y por su ayuda en los análisis estadísticos de los resultados
obtenidos.

A mis maestros y compañeros que en general contribuyeron a mi formación
profesional.

ÍNDICE GENERAL

I
ÍNDICE GENERAL

Índice general.........................................................................................................
Índice de cuadros...................................................................................................
Índice de figuras.....................................................................................................
Abreviaturas utilizadas...........................................................................................
Resumen................................................................................................................
Abstract..................................................................................................................
Introducción............................................................................................................
Metabolismo secundario...................................................................................
Antifúngicos de origen vegetal..........................................................................
Mecanismo de acción antifúngica de los terpenos......................................
Mecanismo de acción antifúngica de las flavonas......................................
Antecedentes.........................................................................................................
Hipótesis................................................................................................................
Objetivos................................................................................................................
Objetivo general................................................................................................
Objetivos particulares.......................................................................................
Descripción botánica de G. glutinosum (Spreng.) Less.........................................
Zona de estudio.....................................................................................................
Material y Métodos.................................................................................................
Fase I. Estuudio Fitoquímico............................................................................
1. Colecta de la planta.................................................................................
2. Extracción................................................................................................
2.1. Método de percolación....................................................................
3. Actividad antifúngica................................................................................
3.1. Especies fúngicas...........................................................................
3.2. Preparación del inóculo fúngico......................................................
3.3. Evaluación cualitativa de la actividad antifúngica...........................
3.3.1. Sobre hongos filamentosos....................................................
3.3.2. Sobre levaduras (C. albicans)................................................
3.4. Evaluación cuantitativa de la actividad antifúngica.........................
I
II
III
IV
V
V
1
4
6
6
7
8
11
11
11
11
12
15
19
19
19
19
19
19
19
20
20
20
21
21

ÍNDICE GENERAL

I
3.4.1. Para los extractos crudos.......................................................
3.4.2. Para los compuestos puros....................................................
3.5. Análisis estadísticos........................................................................
4. Aislamiento de los principios activos.......................................................
5. Elucidación de los principios activos.......................................................
Fase II. Determinación de la composición química y actividad antifúngica
del aceite esencial.......................................................................................1. Colecta....................................................................................................
2. Extracción y determinación de la composición química..........................
3. Actividad antifúngica................................................................................
Fase III. Evaluación espacio-temporal de los metabolitos activos....................
1. Colecta de la planta.................................................................................
2. Extracción................................................................................................
3. Determinación de la variación espacio temporal de los metabolitos
activos....................................................................................................
3.1. Análisis cualitativo................................................................................
3.2. Análisis cuantitativo..............................................................................
3.2.1. Análisis estadísticos..........................................................................
3.3. Análisis diferencial................................................................................
Resultados y Análisis.............................................................................................
Fase I. Estudio Fitoquímico..............................................................................
1. Extracción................................................................................................
2. Actividad antifúngica...............................................................................
2.1. Evaluación cualitativa de la actividad antifúngica...........................
2.2. Evaluación cuantitativa de la actividad antifúngica.........................
3. Actividad antifúngica de las fracciones obtenidas de las
cromatografías en columna de la partición M1.......................................
3.1 Primer cromatografía.......................................................................
3.2. Segunda cromatografía..................................................................
4. Elucidación de la estructura química de los compuestos aislados
de la planta.............................................................................................
5. Evaluación de la actividad antifúngica de los compuestos aislados
21
22
22
23
26
27
27
27
27
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28
28
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29
29
29
30
30
30
30
30
31
35
35
36
38

ÍNDICE GENERAL

I
de G. glutinosum....................................................................................
5.1. Evaluación cualitativa......................................................................
5.2. Evaluación cuantitativa...................................................................
Fase II. Aceite esencial.....................................................................................
1. Determinación de la composición química del aceite esencial de
G. glutinosum en las dos zonas de colecta (conservada y deteriorada)
2. Evaluación de la actividad antifúngica del aceite esencial de G.
glutinosum..............................................................................................
Fase III. Evaluación espacio temporal de los metabolitos activos....................
1. Extracción................................................................................................
2. Análisis cualitativo...................................................................................
3. Análisis cuantitativo.................................................................................
4. Análisis diferencial...................................................................................
Discusión................................................................................................................
Conclusiones..........................................................................................................
Bibliografía.............................................................................................................
Apéndices...............................................................................................................
Apéndice I. Compuestos aislados de G. glutinosum........................................
Apéndice II. Método de difusión en agar Kirby-Baüer......................................
Apéndice III. Extracción del aceite esencial......................................................
Apéndice IV. Espectros del 8,13,14,15-tetrahidroxilabdano.............................
Apéndice V. Espectros de la 5,7,dihidroxi-3,6,8-trimetoxiflavona.....................
Apéndice VI. Espectros de la 5,7,dihidroxi-3,6,8,2’,4’,5’-
hexametoxiflavona.......................................................................................
Apéndice VII. Composición química del aceite esencial de G. glutinosum
de la zona conservada................................................................................
Apéndice VIII. Composición química del aceite esencial de G. glutinosum
de la zona deteriorada.................................................................................
43
43
44
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47
49
50
50
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64
73
73
76
78
79
103
107
111
112

ÍNDICE DE CUADROS

II
ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro 1.

Cuadro 2.

Cuadro 3.

Cuadro 4.

Cuadro 5.

Cuadro 6.

Cuadro 7.

Cuadro 8.

Cuadro 9.

Cuadro 10.

Cuadro 11.

Cuadro 12.

Cuadro 13.

Cuadro 14.

Cuadro 15.

Fracciones obtenidas de la cromatografía en columna a partir de
M1......................................................................................................
Fracciones obtenidas de la cromatografía en columna de la
fracción 23.........................................................................................
Rendimiento de los extractos de G. glutinosum con diferentes
solventes............................................................................................
Actividad antifúngica de los extractos crudos y las particiones de
los extractos de hexano y metanol....................................................
Porcentaje de inhibición del extracto hexánico de G. glutinosum
sobre hongos filamentosos................................................................
Porcentaje de inhibición de la partición H1 sobre hongos
filamentosos.......................................................................................
Porcentaje de inhibición de la partición M1 sobre hongos
filamentosos.......................................................................................
Actividad antifúngica de las fracciones de la cromatografía en
columna de M1...................................................................................
Actividad antifúngica de las fracciones de la segunda
cromatografía en columna (fracción 23)............................................
Propiedades fisicoquímicas de los compuestos aislados de G.
glutinsoum..........................................................................................
Datos del espectro de RMN 1H del 8,13,14,15-tetrahidroxilabdano
aislado de G. glutinosum...................................................................
Datos del espectro de RMN 13C del 8,13,14,15-tetrahidroxilabdano
aislado de G. glutinosum...................................................................
Datos del espectro de RMN 1H de las flavonas aisladas de G.
glutinosum..........................................................................................
Datos del espectro de RMN 13C de las flavonas aisladas de G.
glutinosum..........................................................................................
Inhibición del crecimiento radial de los compuestos aislados de G.
glutinosum..........................................................................................24
25
30
31
31
33
34
36
37
38
39
40
41
42
44

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro 16.

Cuadro 17.

Cuadro 18.

Cuadro 19.
Cuadro 20.

Cuadro 21.

Porcentaje de inhibición del 8,13,14,15-tetrahidroxilabdano sobre
hongos filamentosos..........................................................................
Porcentaje de inhibición de las flavonas aisladas de G. glutinosum
sobre R. solani...................................................................................
Rendimiento del aceite esencial de G. glutinosum de las dos zonas
de colecta...........................................................................................
Composición química del aceite esencial de G. glutinosum..............
Constantes físicas obtenidas de los cromatogramas de HPLC de
las flavonas activas aisladas de G. glutinosum.................................
Presencia y/o ausencia de las flavonas activas en los ejemplares
de G. glutinosum colectados en las dos zonas de Zapotitlán
Salinas, durante la temporada seca y de lluvias................................

44
46
47
48
51
52

APÉNDICES

III
ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1.
Figura 2.
Figura 3.

Figura 4.
Figura 5.

Figura 6.

Figura 7.

Figura 8.

Figura 9.
Figura 10.

Figura 11.

Figura 12.

Figura 13.

Figura 14.

Figura 15.

Figura 16.

G. glutinosum (Spreng.) Less...............................................................
Distribución en México de G. glutinosum..............................................
a) Ubicación geográfica de Zapotitlán Salinas; b) Ubicación de las
zonas de colecta...................................................................................
Obtención de las particiones de los extractos hexánico y metanólico..
Comparación del porcentaje de inhibición del extracto hexánico de
G. glutinosum sobre hongos filamentosos............................................
Comparación del porcentaje de inhibición de la partición H1 sobre
hongos filamentosos.............................................................................
Comparación del porcentaje de inhibición de la partición M1 sobre
hongos filamentosos.............................................................................
Inhibición del crecimiento radial de las fracciones de la segunda
cromatografía en columna (fracción 23), sobre R. solani.....................
Compuestos aislados de G. glutinosum...............................................
Comparación del porcentaje de inhibición del 8,13,14,15-
tetrahidroxilabdano, aislado de G. glutinosum, sobre hongos
filamentosos..........................................................................................
Comparación del porcentaje de inhibición de las flavonas aisladas de
G. glutinosum, sobre R. solani..............................................................
Análisis de CG-MS del aceite esencial de G. glutinosum de la zona
conservada...........................................................................................
Análisis de CG-MS del aceite esencial de G. glutinosum de la zona
deteriorada............................................................................................
Porcentaje de rendimiento promedio del extracto hexánico de las
colectas realizadas durante la temporada seca y la de lluvias en la
zona conservada y deteriorada.............................................................
Concentración de la 5,7-dihidroxi-3,6,8-trimetoxiflavona, aislada de
G. glutinosum durante la temporada seca y de lluvias.........................
Concentración de la 5,7-dihidroxi-3,6,8,2’,4’,5’-hexametoxiflavona,
aislada de G. glutinosum durante la temporada seca y de lluvias........
12
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33
34
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43
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46
49
49
50
53
54

APÉNDICES

III

Figura 17.

