2 Diagnostico histopatologico

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DIAGNÓSTICO CITOLÓGICO e 
HISTOPATOLÓGICO 
Tuberculosis 
ISSN 2451-6406 
 
 ISSN 2469-2123
OBJETIVOS 
 definir una entidad patológica 
 confirmar o descartar una enfermedad 
 evidenciar un agente etiológico 
 
 
 
• población celular 
 
• agente etiológico (bacilos AAR) 
 
¿ Qué datos se obtienen de la 
citología ? 
 
 
• estructura del parénquima 
• población y distribución celular 
• necrosis 
• calcificación 
• límites 
• agente etiológico (bacilos AAR) 
 
¿ Qué datos se obtienen de la 
histopatología ? 
 
 
• obtención, en pureza, del agente etiológico vivo 
 
 
¿ Qué datos se obtienen del 
cultivo ? 
Técnica Tiempo Diagnóstico 
Citología Minutos Orienta 
Histopatología Días Orienta 
Cultivo Meses Confirma 
RESULTADOS 
MUESTREO 
 
CITOLOGÍA 
HISTOPATOLOGÍA 
 
PUNCIÓN 
ASPIRACIÓN 
BIOPSIA 
NECROPSIA 
PUNCIÓN 
ASPIRACIÓN 
COLECTA LÍQUIDA ÓRGANO 
BIOPSIA 
VARIOS ÓRGANOS 
TROZO DE UN 
ÓRGANO 
NECROPSIA 
PROTOCOLO DE TRABAJO 
A campo: 
Materiales 
Toma de muestra 
Acondicionamiento y remisión 
Protocolo 
 
En laboratorio: 
Corte, impronta y coloración Ziehl Neelsen 
Inclusión en parafina 
Cortes con micrótomo 
Coloraciones (H/E y ZN) 
Observación al microscopio 
Protocolo de diagnóstico 
 
CONSIDERACIONES GENERALES NORMAS DE 
BIOSEGURIDAD 
A CAMPO 
MATERIALES 
• Frascos de boca ancha y cierre hermético (plástico o vidrio) 
• Formol al 10 % 
• Tijera, mango y hojas de bisturí, pinzas 
• portaobjetos limpios y desengrasados 
• hilo, piolín 
• tela adhesiva 
• papel, lápiz negro 
• caja de telgopor, papel 
• bolsas de nylon 
•Protocolo 
•Formulario de SENASA 
 
 
TOMA DE MUESTRA 
 
MUESTRAS DE ELECCIÓN 
 
• LINFONÓDULOS 
 
• TROZOS DE ÓRGANOS CON LESIONES 
 (pulmón-hígado-bazo- serosas-etc) 
 
• SECRECIONES 
 
 
 
C 
 Inspección 
 Palpación 
 
Cortes seriados a 0,5 cm de distancia para detectar 
 
 
Ubicación: 
Tamaño: 
Forma: 
Bordes o límites: 
Superficie: 
Color: 
Consistencia: 
Aspecto: 
 
2 cm x 1,7 cm x 1,2 cm 
nódulo en tercio medio dorsal del lóbulo pulmonar derecho 
ovalada 
 irregulares 
rugosa 
blanco amarillento 
firme 
caseoso, seco 
DESCRIPCIÓN MACROSCÓPICA DE LA LESIÓN 
COMPROMISO DEL LINFONÓDULO SATELITE 
 
 Describir la lesión de la 
misma manera que se 
indicó anteriormente 
- Cortar la muestra abarcando la lesión y tejido sano 
- Tamaño: 0,5 cm x 0,5 cm x 1 cm 
TOMA DE MUESTRA 
ACONDICIONAMIENTO DE LA MUESTRA 
En frasco de boca ancha y cierre hermético 
Debidamente identificada sobre el cuerpo 
del frasco. 
En bolsa de nylon 
Debidamente identificada 
Refrigerada 
Pulmón. 
Bov N° 345 
“Las 
vaquitas” 
Sin fijador Con fijador 
Cortar la muestra en la forma indicada, 
enjuagarla en agua corriente para retirar el 
exceso de sangre que impediría la fijación, e 
introducirla en un frasco de boca ancha, con 
tapa a rosca y cierre hermético. 
 