Figura 18.

HPLC del extracto hexánico de flor (a), hoja (b) y tallo (c) de G.
glutinosum.............................................................................................
Concentración de las flavonas aisladas de G. glutinosum en flor, hoja
y tallo.....................................................................................................

55
56

RESUMEN

Gymnosperma glutinosum es utilizada en el Valle de Zapotitlán Salinas como
antidiarreico, se encuentra generalmente en zonas perturbadas y en la vegetación
secundaria. En estudios químicos previos, de esta especie se han aislado flavonoides,
diterpenos y aceite esencial. El objetivo de este trabajo fue determinar la actividad
antifúngica de los extractos y compuestos aislados de G. glutinosum y comparar la
variación espacio temporal (presencia y concentración) de éstos últimos en ejemplares
colectados en dos zonas con diferente grado de estrés de Zapotitlán Salinas. Se obtuvo
el aceite esencial (arrastre de vapor) y los extractos de hexano, acetato de etilo y
metanol (percolación). Se realizaron particiones a los extractos hexánico y metanólico.
La actividad antifúngica se evaluó mediante el método de inhibición del crecimiento
radial sobre Aspergillus niger, Fusarium moniliforme, F. sporotrichum, Rhizoctonia
solani, Trichophyton mentagrophytes y Candida albicans. El extracto hexánico y las
particiones H1 y M1 presentaron mayor actividad sobre R. solani y T. mentagrophytes,
con una concentración fungicida mínima (CFM) entre 0.5 y 2.0 mg/ml. De la partición
polar (M1) se aislaron tres compuestos con actividad antifúngica (un diterpeno y dos
flavonas). El diterpeno 8,13,14,15-tetrahidroxilabdano presentó actividad sobre todas
las especies de hongos miceliados, siendo más activo sobre R. solani y T.
mentagrophytes con una CFM de 0.25 mg/ml. Las flavonas 5,7-dihidroxi-3,6,8-
trimetoxiflavona y 5,7-dihidroxi-3,6,8,2’,4’,5’-hexametoxiflavona presentaron un efecto
inhibitorio únicamente sobre R. solani, con una CFM de 0.5 y 0.25 mg/ml,
respectivamente. El aceite esencial no presentó actividad antifúngica. En cuanto a la
comparación de los compuestos presentes en ejemplares colectados en las dos zonas
de estudio, se determinó que existen diferencias entre los compuestos presentes en la
planta colectada en la zona conservada y en la deteriorada, siendo los monoterpenos
los principales componentes del aceite esencial de la zona conservada, de los cuales el
β-pinen-3-ol fue el componente principal, en un porcentaje de 42.68. Para el caso del
aceite esencial de la planta de la zona deteriorada, se encontraron principalmente
sesquiterpenos, de los cuales el isocariofileno fue el principal componente con un
porcentaje de 39.97. Para comparar la variación de los metabolitos con actividad
antifúngica se colectaron muestras de 6 ejemplares de 2 zonas de Zapotitlán Salinas
(conservada y deteriorada). La 5,7-dihidroxi-3,6,8-trimetoxiflavona se encontró en todos
los organismos y en concentración similar tanto en la temporada seca como en la de
lluvias en ambas zonas. La 5,7-dihidroxi-3,6,8,2’,4’,5’-hexametoxiflavona no estuvo
presente en todos los organismos y se observó mayor variabilidad en su concentración
durante la temporada seca y la de lluvias, en las dos zonas. La diferencia en presencia
y concentración de la 5,7-dihidroxi-3,6,8,2’,4’,5’-hexametoxiflavona indican que la
síntesis de esta es determinada por las condiciones ambientales, por lo que
posiblemente es un metabolito inducible en G. glutinosum, pudiéndose considerar
como un indicador de estrés.

ABSTRACT

Gymnosperma glutinosum is used in Zapotitlán Salinas Valley for the treatment
of gastrointestinal infectious diseases, it is found generally in perturbated zones and
secondary vegetation. Flavonoids, diterpenes and essential oil have been isolated of
this specie. The objective of this work was to determinate the antifungal activity of the
extracts and isolated compounds and to compare the temporal-space variation
(presence andconcentration) of these in specimen collected in two zones with different
conditions of disturbance in Zapotitlán Salinas. The essential oil was obtained by using
Clevenger distillation apparatus. Hexane, ethyl acetate and methanol extracts from
aerial parts of G. glutinosum were obtained by percolation. Partitions of the hexane and
methanolic extracts were made. By means of inhibition of the radial growth the
antifungal activity was evaluated against six fungal strains: Aspergillus niger, Fusarium
moniliforme, F. sporotrichum, Rhyzoctonia solani, Trichophyton mentagrophytes and
Candida albicans. The hexanic extract and the partitions H1 and M1 showed greater
activity on R. solani and T. mentagrophytes (DL50 between 0.5 and 2.0 mg/ml). Three
compounds with antifungal activity were isolated of the polar partition (M1) (a diterpene
and two flavones). The 8,13,14,15-tetrahydroxylabdane diterpene showed activity in all
the myceliated fungi, being more active on R. solani and T. mentagrophytes (LD50 =
0,25 mg/ml). The flavones 5,7-dihydroxy-3,6,8-trimethoxyflavone and 5,7-dihydroxy-
3,6,8,2',4',5'-hexamethoxyflavone displayed an inhibiting effect solely on R solani, with a
LD50 of 0,5 and 0,25 mg/ml, respectively. The essential oil did not display antifungal
activity. It was determined that differences exist between present compounds in the
plants collected in both zones, being the monoterpenes the main compounds of
essential oil of the conserved zone which the β-pinen-3-ol was the main component
(42.68%), and sesquiterpenes in the deteriorated zone, of which the isocaryophyllene
was the main component (39.97%). In order to compare the variation of the metabolites
with antifungal activity, samples of six units were collected in both zones of Zapotitlán
Salinas (conserved and deteriorated). The 5,7-dihydroxy-3,6,8-trimethoxyflavone was
found in all the organisms in similar concentration on the dry and rains season. The 5,7-
dihydroxy-3,6,8,2',4',5'-hexamethoxyflavone was not present in all the organisms and it
was observed greater variability in the concentration during the dry and rain season.
The difference in presence and concentration of 5,7-dihydroxy-3,6,8,2',4',5'-
hexamethoxyflavone indicates that the synthesis of this compound is determined by the
environmental conditions, being possibly a induced metabolite in G. glutinosum and
perhaps a stress indicator.

INTRODUCCIÓN

1
INTRODUCCIÓN

Las plantas medicinales son recursos naturales que aportan productos herbales
valuables, los cuales son usados desde la antigüedad para tratar varios padecimientos
(Chandrasekaran y Venkatesalu, 2004) y algunas de éstas todavía se incluyen como
parte del tratamiento habitual de varias enfermedades (Ríos y Recio, 2005), entre ellas
las provocadas por hongos.

Lo anterior resulta de importancia, debido a la gran problemática que causan las
infecciones por hongos, especialmente en los pacientes inmunodeprimidos por
enfermedades como leucemia, virus de inmunodeficiencia humana (VIH) o pacientes
que se han sometido a quimioterapia o transplantes de órganos, en quienes tales
infecciones son oportunistas, tal es el caso de Candida sp. y Fusarium sp., que tienen
la capacidad de causar micosis de este tipo (Amantea et al., 1995). Algunas de las
especies más frecuentemente reportadas como responsables de infecciones micóticas
oportunistas en la piel son Fusarium solani, F. oxysporum, F. moniliforme y F. roseum
(Matos et al., 1999).

En cuanto a especies que causan dermatomicosis se encuentran las del género
Trichophyton que representa uno de los principales hongos que causan este tipo de
infecciones en los seres humanos (Alexopoulos y Mims, 1985), en los que infectan
característicamente los tejidos queratinizados. Estas infecciones son difíciles de
erradicar, particularmente en los habitantes de los países del tercer mundo, debido a la
pobreza y condiciones de sanidad de la población (Kuiate et al., 2006).

Por otra parte, las micotoxinas que producen ciertas especies de hongos
fitopatógenos han ocasionado enfermedades en animales y humanos por el consumo
de forrajes y alimentos invadidos por hongos. Algunas de estas micotoxinas producen
enfermedades graves e incluso la muerte (Agrios, 1996), otras pueden ser
neurotóxicas, hepatotóxicas, nefrotóxicas y carcinogénicas (Albright, 2001).

INTRODUCCIÓN

2
Muchos de los tratamientos contra infecciones micóticas son de eficacia limitada
(Mitscher et al., 1987) y las sustancias antifúngicas disponibles en la clínica, pueden
presentar algún efecto secundario adverso para la salud. Aunado a lo anterior, el
mecanismo de acción generalmente es fungistático, que requiere prolongados periodos
de tratamiento y algunos pacientes sufren recaídas después de completar dicho
tratamiento. Además, debido a que los hongos son organismos eucariontes, las células
de su hospedero pueden llegar a ser vulnerables ante los tratamientos antifúngicos,
especialmente en casos de terapias muy largas (Georgiev, 1988).

En lo referente a la importancia agrícola, los hongos han afectado cultivos
comerciales, tal es el caso de representantes del género Fusarium, los cuales producen
marchitamientos vasculares principalmente en flores de ornato, hortalizas anuales,
maíz y leguminosas. Las especies de Aspergillus ocasionan el deterioro de las semillas
invadiendo sus embriones, por lo que disminuye notablemente el porcentaje de
germinación de estas (Agrios, 1996). Por otra parte, la especie R. solani es un hongo
fitopatógeno muy común en el suelo y tiene una gran diversidad de plantas
hospederas, siendo un agente causal de enfermedades en las raíces (Coll y Tandrón,
2005). Además provoca descomposición de los frutos y enfermedades del follaje
(Alexopoulos y Mims, 1985), lo que hace necesario el uso de biocidas para el control de
estos microorganismos, lo cual induce la resistencia en los patógenos y promueven el
uso excesivo de estos productos. Debido a lo anterior se ocasiona contaminación del
ambiente particularmente en el suelo y el agua, generando gastos adicionales en la
producción (Georgiev, 1988).

Por todo lo mencionado, en las últimas décadas se ha incrementado el uso de la
medicina complementaria o alternativa (Carson et al., 2006), dirigiendo la atención a la
búsqueda de agentes antifúngicos en las plantas, esta idea se ha reforzado con los
antecedentes de uso popular que se tienen de ciertas especies vegetales para el
tratamiento de enfermedades producidas por hongos (Mitscher et al., 1987) y aunque
ha incrementado la información sobre plantas con propiedades antifúngicas, la
investigación a este respecto es escasa (Bustamante, 1986).

INTRODUCCIÓN

3
El Valle de Tehuacán-Cuicatlán es especialmente importante en el uso de
plantas medicinales debido a que ha sido reconocido como un centro de
megadiversidad biológica y endemismo a nivel mundial (Oliveros, 2000). Dentro de la
provincia florística de Tehuacán-Cuicatlán se encuentra el Valle de Zapotitlán Salinas
en donde las plantas medicinales representan un recurso de gran importancia para los
habitantes de la zona y entre la gran variedad de especies utilizadas se encuentra G.
glutinosum, la cual es utilizada como antidiarreico (Hernández et al., 2003).

En la presente investigación se realizó el estudio fitoquímico de G. glutinosum de
las terrazas aluviales de Zapotitlán Salinas, con la finalidad de conocer los metabolitos
secundarios con propiedades antifúngicas de la especie. Así mismo, se comparó la
variación de éstos en diferentes épocas del año en muestras colectadas en las dos
zonas donde habita la planta. Este estudio contribuye a enriquecer el conocimiento que
se tiene acerca de la actividad biológica de sus principios activos.

Además de lo anteriormente señalado, con este trabajo se amplía el
conocimiento de las plantas medicinalesque se utilizan en Valle de Zapotitlán Salinas,
ya que estas representan recursos de gran utilidad, dada la limitación de servicios
médicos en la zona (Rocha, 2002).

METABOLISMO SECUNDARIO

4
METABOLISMO SECUNDARIO

El metabolismo secundario puede definirse como la biosíntesis, transformación y
degradación de compuestos endógenos mediante proteínas de especialización. (Azcon
y Talon, 1993). Las plantas son la principal fuente de obtención de los metabolitos
secundarios y pueden funcionar como principios activos en la industria química,
farmacéutica, agrícola y alimentaria, de los que se obtienen fármacos y otros productos
químicos como colorantes, insecticidas, saborizantes, esencias y aditivos nutritivos
(Azcon y Talon, 1993; Calva-Calva et al., 2002). El término metabolitos secundarios no
resulta muy satisfactorio para describir este tipo de compuestos, ya que representan
componentes clave de los mecanismos de defensa de las plantas. La distribución
restringida de muchos metabolitos secundarios los hace ser usados como marcadores
taxonómicos, ya que un metabolito determinado suele encontrarse sólo en una especie
o en un grupo de especies taxonómicamente relacionadas. (Bennet y Wallsgrove,
1994).

Dado que los metabolitos secundarios derivan biosintéticamente de los
primarios, los dos tipos de metabolismo están interconectados. El metabolismo primario
proporciona un número de pequeñas moléculas, entre las que destaca el ácido
shiquímico, el acetato y los aminoácidos, que constituyen los materiales de partida para
las rutas del metabolismo secundario. El ácido shiquímico da origen a muchos
compuestos aromáticos, entre los que destacan los aminoácidos aromáticos, los ácidos
cinámicos y ciertos polifenoles. El acetato es el precursor de los ácidos grasos y de los
policétidos por la ruta del acetato-malonato, y de los terpenos o isoprenoides, por la
ruta del acetato-mevalonato. Los aminoácidos son precursores de los alcaloides (Azcon
y Talon, 1993).

Se han aislado alrededor de 12,000 metabolitos secundarios y se estima que
estos constituyen menos del 10 % del total (Cowan, 1999). Las implicaciones de los
metabolitos secundarios en las interacciones ecológicas, es decir, en la relación de la
planta productora con otros organismos de su ámbito natural, desempeñan funciones
de defensa contra herbívoros y microbios, funciones de atracción de insectos para la

METABOLISMO SECUNDARIO

5
polinización, tal función se exhibe principalmente por antocianinas, carotenoides y
monoterpenos, que pueden ser atrayentes de insectos en flores, pero son insecticidas y
antimicrobianos en hojas. Otros metabolitos secundarios presentan funciones
fisiológicas, por ejemplo los esteroles constituyentes de las biomembranas o el
polímero estructural lignina, también funcionan como señales que integran la
diferenciación celular y el metabolismo en diferentes partes del organismo vegetal
multicelular (Azcon y Talon, 1993). Así mismo, pueden funcionar como transportadores
de nitrógeno tóxico y como protectores de radiación ultravioleta (Wink, 2000).

Los metabolitos secundarios pueden estar presentes de manera constitutiva en
las plantas sanas (fitoanticipinas) o pueden ser sintetizados en respuesta al ataque de
patógenos (fitoalexinas) (Morrissey y Osbourn, 1999; Domingo y López-Brea, 2003). En
el caso de que un metabolito constitutivo se produzca en grandes cantidades tras un
ataque microbiano, su condición de fitoalexina dependería de si sus concentraciones
constitutivas fueran o no capaces de eliminar el agente infeccioso, por otra parte
algunos compuestos pueden ser fitoanticipinas en unas plantas y fitoalexinas en otras
(Dixon, 2001).

De acuerdo a lo anteriormente señalado, la defensa de los metabolitos
secundarios contra herbívoros y microbios puede ser constitutiva o puede
desencadenarse en horas o días después de la infección, en tal caso se incluyen
compuestos como isoflavonas, pterocarpanos, furanocumarinas, chalconas y
estilbenos. De esta manera la síntesis y acumulación de los metabolitos secundarios es
regulada en espacio y tiempo (Wink, 2000), de acuerdo a estados específicos del
desarrollo del organismo, de células especializadas y a periodos de estrés causados
por el ataque de microorganismos, por cambio en las condiciones ambientales tales
como intensidad de luz, estrés hídrico, contaminación, suministro de nutrientes, entre
otros (Azcon y Talon, 1993; Lambers, et al., 1998).

ANTIFÚNGICOS DE ORIGEN VEGETAL

6
ANTIFÚNGICOS DE ORIGEN VEGETAL

Es conocido que el reino vegetal ofrece una gran variedad de sustancias
potencialmente útiles, aplicables a las enfermedades producidas por microorganismos.
En la actualidad existe un gran interés en la investigación de sustancias
antimicrobianas de plantas y la población está cada vez más interesada en este tipo de
terapias alternativas (Domingo y López-Brea, 2003), a este respecto se conocen las
propiedades antifúngicas de terpenoides y flavonoides (Cotoras et al., 2001).

Mecanismo de acción antifúngica de los terpenos

Los terpenos son un grupo muy amplio de metabolitos secundarios importantes
en numerosas interacciones bióticas (Judd et al., 1999), entre las que se encuentran
las de atraer y repeler insectos, actividades hormonales, inhibidores del crecimiento,
entre otras. Se clasifican de acuerdo a las unidades teóricas de isopreno de que se
componen, así existen los monoterpenos (C10), los sesquiterpenos (C15), los
diterpenos (C20), los triterpenos (C30), los tetraterpenos (C40) y los politerpenos
(C>40) (Azcon y Talon, 1993).