Agregar el fijador. Proporción: 1 volumen de 
muestra + 9 volúmenes de fijador. 
Si la muestra flota, colocar algodón o gasa 
sobre la misma para que se hunda y el fijador 
pueda penetrar por todos sus lados. 
 
Identificar la/s muestra/s pegando una 
etiqueta con los datos en el cuerpo del frasco; 
y/o escribir los datos, con lápiz, en un trozo de 
papel e introducirlo dentro del frasco junto 
con aquellas. 
Nód. Pulmón 
Bov N° 345 
“Las vaquitas” 
 
Es la interrupción del proceso de degradación celular post mortem, 
conservando intacta la estructura tisular. 
Tiempo de fijación: 8 hs a 24 hs (dependiendo del tamaño de la muestra) 
 FIJACIÓN 
 FIJADORES 
FORMOL al 10% : diluir 1 parte de formol puro (formaldehído al 40%) 
 en 9 partes de agua 
 
FORMOL BUFFERADO: formol puro (formaldehído al 40%): 100 ml 
 fosfato sódico monobásico: 4 g 
 fosfato sódico dibásico (anhidro): 6,5 g 
 agua destilada: 900 ml 
 pH: 7-7,2 
 
ACONDICIONAMENTO DE LAS MUESTRAS 
Colocar los frascos, correctamente identificados y envueltos en papel 
absorbente, dentro de una caja de telgopor. Agregar bollos de papel 
entre ellos para evitar desplazamientos dentro de la caja. 
 
El/los protocolos y la planilla oficial se colocarán dentro de una bolsa 
de nylon bien cerrada, en la misma caja. 
 
PROTOCOLO DE REMISIÓN DE MUESTRAS 
DATOS DEL PROFESIONAL QUE REMITE: Apellido, nombre. TE, e-mail 
DATOS DEL PROPIETARIO: apellido y nombre 
DATOS DEL ESTABLECIMIENTO: RENSPA. Tipo de explotación. 
DATOS DEL ANIMAL: N° de caravana, especie, raza, sexo, edad, pelaje. 
DESCRIPCIÓN DE LA MUESTRA: ubicación, tamaño, forma, bordes, color, 
consistencia, aspecto al corte, tiempo de evolución, compromiso de 
linfonódulos, método de obtención y fijación. 
DIAGNÓSTICO PRESUNTIVO Y TRATAMIENTO RECIBIDO. 
FIRMA, LUGAR Y FECHA. 
FORMULARIO DE SENASA 
Protocolo de SENASA 
Cerrar la caja con cinta adhesiva e introducirla dentro de otra caja de 
telgopor bien cerrada e identificada como material para laboratorio, 
pronto despacho. 
 
Avisar al laboratorio destinatario: día y hora de llegada, empresa de 
trasporte y número de envío. 
EN EL LABORATORIO 
Hacer impronta sobre portaobjeto 
limpio y desengrasado 
Colocar la muestra en una canastita 
identificada con papel y lápiz 
Muestra sin fijador 
 Cultivo 
 
 
1. Preparar el frotis, dejar secar a temperatura ambiente o con calor suave. 
2. Fijar por calor, “cortando” la llama del mechero 2 ó 3 veces con el 
portaobjetos. 
3. Agregar al frotis ya fijado fucsina fenicada, calentar el portaobjetos por 
debajo, hasta desprendimiento de vapores, sin prolongar este efecto. Dejar 
luego 3 minutos en contacto con la fucsina. 
4. Enjuagar con agua destilada. 
5. Decolorar con alcohol etílico de 95° que contenga 3% de ácido clorhídrico 
concentrado por volumen hasta que quede solamente una muy ligera 
coloración rosada (de 2 a 3 minutos). 
6. Lavar con agua destilada. 
7. Cubrir con la solución de azul de metileno durante 1 minuto. 
8. Lavar con agua corriente y dejar secar a temperatura ambiente. 
9. Observar al microscopio bajo objetivo de inmersión (100 x). 
Coloración de Ziehl Neelsen para impronta 
 Bacilos AAR sueltos 
Bacilos AAR dentro del 
citoplasma de macrófagos 
OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA 
http://www.granuloma.homestead.com/files/tb_afbstain69large.jpg
Colocar la muestra en una canastita 
identificada con papel y lápiz 
Muestra con fijador 
INCLUSIÓN EN PARAFINA 
 Deshidratar: pasajes sucesivos por alcoholes de graduación ascendente 
 (50°, 70°, 80°, 95° y absoluto) 
 Aclarar: sustancia miscible con el medio de inclusión.(xileno, tolueno) 
 Incluir: infiltrar con parafina (punto de fusión de 56°) para mantener la 
 estructura y dar firmeza al tejido 
 Confeccionar tacos: colocar las muestras en bloques de parafina líquida, 
 y enfriar. 
 Cortar: con micrótomo. Espesor: 5 micras. 
 Montar y secar: montar sobre un portaobjeto y secar 20 minutos a 60°C. 
 Desparafinar: pasajes sucesivos por xilol hasta quitar la parafina del corte. 
 Hidratar: pasajes sucesivos por alchoholes de graduación descendente 
 (95°, 80°, 70° y 50°) 
 Colorear: con hematoxilina/eosina y Zielh Neelsen. 
 