Se ha determinado el mecanismo de acción de algunos de estos metabolitos, de
los cuales se conoce que inducen alteraciones en la permeabilidad celular por inserción
entre las cadenas de acil graso de los fosfolípidos de las membranas, lo que provoca
un incremento en la permeabilidad y la fluidez de las mismas. Los grados de variación
en fluidez corresponden a la posición de los terpenos dentro de la bicapa lipídica, la
cual depende de la hidrofobicidad del compuesto. Tal mecanismo de acción se ha
determinado principalmente en monoterpenos y sesquiterpenos sobre Candida albicans
y C. glabrata, utilizando el aceite esencial de Melaleuca alternifolia (árbol de te), cuyo
principal componente es el terpinen-4-ol. Así mismo, se ha observado que los terpenos
de esta especie inhiben la respiración en Candida sp., lo que sugiere efectos adversos
en mitocondria, lo cual ha sido demostrado con el sesquiterpeno dialdehído poligodial
que inhibe la ATPasa mitocondrial de las levaduras (Hammer et al., 2004; Carson et al.,
2006).

ANTIFÚNGICOS DE ORIGEN VEGETAL

7
Por otra parte se ha reportado inhibición de la respiración en Fusarium solani,
además de la inhibición de la formación del tubo germinativo o inhibición de formación
de micelio en C. albicans con el aceite esencial de M. alternifolia (Carson et al., 2006).

Otro mecanismo de acción de algunos terpenos consiste en la inhibición de la
síntesis de la pared celular de los hongos, por la inhibición de la (1,3)-β-D-glucano-
sintasa, una enzima esencial en el ensamble de la pared celular fúngica. Este
mecanismo de acción se ha evaluado con terpenoides acídicos sobre varias cepas
patogénicas de Candida y Aspergillus. Este tipo de compuestos también han mostrado
inhibición del crecimiento polarizado en Aspergillus y alteración de la morfología de las
levaduras (Onishi et al., 2000).

Mecanismo de acción antifúngica de las flavonas

Las flavonas son compuestos químicos con estructuras fenólicas que contienen
un grupo carbonilo y constituyen la familia más amplia de fenoles naturales. El
mecanismo de acción de éstas frente a los microorganismos probablemente se debe a
que forman complejos con las proteínas solubles y extracelulares, específicamentecon
los aminoácidos hidrofílicos, inactivando a las proteínas y anulando su función (Cowan,
1999).

Por otra parte, se ha reportado que los flavonoides hidrofóbicos pueden actuar
dañando la función de la membrana o de la pared celular de los microorganismos, lo
cual se ha corroborado con flavonoides prenilados obtenidos de diferentes especies
vegetales sobre hongos (Sohn et al., 2004). Otro efecto observado es la inhibición de la
formación de conidios, lo cual se ha evaluado en el hongo Botritis cinerea por el
flavonoide sakuranetina (Cotoras et al., 2001). También se ha documentado que la
actividad antifúngica de los compuestos fenólicos como las flavonas está relacionado
con los sitios y el número de grupos hidroxilo (OH) que presentan. Un aumento en la
hidroxilación de la molécula se ha ligado a una mayor toxicidad, este mecanismo
parece estar relacionado con la inhibición enzimática de los compuestos oxidados,
posiblemente mediante reacciones de los grupos sulfhidrilo o por interacciones no
específicas con las proteínas (Domingo y López-Brea, 2003).

ANTECEDENTES

8
ANTECEDENTES

De los trabajos realizados en Zapotitlán Salinas y en los cuales ha sido
reportada la especie G. glutinosum, se puede mencionar el de Oliveros (2000) y Morín
(2003), quienes reportan un listado florístico de las terrazas del Río El Salado en el
Valle y la reportan en dos sitios, de los cuatro que son estudiados en la zona. En lo
referente a trabajos etnobotánicos, Hernández et al., (2003) y Rocha, (2002) reportan
su uso como antidiarreico. Así mismo, se ha reportado su uso como antirreumático y
analgésico (Martínez, 1967; Argueta et al., 1994).

La planta ha sido mencionada en varios listados florísticos hechos en diversas
regiones del país, en los cuales se han evaluado parámetros como forma de vida,
abundancia y distribución, en ellos se menciona que se puede encontrar principalmente
en matorral xerófilo y pastizal, generalmente en zonas perturbadas (Romero, 1982;
Castilla, 1983; Núñez, 1990; Reyes, 1993; Zavaleta, 1996; Tenorio, 1997; Díaz, 1997;
Sánchez, 1998; Royo y Melgoza, 2001; Dávila et al., 2003).

En cuanto a estudios químicos, se ha reportado la presencia en la planta de
aceite esencial, resina ácida y neutra, ácido orgánico, ácido análogo al gálico, materia
colorante, azúcar, albúmina, goma, principios pécticos y sales minerales en tallos y
flores (Martínez, 1967). Además, se han identificado flavonoides, tal es el caso del
trabajo realizado por Domínguez y Torre (1974), quienes aislaron dos flavonas
pentametoxiladas, siendo estas la 5,7-dihidroxi-6,8,3′,4′,5′-pentametoxiflavona y la 5-
hidroxi-3,6,7,8,3′-pentametoxiflavona. En otro trabajo, Yu, et al., (1988) aislaron 21
flavonas de dicha planta, 14 de las cuales eran conocidas y siete de ellas se reportaban
como nuevos componentes, las cuales son la 5,7-dihidroxi-3,6,8,2’,4’,5’-
hexametoxiflavona, la 5,4’,5’-trihidroxi-3,6,7,8,2’-pentametoxiflavona, la 5,7,4’-trihidroxi-
3,6,8,2’,5’-pentametoxiflavona, la 5,7,4’,5’-tetrahidroxi-3,6,8,2’-tetrametoxiflavona, la
5,7,4’,5’-tetrahidroxi-3,6,2’-trimetoxiflavona, la 5,7,4’,5’-tetrahidroxi-3,2’-dimetoxiflavona
y la 3,5,4’-trihidrixi-6,7,8,3’-tetrametoxiflavona. A su vez, Horie et al., (1998) aislaron 5
flavonoides, cuatro de estos ya habían sido reportados por Yu et.al., (1988) (Apéndice
I).

ANTECEDENTES

9
De la especie también se han aislado diterpenos, a este respecto Miyakado et
al., (1974) aislaron un triol diterpeno, con estructura (-)-7β,8α,15-trihidroxi-labdano a la
que denominaron gimnospermina. Por su parte, Arroyo (1992) aisló un diterpeno con
esqueleto de labdano, correspondiendo éste al 13,14,15-trihidroxilabdan-7-eno.
Maldonado et al., (1994) aislaron dos nuevos diterpenos con estructura (+)-ent-labd-7-
en-13S,14R,15-triol y el ácido (-)-17-hidroxi-neo-clerod-3-en-15-oico. Martínez et al.,
(1994) aislaron dos nuevos diterpenos que corresponden al ácido ent-
dihidrotucumonóico y ácido 2-galoil-ent-dihidrotucumonóico. Calderón et al., (2001)
llevaron a cabo un estudio cristalográfico de la estructura molecular del diterpeno ácido
(-)-17-hidroxi-neo-clerod-3-en-15-oico, aislado de la planta y elucidado previamente por
Maldonado et al., (1994); en éste nuevo estudio elucidaron la estructura mediante
difracción de rayos X, para conocer la estereoquímica total del compuesto (Apéndice I).

En cuanto a la farmacología y toxicidad de la especie, se ha reportado que el
aceite esencial presenta actividad sobre el sistema nervioso (Argueta et al., 1994). Así
mismo, se ha reportado la actividad antimicrobiana de la planta mediante estudios en
los que se han evaluado los extractos sobre cepas bacterianas de importancia médica
y se ha reportado que el extracto hexánico inhibe el crecimiento de Staphylococcus
aureus, S. epidermidis, Shigella boydii y Vibrio cholerae (Canales et al., 2005). En otro
trabajo se aisló el diterpeno ácido (-)-17-hidroxi-neo-clerod-3-en-15-oico, del extracto
hexánico y se determinó que este presentó actividad sobre Sarcina lutea, S. aureus, S.
epidermidis, S. boydii, V. cholerae, Salmonella typhi y Enterobacter aerogenes
(Serrano, 2004).

Considerando los antecedentes mencionados, ahora se conoce que la especie
G. glutinosum posee gran cantidad de metabolitos entre los que destacan
monoterpenos, diterpenos y flavonoides, de los cuales únicamente se ha determinado
la actividad antibacteriana de un diterpeno. A partir de este conocimiento, con la
presente investigación se buscó dar respuesta a las siguientes preguntas:

ANTECEDENTES

10
¿Los metabolitos presentes en la planta poseerán actividad antifúngica?, de ser
así, ¿existirá alguna variación espacio-temporal en cuanto a la síntesis de los
metabolitos activos?

HIPÓTESIS Y OBJETIVOS

11
HIPÓTESIS

Si en G. glutinosum se ha reportado la presencia de monoterpenos, diterpenos y
flavonoides. Además, se tiene documentada la actividad antifúngica de este tipo de
metabolitos secundarios en otras especies vegetales, y se sabe que la síntesis de
estos compuestos está determinada por las condiciones ambientales, entonces es
probable que la especie en estudio presente actividad antifúngica y que los compuestos
responsables de dicha actividad presenten alguna variación espacio temporal.

OBJETIVOS
OBJETIVO GENERAL
Determinar y comparar la variación espacio temporal de los metabolitos
secundarios con actividad antifúngica de G. glutinosum de dos zonas de
Zapotitlán Salinas, Puebla.

OBJETIVOS PARTICULARES
Determinar la actividad antifúngica de los extractos (hexánico, de acetato de etilo
y de metanol) y del aceite esencial de G. glutinosum.

Aislar las sustancias o compuestos con actividad antifúngica y determinar su
estructura química.

Determinar la presencia o ausencia y concentración de los metabolitos activos
de la planta, colectada en dos zonas con diferente grado de estrés y en
diferentes épocas del año.

DESCRIPCIÓN BOTÁNICA DE LA PLANTA

12
Descripción botánica de G. glutinosum (Spreng.) Less. (Asteraceae)

Sinonimías: Selloa glutinosa Sprengel; G. corimbosa DC; G. multiflorum DC; G.
Scoparium DC; Selloa multiflora Kuntze.
Nombres comunes: escobilla, jarilla, pegarrosa; Estado de México: tezozotla;
Guerrero: xonequiletl, zacayauchi; Puebla: xinecuite; Tepeji del Río: tatalencho;
Zapotitlán: popote.
Figura 1. G. glutinosum (Spreng.) Less.
CLASIFICACIÓN:
REINO: Plantae
DIVISIÓN: Spermatophyta
SUBDIVISIÓN: Angiospermae
CLASE: Dicotiledoneae
ORDEN: Asterales
FAMILIA: Asteraceae
TRIBU: Astereae
GÉNERO: Gymnosperma
ESPECIE: glutinosum
NOMBRE CIENTÍFICO: Gymnosperma glutinosum (Spreng.) Less.

DESCRIPCIÓN BOTÁNICA DE LA PLANTA

13
Descripción botánica
G. glutinosum (Figura 1) es un subarbusto de hasta 1 m de altura, erecto, glabro
o casi glabro,glutinoso. Sus tallos son más o menos ramificados, estriados. Las hojas
son lineares a lanceoladas de 1 a 8.5 cm de largo y de 1 a 9 mm de ancho, agudas a
acuminadas en el ápice, con margen entero, trinervadas y densamente punteadas en
ambas caras. Tiene numerosas cabezuelas en densos conjuntos corimbiformes
terminales que pueden estar sésiles o sobre pedúnculos de hasta de 3 mm de largo;
involucro de 9 a 15 brácteas elípticas a ovaladas, verdes en el ápice, las más largas de
4-5 mm de longitud. Las flores son liguladas de 5 a 9 con corolas de 2-3 mm de largo,
con el tubo largo y la parte laminar de 1 mm de longitud o menos. Flores del disco 4 a
6, con corolas de 2.5 a 4 mm de largo, a menudo no todas fértiles; aquenios de 1-1.5
mm de largo (Rzendowski y Rzendowski, 1985).

Ecología
G. glutinosum es originaria de América Boreal Austral y Occidental, se encuentra
en clima templado, entre los 2250 y los 3000 m.s.n.m. (Rzendowski y Rzendowski,
1985). Es de hábitat terrestre (Yu et al., 1988) y se encuentra asociada a bosques de
encino, de pino, mixto de pino-encino (Argueta et al., 1994), matorrales y pastizales,
generalmente en áreas perturbadas y en la vegetación secundaria (Rzendowski y
Rzendowski, 1985).

Distribución
Se distribuye en el Valle de México, Guatemala y de Arizona a Texas
(Rzendowski y Rzendowski, 1985). En México se le encuentra en los Estados de
Aguascalientes, Coahuila, Chihuahua, Chiapas, Distrito Federal, Guanajuato, Hidalgo,
México, Morelos, Nuevo León, Oaxaca, Puebla, Querétaro, San Luis Potosí, Sonora,
Tamaulipas y Tlaxcala (Arias et al., 2000) (Figura 2).

Uso tradicional
Las flores de la planta tienen un efecto antirreumático, antidiarreico y analgésico
(SEMARNAT, 2001). En general es utilizada toda la parte aérea y el uso es variable en
los diferentes estados de la República Mexicana, tal es el caso del Estado de México,

DESCRIPCIÓN BOTÁNICA DE LA PLANTA

14
Durango y Guanajuato donde se utiliza para tratar el reumatismo y dolor de pies,
mientras que en Guerrero es utilizada para aplicar limpias a los animales (Argueta et
al., 1994). En Puebla se utiliza para dolor de cabeza, jiotes, piquetes de hormiga,
contra la fiebre amarilla y en fracturas de huesos en los animales; en Zapotitlán Salinas
se utiliza en emplastos hechos con las hojas y tallos, los cuales se utilizan para curar
golpes, torceduras, fracturas, reumas, etc. Con las flores se preparan infusiones contra
la diarrea (Arias et al., 2000; Hernández et al., 2003).

Forma de uso
Como antidiarreico se utiliza en infusión al 10%, sin exceder de 100 mg a 1 g de
sólidos por día. Como analgésico se aplica localmente sin exceder de 500 mg a 2.5 g
(Martínez, 1967).

Historia
A inicios del siglo XX, el Instituto Médico Nacional describe a G. glutinosum
como diurético, antipalúdico, digitálico y antiséptico. Posteriormente Maximino Martínez
la menciona como antidiarreico, antirreumático, cicatricial, regenerativo, vulnerario y
analgésico. Luis Cabrera reporta su uso como diurético y vasodilatador coronario.
Finalmente, la Sociedad Farmacéutica de México la refiere como digitálico (Argueta et
al., 1994).
Figura 2. (■) Distribución en México de G. glutinosum.

ZONA DE ESTUDIO

15
ZONA DE ESTUDIO

El Valle de Zapotitlán Salinas se localiza al sureste del estado de Puebla (Arias
et al., 2000) y se encuentra dentro de la provincia florística de Tehuacán-Cuicatlán
(Rzendowski, 1981) (Figura 3a). Se ubica entre los 18° 07’ 18’’ y 18° 26’ 00’’ latitud
norte y 97° 19’ 24’’ y 97° 39’ 06’’ longitud oeste (INEGI, 1991). Esta zona pertenece a la
provincia de la alta Mixteca y al sistema geográfico Sierra de Zapotitlán (Morín, 2003),
se localiza a una altitud de 1500 a 2300 m.s.n.m. El Valle se encuentra delimitado al
oriente por las sierras de Atzingo y Miahuatepec, al norte por los cerros Chacateca y
Pajarito, al poniente por el cerro La Mesa y al sur por el cerro Corral de Piedra (Arias et
al., 2000).

De acuerdo con la clasificación climática de de Köppen modificada por García
(1973), presenta un clima Bsohw" (w)(e)g, que es un clima seco con régimen de lluvias
en verano, con dos máximos de lluvias, separados por dos estaciones secas (García,
1988). La precipitación media anual en la zona es de 380 mm y la temperatura media
anual es de 21.2 °C (Arias et al., 2000). De acuerdo con Rzendowski (1981) existen
tres tipos de vegetación en la zona: bosque espinoso, matorral xerófilo y bosque
tropical caducifolio. El tipo de suelo que presenta es comúnmente de yeso y caliza,
muchas veces con alto contenido de sales (Arias et al., 2000).

El Valle posee un relieve irregular con múltiples cerros, declives, cantiles,
lomeríos, barrancas y las terrazas aluviales que tienen la posición más baja (Morín,
2003). Estas últimas se ubican al sureste de Zapotitlán, entre los 18° 20’ 31’’ y 18° 15’
59’’ latitud norte y 97° 25’ 51’’ y 97° 33’ 13’’ longitud oeste (INEGI, 1991).

Las terrazas aluviales presentan suelos jóvenes de origen calcáreo y
profundidad variable, predominando los fluvisoles y regozoles calcáreos. En la zona se
presentan dos series de suelos; la primera es la serie Zapotitlán, que se encuentra
distribuida en la mayoría de las terrazas, presenta suelos formados por sedimentos
fluviales muy ricos en carbonato de calcio, color gris y textura franco y franco arcillosa;
la segunda serie es la denominada Granjas, en ella los suelos son de color pardo o

ZONA DE ESTUDIO

16
pardo amarillento, son de textura franco arenosa con moderado contenido de
carbonatos, presentan minerales de hierro y tienen de pobre a moderado contenido de
materia orgánica (Morín, 2003).

De acuerdo a Oliveros (2000), en las terrazas se encuentran comunidades
vegetales de tetecheras (Neobuxbaumia tetetzo (F. A. C. Weber) Backeb.); cardonales
(Cephalocereus columa trajani (Karw.) K. Schum.) y candelillar (Euphorbia
antisyphilitica Zucc.); también existen la comunidad de matorral espinoso con espinas
laterales y comunidades de selva baja perennifolia (mezquitales), en donde la especie
dominante es Prosopis laevigata (Humb. & Bonpl. ex Willd.).