 
Deshidratar (alcoholes con graduación ascendente) 
y aclarar con xilol 
Método automático 
Método manual 
Cortar con micrótomo – 5 µ 
Desparafinar: pasajes sucesivos por xilol hasta 
quitar la parafina del corte 
1. Colorear con hematoxilina de Harris: 2 minutos. 
2. Lavar con agua corriente. 
3. Diferenciar con alcohol ácido al 1%: 5 a 30 segundos. 
4. Intensificar el color con agua corriente: 5 minutos. 
5. Colorear con eosina: 2 minutos. 
6. Lavar con agua corriente. 
7. Deshidratar y aclarar: 2 minutospor cada alcohol y xilol. 
8. Montar con una gota de bálsamo de Canadá. Cubrir con cubreobjeto. 
9. Observar al microscopio. 
COLORACIÓN DE HEMATOXILINA – EOSINA 
1. Colorear con fucsina de Ziehl a 60°: 5 minutos a temperatura ambiente. 
2. Lavar con agua destilada. 
3. Diferenciar con alcohol ácido, hasta decoloración completa (rosa pálido): 
5 minutos. 
4. Lavar con agua corriente: 5 minutos. 
5. Colorear con azul de metileno al 1%: 30 segundos. 
6. Lavar con agua destilada. 
7. Deshidratar, aclarar y montar. 
8. Observar al microscopio bajo objetivo de inmersión (100 x). 
 Bacterias AAR y pigmentos ceroides: color fucsia. 
 Núcleos: color azul 
COLORACIÓN DE ZIEHL NEELSEN 
 DESHIDRATAR y ACLARAR 
Células gigantes de 
Langhans 
Células epiteloides 
Linfocitos 
OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA 
COLORACIONES 
Hematoxilina - Eosina Ziehl Neelsen 
Crióstato 
CORTES POR CONGELACIÓN 
Cortar: con crióstato o micrótomo de 
congelación. Espesor: 5 µ. 
 Montar y secar: montar sobre un 
portaobjeto y secar 20 minutos a 60°C. 
Colorear: con hematoxilina/eosina y 
Ziehl Neelsen. 
 
Remitido por: Dr. Pérez Propietario: Las Vaquitas 
Fecha: 7/1/14 Paciente: Bov. H. N° 351 
 
 ESTUDIO HISTOPATOLÓGICO 
 
Descripción macroscópica: nódulo en tercio medio dorsal del lóbulo pulmonar 
derecho, de 2 cm x 1,7 cm x 1,2 cm, bordes irregulares, superficie rugosa, blanco 
amarillento, firme, caseoso seco. 
 
Descripción microscópica: Presencia de un granuloma con infiltración de 
macrófagos, linfocitos, células epiteloides y escasas células gigantes rodeando una 
zona central de necrosis caseosa con focos de calcificación. 
Por fuera se observa tejido conectivo circunscribiendo la lesión. 
Coloración de Ziehl Neelsen: presencia de algunos bacilos ácido alcohol resistente en 
el citoplasma de algunos macrófagos y células gigantes. 
 
Diagnóstico: Lesión inflamatoria granulomatosa crónica compatible con 
Micobacteriosis/tuberculosis. 
Protocolo de diagnóstico