Cabe destacar que la presente investigación forma parte del proyecto de la
Unidad de Biotecnología y Prototipos (UBIPRO) que tiene como objeto de estudio el
proceso de deterioro ambiental en las zonas áridas cuyo objetivo es entender dicho
proceso desde varias perspectivas, sentar las bases para revertirlo, lograr la
restauración de los sistemas alterados y fomentar la conservación y manejo adecuado
de los recursos naturales, para ello se seleccionaron cuatro sitios de estudio de la zona
de Zapotitlán, los cuales se muestran en la figura 3b.

Para el presente estudio, los ejemplares de la planta G. glutinosum fueron
colectados en la zona conservada (A) y la zona deteriorada (D) (Figura 3b); las cuales
presentan características físico-bióticas diferentes, con variaciones en cuanto al grado
de disturbio, el uso de suelo, la riqueza florística y el grado de conservación de la
vegetación, tal como se describen a continuación:

Zona conservada (A)
En esta zona la vegetación está bien conservada y dominan las condiciones
naturales de selva baja perennifolia. No existen evidencias claras de deterioro y los
sistemas presentan sus elementos y procesos en situación normal. Los materiales
geológicos (sedimentos aluviales) aún conservan sus estructuras primarias con nula o
poca alteración, presenta suelos arenosos con una morfología completa y con
horizontes superficiales en buenas condiciones. La vegetación muestra una estructura

ZONA DE ESTUDIO

17
fisonómica bien definida, con una mayor diversidad y riqueza específica, constituida por
28 familias y 44 especies, el tipo de vegetación dominante es el matorral espinoso
(Morín, 2003; UBIPRO, 2003).

Zona deteriorada (D)En esta zona se observan los mayores niveles de deterioro, producidos en su
mayor proporción por el cambio en el uso de suelo y en la actualidad son parcelas que
por la pérdida de fertilidad natural y escasa precipitación no permiten la obtención de
una buena producción, lo que ocasiona su abandono. El subsuelo presenta un proceso
de colapsamiento y la fragmentación de la terraza se encuentra en su nivel máximo,
donde se observa la formación de pináculos creados por erosión, deslizamiento y
derrumbes de grandes masas de sedimentos, formación de agrietamientos, fosas y
depresiones. El suelo original ya no existe y se observan afloramientos de los
materiales geológicos originales, formados en su mayoría por sedimentos arcillosos
derivados de lutitas y calizas. En la zona se observan cambios físicos que alteran el
relieve formando montículos separados a manera de “islas” y en la época de lluvias se
desarrolla una serie de canales que favorecen el drenaje superficial, pero limitan la
infiltración, incrementando el proceso de deterioro físico y químico hasta formar los
paisajes conocidos como “tierras malas”. En cuanto a la vegetación, en esta zona se
han registrado 17 familias y 28 especies, creciendo en toda una gama de condiciones
que incluye parches con vegetación más o menos conservada, otros más perturbados y
otros tantos prácticamente sin vegetación (Morín, 2003; UBIPRO, 2003). A pesar de
que la zona presenta niveles de deterioro evidentes, con los estudios realizados por el
proyecto UBIPRO, aun no se ha determinado el grado de deterioro en el que se
encuentra; por lo que esta zona se refiere como hipotéticamente deteriorada.

ZONA DE ESTUDIO

Figura 3. a) Ubicación geográfica de Zapotitlán Salinas (Fuente INEGI, 1991); b)
Ubicación de las zonas de colecta: A=conservada; D=deteriorada (Fotografía
aérea 1:75,000 (Fuente UBIPRO, 2003)).

a)
b)
Zonas de colecta

MATERIAL Y MÉTODOS

19
MATERIAL Y MÉTODOS

La fase experimental de este trabajo se llevó a cabo en el Laboratorio de
Fitoquímica de la Unidad de Biotecnología y Prototipos (UBIPRO) de la Facultad de
Estudios Superiores Iztacala, UNAM.

Con la finalidad de alcanzar los objetivos planteados, los resultados de este
trabajo se dividen en tres fases, para cada una de ellas se desarrolló la metodología
como se indica a continuación.

FASE I. Estudio Fitoquímico
1. Colecta de la planta
Para el estudio fitoquímico, la parte aérea de G. glutinosum fue colectada en el
mes de agosto de 2004 en Zapotitlán Salinas, Puebla a 18º 24’ 68’’ latitud norte y 97º
25’ 80’’ longitud oeste. La determinación de la planta se realizó por la curadora del
Herbario IZTA de la FES Iztacala UNAM, Biol. Edith López Villafranco. Así mismo, se
depositó un ejemplar en este y se le asignó el número de registro IZTA 41637.

2. Extracción
2.1 Método de percolación
La parte aérea de la planta se secó a la sombra durante 20 días, posteriormente
se pulverizó con un molino manual. Se colocaron 1200 g de material desecado y
triturado, en una columna de cristal para su percolación y con solventes en orden
creciente de polaridad (hexano, acetato de etilo y metanol), se obtuvieron los extractos,
que fueron concentrados mediante destilación, posteriormente éstos se colocaron en
charolas de vidrio para completar la evaporación del solvente. Finalmente se calculó el
rendimiento total, mediante diferencia de peso entre las charolas y los extractos
obtenidos.

3. Actividad antifúngica
3.1. Especies fúngicas
Las especies fúngicas utilizadas para los bioensayos fueron Fusarium
sporotrichum (ATTC NRLL3299), F. moniliforme, Aspergillus niger, Trichophyton

MATERIAL Y MÉTODOS

20
mentagrophytes (donadas por el Dr. César Flores Ortiz del Lab. de Fisiología Vegetal,
UBIPRO, UNAM), Rhizoctonia solani (donada por el Dr. Raúl Rodríguez, del INIFAP-
Celaya) y Candida albicans (donada por la M. en C. Gloria Paniagua de la CUSI, FES
Iztacala, UNAM). Durante el lapso experimental las cepas fueron mantenidas en agar
Czapek Dox y almacenadas a 4 °C.

3.2. Preparación del inóculo fúngico
Las especies de hongos se cultivaron en forma inclinada en agar Czapeck Dox
para lo cual se inoculó una pequeña cantidad de micelio en cada tubo, posteriormente
se incubaron a 28 ± 1 ºC durante 10 días, hasta que toda la superficie del agar se
encontró cubierta por el micelio.

Para preparar la suspensión de conidios, a cada tubo se le agregaron 3 ml de
solución salina (0.85 %) con 0.05 % de tween 80. Los conidios se desprendieron del
micelio con un asa de siembra estéril tocando la superficie del micelio, la suspensión
obtenida se transfirió a otro tubo y se determinó su concentración realizando un conteo
en la cámara de Neubauer. Finalmente, la suspensión de conidios se ajustó a 1X106
UFC/ml con solución salina estéril (método modificado de Tequida et al., 2002).

3.3. Evaluación cualitativa de la actividad antifúngica
3.3.1. Sobre hongos filamentosos
Se realizó mediante el método de inhibición del crecimiento radial (método
modificado de Wang y Bun, 2002). El bioensayo se llevó a cabo en cajas petri (90X15
mm) con 20 ml de agar Czapek Dox. En el centro de la placa se colocó un disco de
papel filtro estéril, de 5 mm de diámetro y sobre este se aplicaron 10μl del inóculo
(conidios). Posteriormente se colocaron los discos impregnados con los extractos
(hexano, acetato de etilo y metanol) a una concentración de 2 mg/disco. Las placas se
incubaron a 28° C durante 72 a 96 horas, hasta que la superficie del agar se encontró
cubierta por el micelio. Los resultados se reportaron como positivo o negativo de
acuerdo a la actividad de los extractos evaluados.

MATERIAL Y MÉTODOS

21
3.3.2. Sobre levaduras (C. albicans)
Se realizó mediante el método de difusión en agar (Método modificado de
Koneman et al., 1985) (Apéndice II), como medio de cultivo se utilizó agar Czapek Dox.
Los sensidiscos se impregnaron con los extractos a una concentración de 2 mg/disco.

Tanto para los bioensayos con hongos filamentosos, como para C. albicans, se
utilizaron sensidiscos impregnados con ketoconazol como testigo positivo, a una
concentración de 7 μg/disco. Como testigos negativos se utilizaron sensidiscos
impregnados con 10 μl de los diferentes solventes (hexano, acetato de etilo y metanol).
Todos los bioensayos se realizaron por triplicado.

3.4. Evaluación cuantitativa de la actividad antifúngica (método de dilución en
agar)
3.4.1. Para los extractos crudos
Para estos bioensayos se evaluaron diferentes concentraciones de los extractos
que resultaron con actividad antifúngica (0.062, 0.125, 0.25, 0.5, 1.0, 1.5 y 2.0 mg/ml),
para ello se preparó una solución patrón y con base en esta se tomaron las alícuotas
correspondientes, las cuales se agregaron a 6 ml de agar Czapek Dox a una
temperatura de 45 ºC, con la finalidad de obtener las concentraciones señaladas. Una
vez agregada cada concentración del extracto, la mezcla se agitó rápidamente para
obtener una dispersión homogénea y se colocaron en cajas petri (60X15mm).

Después de que el agar solidificó, se colocó un disco de papel filtro estéril en el
centro de la placa y este se impregnó con 10 μl del inóculo fúngico. Como testigo
positivo se utilizaron placas sin extracto, a las cuales se les consideró como el 100 %
de crecimiento y como testigos negativos se usaron los diferentes solventes, de
acuerdo al volumen de las alícuotas utilizadas. Las cajas se incubaron a 28°C durante
72 horas. Finalmente, se midió el área de crecimiento micelial, la cual se reportó en
porcentaje, de acuerdo a la siguiente fórmula:

MATERIAL Y MÉTODOS

22
% de inhibición = (C-T) x 100 Donde:
C C = Extensión hifal (mm) del testigo.
T = Extensión hifal (mm) de las placas
tratadascon los extractos.

Con lo anterior se determinó la Concentración Inhibitoria Media (CI50) y la
Concentración Fungicida Mínima (CFM), tomando como CI50 la concentración que
presentó una disminución del 50 % del crecimiento micelial y como CFM aquella que ya
no presentó crecimiento micelial; es decir, inhibió el crecimiento al 100 %.

3.4.2. Para los compuestos puros
Se evaluaron diferentes concentraciones (0.0625, 0.125, 0.25, 0.5, 0.75 y 1.0
mg/ml) de los metabolitos. Al igual que para los bioensayos con los extractos, se
preparó una solución patrón a partir de la cual se tomaron las alícuotas
correspondientes que se agregaron a 1 ml de agar Rosa de Bengala a una temperatura
de 45 ºC para obtener las concentraciones señaladas; éstas se colocaron en placas de
24 pozos. Después de que el agar solidificó, se impregnaron los pozos con 3 μl del
inóculo fúngico. Como testigo positivo se tomaron en cuenta los pozos sin las
sustancias a evaluar, que fueron considerados como el 100 % de crecimiento y como
testigos negativos se usaron los diferentes solventes, de acuerdo al volumen de las
alícuotas utilizadas. En este caso, las placas se incubaron a 28° C, de 24 a 72 horas,
de acuerdo al crecimiento de los microorganismos utilizados. Finalmente, se midió el
área de crecimiento micelial (mm), para determinar la CI50 y la CFM.

3.5. Análisis estadísticos
Mediante análisis de varianza de uno y dos factores se determinó la diferencia o
similitud de la actividad de los extractos activos así como de los compuestos aislados
de la planta. Los análisis estadísticos se realizaron mediante el software Static versión
6.0.

MATERIAL Y MÉTODOS

23
4. Aislamiento de los principios activos
Con la finalidad de hacer una separación preliminar de los metabolitos presentes
en la planta y aprovechando las propiedades fisicoquímicas de los solventes utilizados
para la extracción, se realizó una partición de los extractos de hexano y metanol
utilizando para ello tales solventes en proporción 1:1. Se agregaron en un embudo de
separación 500 ml de hexano, 500 ml de metanol y el extracto disuelto en el solvente
apropiado (hexano y metanol), obteniendo dos fases, una no polar (hexano) y otra polar
(metanol) (Figura 4). Las dos fracciones fueron separadas y el exceso de solvente se
destiló a presión reducida, las particiones obtenidas se colocaron en charolas de vidrio
para permitir la total evaporación del solvente y finalmente se obtuvo el rendimiento de
cada una de ellas.

Figura 4. Obtención de las particiones de los extractos hexánico y metanólico.

Posterior a las particiones descritas y para la total separación de los principios
activos, se utilizaron técnicas cromatográficas de columna y placa fina, separando
únicamente aquellas fracciones y/o compuestos que presentaron actividad antifúngica.
Para las cromatografías en columna se utilizó sílica gel (Sigma 5-2509) y para la
separación por placa fina se utilizaron cromatofolios de gel sílice Merck (Kiesegel 60).
Las manchas obtenidas mediante la separación por placa fina fueron reveladas con
sulfato cérico.

Partición: 500 ml hexano + 500 ml
metanol
Extracto metanol
(130 g)
Extracto hexano
(80 g)
Partición: 500 ml hexano + 500 ml
metanol
H1
Partición hexano
(no polar)
(39.73 g)
H2
Partición hexano
(no polar)
(2.33 g)
M2
Partición metanol
(polar)
(127.67)
M1
Partición metanol
(polar)
(40.27 g)

MATERIAL Y MÉTODOS

24
Las cromatografías en columna se realizaron de la partición M1 a partir de 35 g.
Para la primer cromatografía, la separación se realizó utilizando como fase móvil
mezclas de hexano, acetato de etilo y metanol (aumentando la polaridad). Se
obtuvieron 222 alícuotas de 200 ml cada una, éstas se verificaron mediante CCF y se
agruparon las muestras semejantes, dando un total de 31 fracciones tal como se indica
en el cuadro 1.

Cuadro 1. Fracciones obtenidas de la cromatografía en columna a partir de M1
Fase móvil Fracción Rendimiento (g)
Hexano 1 0.0520
Hexano 2 0.0023
Hexano-AcOEt 95:5 y 9:1 3 0.0052
Hexano-AcOEt 95:5 y 9:1 4 0.1600
Hexano-AcOEt 95:5 y 9:1 5 0.3700
Hexano-AcOEt 95:5 y 9:1 6 0.4100
Hexano-AcOEt 95:5 y 9:1 7 0.2783
Hexano-AcOEt 95:5 y 9:1 8 0.1805
Hexano-AcOEt 95:5 y 9:1 9 0.4200
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 10 0.3063
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 11 1.6338
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 12 0.0100
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 13 0.3478
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 14 0.7755
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 15 1.4800
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 16 1.0300
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 17 0.2816
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 18 3.5100
Hexano-AcOEt 9:1 y 8:2 19 1.6000
Hexano-AcOEt 7:3 20 2.8000
Hexano-AcOEt 7:3 21 1.2860
Hexano-AcOEt 6:4 22 1.0150

MATERIAL Y MÉTODOS

25
Continuación del cuadro 1.
Fase móvil Fracción Rendimiento (g)
Hexano-AcOEt 5:5 23 6.1960
Hexano-AcOEt 2:8 24 2.0985
AcOEt-MeOH 9:1 25 0.4448
AcOEt-MeOH 8:2 26 0.9562
AcOEt-MeOH 8:2 27 0.7535
AcOEt-MeOH 8:2 28 0.6485
AcOEt-MeOH 8:2 29 0.1660
AcOEt-MeOH 7:3 30 1.1232
AcOEt-MeOH 5:5 31 0.8444

A partir de la fracción 23 de la primer cromatografía que fue la que presentó
mayor actividad y rendimiento (6.1960 g), se realizó una segunda cromatografía en
columna, utilizando como fase móvil mezclas de cloroformo, acetona y metanol. Se
obtuvieron 115 alícuotas de 100 ml cada una, que después de agrupar las muestras
semejantes, se obtuvieron finalmente 12 fracciones (Cuadro 2).

Cuadro 2. Fracciones obtenidas de la cromatografía en columna de la fracción 23
Fase móvil Fracción Rendimiento (g)
Cloroformo 1 0.0366
Cloroformo 2 0.0820
Cloroformo 3 0.0117
Cloroformo-Acetona 98:2 4 0.2541
Cloroformo-Acetona 98:5 5 0.2433
Cloroformo-Acetona 98:5 6 0.6898
Cloroformo-Acetona 9:1 7 0.6577
Cloroformo-Acetona 8:2 y 7:3 8 3.3834
Cloroformo-Acetona 6:4 9 0.3823
Cloroformo-Acetona 5:5, 4:6, 3:7y 2:8 10 0.2527
Continuación del cuadro 2.

MATERIAL Y MÉTODOS

26
Fase móvil Fracción Rendimiento (g)
Cloroformo-Acetona 2:8 11 0.0922
Acetona-Metanol 5:5 12 0.1102

5. Elucidación de los principios activos
Para la determinación de la estructura química de los compuestos aislados, se
utilizaron técnicas de espectrometría de masas y espectroscopía de IR, resonancia
magnética nuclear de protones (RMN 1H), de carbono 13 (RMN 13C), DEPT y en
algunos casos en los que tales técnicas no fueron suficientes para conocer la
estructura de los compuestos, también se realizaron los análisis espectroscópicos
COSY, NOESY, HSQC y HMBC.

La determinación del los espectros de IR se determinaron en un
espectrofotómetro Perkin Elmes Spectrum 2000.

Los espectros de RMN 1H, RMN 13C y DEPT se obtuvieron en un aparato
Varian-Gemini (200 MHz), usando cloroformo (CDCl3) como disolvente y TMS como
patrón interno. Por otra parte, los espectros de RMN 1H, RMN 13C, DEPT COSY,
NOESY, HSQC y HMBC de una de las muestras se realizaron en un aparato Varian
Unity Inova (500 MHz y 125.7 MHz) utilizando metanol deuterado (MeOD) como
disolvente. Para la espectrometría de masas se utilizó un espectrómetro Jeol
1AX505HA y la fragmentación se llevó a cabo mediante impacto electrónico.

MATERIAL Y MÉTODOS

27
Fase II. Determinación de la composición química y actividad antifúngica del
aceite esencial.

1. Colecta
La colecta de G. glutinosum se realizó en el mes de Octubre de 2004 en las dos
zonas donde ha sido reportada (conservada y deteriorada).

2. Extracción y determinación de la composición química
El aceite esencial se obtuvo mediante la técnica de extracción por arrastre de
vapor a partir de 400 g de planta fresca (Domínguez, 1980) (Apéndice III). La
identificación de los componentes se determinó mediante cromatografía de gases
acoplada con espectrometría de masas (GC-MS), para lo cual se utilizó un
cromatógrafo Hewlett Packard modelo 5890serie II, conectado a un espectrómetro Jeol
AX505. El análisis se realizó utilizando una columna ultra 2 de 25m x 0.2 mm y
diámetro interno de 0.33 μm. Las condiciones de separación fueron: temperatura de
horno 80-220 ºC a 8 ºC por minuto; temparatura de inyector 225 ºC; gas de acarreo He,
a presión de 134 Kpa (19 Psi) y velocidad linear de 20 cm/s; cantidad de muestra
empleada: 1.0 microlitro (split 1:100); energía de ionización 70 eV.

3. Actividad antifúngica
La actividad antifúngica del aceite esencial se determinó utilizando los mismos
métodos descritos en la fase anterior para los extractos crudos.

MATERIAL Y MÉTODOS

28
Fase III. Evaluación espacio-temporal de los metabolitos activos

Se determinó la presencia y concentración de los metabolitos secundarios con
actividad antifúngica aislados en la fase I, para poder comparar la síntesis de estos en
diferentes épocas del año y en las diferentes zonas.

1. Colecta de la planta
Se realizaron cuatro colectas de la especie en diferentes épocas del año
(octubre de 2004; febrero, mayo y agosto de 2005), en las zonas donde ha sido
reportada la planta, por Oliveros (2000) y Morín (2003) que corresponden a la zona
conservada y la deteriorada, para ello se colectaron muestras de 6 ejemplares de cada
una de las zonas. Para asegurar que las colectas posteriores fueran de los mismos
organismos estos fueron marcados y etiquetados en el campo.

Los ejemplares de la zona conservada se colectaron a un lado del canal de riego
a 18º 18’ 43’’ latitud norte y 97º 29’ 51’’ longitud oeste, los de la zona deteriorada se
encontraron en el lecho del río a 18º 19’ 78’’ latitud norte y 97º 27’ 17’’ longitud oeste.

2. Extracción
Se obtuvo el extracto hexánico de las muestras colectadas, para ello se utilizó el
método de maceración (Domínguez, 1973). Se colocó el material vegetal seco y
pulverizado (10 g) en recipientes de vidrio y se agregó hexano; se dejó reposar durante
24 horas para obtener el máximo rendimiento, posteriormente se filtró el extracto y el
exceso de solvente se destiló a presión reducida. La extracción se realizó tres veces. El
rendimiento total de cada muestra se determinó una vez que el solvente se evaporó en
su totalidad.

3. Determinación de la variación espacio temporal de los metabolitos activos
Para la determinación de la variación de los metabolitos activos se realizaron
análisis del extracto hexánico de los ejemplares colectados de las dos zonas, mediante
perfiles cromatográficos en HPLC (Cromatografía Líquida de Alta Resolución).
3.1. Análisis cualitativo: Consistió en determinar presencia y/o ausencia de los
metabolitos activos.

MATERIAL Y MÉTODOS

29
3.2. Análisis cuantitativo: En este caso se determinó la concentración de los
metabolitos activos, registrando el área bajo la curva del pico perteneciente a los
compuestos separados.
3.2.1. Análisis estadísticos: Para determinar la variación de los metabolitos activos en
los organismos colectados en ambas zonas, se utilizó la prueba de Wilcoxon Matched,
utilizando para ello el software Static versión 6.0.
3.3. Análisis diferencial: Consistió en determinar en que parte de la planta (flor, hoja o
tallo) se encuentran los metabolitos activos.

Los análisis mencionados se realizaron inyectando 60 μl de muestra a una
concentración de 2 mg/ml en un cromatógrafo de líquidos de alta resolución Hewlett-
Packard serie 1100, equipado con Detector de Arreglo Diodos (DAD) y columna
Allsphere ODS-1 de 250X4.6 mm, 5μm; el eluyente fue una mezcla de hexano-AcOEt
(80:20 v/v), a un flujo de 1 ml/min; el sistema se llevó a cabo de manera isocrática. La
lectura se hizo a una longitud de onda de 254 nm y a temperatura de 23 ± 1 °C.

Para conocer la presencia y concentración de los metabolitos activos en las
muestras de los ejemplares de las dos zonas, se comparó el tiempo de retención (TR)
de los metabolitos puros, contra el TR de las muestras analizadas.

RESULTADOS Y ANÁLISIS

30
RESULTADOS Y ANÁLISIS

Fase I. Estudio Fitoquímico

1. Extracción
Los rendimientos de los extractos de hexano, acetato de etilo y metanol se
muestran en el cuadro 3, donde se observa que el extracto de metanol es el más
abundante (12.14 %). El menor rendimiento lo presentó el extracto de acetato de etilo
(3.7 %).

Cuadro 3. Rendimiento de los extractos de G. glutinosum
con diferentes solventes
Extracto (g) (%)
Hexano 86.56 7.21
Acetato de etilo 44.41 3.70
Metanol 145.71 12.14
El rendimiento en porcentaje fue calculado con respecto a 1200 g de planta seca.

2. Actividad antifúngica
2.1. Evaluación cualitativa de la actividad antifúngica
Los resultados cualitativos de la actividad antifúngica de los extractos y las
particiones del extracto hexánico y metanólico de G. glutinosum, se muestran en el
cuadro 4, donde se observa que el extracto hexánico y las particiones de este (H1 y
M1), provocaron inhibición del crecimiento radial sobre las cinco especies de hongos
filamentosos. Cabe hacer notar que el extracto metanólico, no presentó actividad sobre
ninguna de las especies, sin embargo la partición H2 de dicho extracto resultó activa
sobre cuatro especies de hongos (A. niger, F. sporotrichum, R. solani y T.
mentagrophytes). De manera similar la partición M2 fue activa sobre dos de ellas (F.
moniliforme y R. solani). Finalmente, los extractos crudos y las particiones no
presentaron actividad sobre C. albicans.

RESULTADOS Y ANÁLISIS

Cuadro 4. Actividad antifúngica de los extractos crudos y las
particiones de los extractos de hexano y metanol
Extracto Testigo
Hongo Hexano H1 M1 AcOEt MeOH H2 M2 Ketoconazol
An + + + - - + - +
Fm + + + + - - + +
Fs + + + + - + - +
Rs + + + + - + + +
Tm + + + - - + - +
Ca - - - - - - - +
Simbología: An= A. niger; Fm= F. moniliforme; Fs= F. sporotrichum; Rs= R. solani; Tm= T.
mentagrophytes; Ca= C. albicans.
Los extractos se evaluaron con una concentración de 2 mg/sensidisco. Ketoconazol = 7μg/sensidisco.

2.2. Evaluación cuantitativa de la actividad antifúngica
Los resultados del porcentaje de inhibición del extracto hexánico y sus
particiones (H1 y M1), se muestran en los cuadros y figuras 5, 6 y 7.

Cuadro 5. Porcentaje de inhibición del extracto hexánico de G. glutinosum sobre
hongos filamentosos
Simbología: An= A. niger; Fm= F. moniliforme; Fs= F. sporotrichum; Rs= R. solani; Tm= T.
mentagrophytes. ANOVA: F=7.22; P<0.05.

% de inhibición Concentración
mg/ml An Fm Fs Rs Tm
0.06 36.57±1.86 28.46±2.31 4.88±2.44 44.44±3.71 75.96±1.66
0.125 51.61±0.00 42.30±0.00 13.00±1.41 63.95±7.92 76.92±2.89
0.25 55.91±1.86 53.84±0.00 38.21±1.41 80.24±1.07 79.81±2.89
0.50 58.06±0.00 71.54±1.33 42.27±3.73 83.95±1.07 84.62±1.67
1.00 63.44±1.86 73.84±1.33 61.79±1.41 100±0.00 88.46±0.00
1.50 67.74±0.00 76.15±1.33 61.78±1.41 100±0.00 90.39±1.67
2.00 79.57±1.86 77.69±1.33 70.73±0.00 100±0.00 100±0.00
Testigo 0.00±0.00 0.00±0.00 0.00±0.00 0.00±0.00 0.00±0.00

RESULTADOS Y ANÁLISIS

Figura 5. Comparación del porcentaje de inhibición del extracto hexánico de G.
glutinosum sobre hongos filamentosos. Simbología: An= A. niger; Fm= F. moniliforme; Fs=
F. sporotrichum; Rs= R. solani; Tm= T. mentagrophytes

En el cuadro y figura anteriores se observa que el extracto hexánico presentó
mayor actividad sobre R. solani y T. mentagrophytes, con una CI50 de 0.06 mg/ml para
ambas especies. La CFM del extracto se encontró en 1.0 y 2.0 mg/ml, respectivamente
para las especies mencionadas. Para el caso de A. niger, F. moniliforme y F.
sporotrichum, la CI50 se presentó en las concentraciones de 0.125, 0.25 y 1.0 mg/ml,
respectivamente y la CFM fue mayor a 2.0 mg/ml. El porcentaje de inhibición para
estas especies con la concentración de 2.0 mg/ml fue de 79.57, 77.69 y 70.73 %,
respectivamente.

0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100