PRACTICA N 5 ESTUDIO PARASITOL DEL TRACTP GASTROINTESTINAL

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 PARASITOLOGÍA CLINICA 
 
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PRÁCTICA 5: ESTUDIO PARASITOLÓGICO DEL TRACTO 
GASTROINTESTINAL 
 
Generalidades: 
Grupo de animales que viven a expensas de seres vivos, en cuyo 
aparato digestivo se alojan y con el que compite por el consumo de las 
sustancias alimenticias que ingiere el huésped. Su tamaño va desde ser 
diminuto (y sólo es posible verlos a través del microscopio), o medir 
desde centímetros hasta metros. Su presencia en el organismo humano 
está directamente relacionada con la falta de higiene, tanto personal 
como al preparar alimentos y las condiciones del lugar donde se 
consumen. Existen muchos parásitos causantes de afecciones en el ser 
humano 
 
Material: 
▪ Materia Biológico ( Heces, Secreciones) 
▪ Formaldehído al 10 % (ver miscelánea de reactivos) 
▪ Abatelenguas 
▪ Lugol (ver miscelánea de reactivos) 
▪ NaCl 0.85 % (ver miscelánea de reactivos) 
▪ Aplicador de madera 
▪ Cubreobjetos 
▪ Portaobjetos 
▪ Microscopio 
Laminillas permanentes de las diversas especies 
 
MÉTODOS DIRECTO 
Técnica: 
Coproparasitoscópico microscópico en fresco: 
1. Colocar una gota de solución NaCl al 0.85%, en un portaobjetos. 
2. Con un aplicador obtener aproximadamente 2 mg de la materia 
fecal y mezclarla en la gota de solución salina. 
3. Hacer una suspensión uniforme y retirar los detritos 
macroscópicos. 
4. Colocar un cubreobjetos y hacer la observación microscópica 
inmediatamente con los objetivos 10X y 40X. 
 
Coproparasitoscópico microscópico directo: 
1. En un portaobjeto se colocan, separadamente, una gota de 
solución salina y otra de lugol. 
2. Con el aplicador de madera, se toma una muestra de 1 a 4 mg de 
heces y se mezcla con la solución salina. 
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3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros fragmentos 
gruesos. 
4. Se coloca el cubreobjetos. 
5. Se efectúa la misma operación en la gota del lugol y se observa. 
 
 
MÉTODOS DE CONCENTRACIÓN 
 
Técnica de Sedimentación espontánea en tubo (TSET) 
Procedimiento 
1- Se toma de 2 a 5 g. de heces 
2- Se homogeniza en 10 ml. de solución salina. 
3- Se filtra a través de gasa 
4- La mezcla obtenida se coloca en un tubo cónico de plástico de 13 x 
2.5 cm y 50 ml de capacidad (puede variar). 
5- Se completa el volumen final del tubo con solución salina y se tapa 
en forma hermética. 
6- Se agita enérgicamente por 30 segundos y se deja reposar por 45 
minutos. Se elimina el sobrenadante 
7- Con una pipeta se toma una gota del fondo del tubo. 
8- La gota se coloca en una lámina portaobjeto, con lugol se cubre 
con una laminilla de 22x22 mm. 
9- Se observa al microscopio a (10X y 40X). 
 
 
Por Flotación.- 
 
Estas técnicas utilizan sustancias químicas de mayor densidad que los 
quistes y huevos de parásitos. Los métodos más conocidos son de: La 
técnica de Faust, Follebon y Willis, Paradi-Alcaraz. 
Follebon y Willis.- 
Utiliza como solución más densa (1.200), solución hipertónica de 
cloruro de sodio, la cual puede reemplazarse por sal de cocina. Se 
mezcla 1 gramo de heces con 10 a 20 ml de la solución salina todo lo 
cual se coloca en un tubo de ensayo y se completa con la solución 
salina hasta hacer un menisco en le borde. Se cubre el tubo con una 
laminilla por 15 minutos y luego se le coloca en una lamina 
portaobjeto para ser observada. Esta técnica permite observar quistes y 
huevos. 
 
Por Centrifugación.- 
Se basa en el uso de sustancias de menor densidad a la de los quistes 
y huevos. Existen varios métodos: Ritchie, Telleman. 
 
Método de Ritchie.- 
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1. Se mezcla 1 g. de heces con 10 mL de solución salina en un tubo. 
2. Centrífugar a 1500 rpm por 2 minutos y decantar (3 veces). 
3. Se agrega 10 mL. de formol al 10% 
4. Se agrega 3 mL. de éter sulfúrico y se agita. 
5. Centrifugar 2 min. a 1500 rpm. 
6. Se rompe tapón de detritus y se decanta. 
7. Se toma una gota del sedimento y se prepara el examen directo con 
Lugol. 
 
Técnica de Faust.- 
1. En un primer momento se filtran las materias fecales a través de 
gasa con agua destilada, se coloca en un tubo de centrífuga, se 
centrífuga y al sedimento se agrega sulfato de zinc al 33% 
( densidad 1.180); se homogeniza y se vuelve a centrifugar hasta 
que pare sin freno y luego se coloca el tubo en una gradilla, se 
completa con sulfato de zinc el contenido del tubo hasta formar un 
menisco en la boca del tubo, se coloca una laminilla cubreobjeto 
sobre ella y se deja por 10 minutos y luego se le retira y se le 
coloca sobre un portaobjetos para observarse al microscopio. 
 
Soluciones para el Método de gradiente de sucrosa: 
Técnica de Sheater: Se utiliza para la obtención de huevos de 
helmintos, quistes y/o ooquistes de protozoos de muestras de heces. 
Material: 
1. Muestra de heces 
2. Copa, colador, gasa, agua destilada 
3. Solución de Sacarosa de 10, 20,30 y 40% 
4. Seis tubos de centrifuga de 13x100mm ó de 15cc. 
5. Laminas portaobjetos, laminillas, algodón alcohol 50%, baguetas, 4 
pipetas graduadas de 5ml, pipetas Pasteur con tetina, gradilla. 
6. Centrifuga 
7. Microscopio con lentes de 10 y 40X 
Procedimiento 
1. Filtrar la muestra con agua destilada o corriente. 
2. Emulsionar el filtrado con una bagueta, y colocarlo en un tubo de 
centrifuga 
3. Decantar si el sobrenadante es oscuro agregue agua y centrifugue las 
veces necesarias hasta que el agua se aclare, decante y emulsione el 
sedimento con bagueta. 
4. En otro tubo limpio, con diferente pipeta agregue lentamente: 
 2ml de sacarosa al 40% 
 2ml de sacarosa al 30% 
 2ml de sacarosa al 20% 
 2ml de sacarosa al 10% 
 
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5. Agregar lentamente las heces diluidas por el borde del tubo. 
6. Centrifugar a 2500 rpm. por 30 minutos para protozoos y 5 para 
helmintos. 
7. Observe el tubo y vea que entre las fases 10 y 20 se observa un 
anillito que corresponde a protozoos como: Giardia lamblia (quistes) 
y entre 20 y 30 se observa un anillito amarillo que corresponde a 
huevos de helminto como Hymenolepis nana (huevos). 
8. Con una pipeta Pasteur retirar los anillos colocarlos c/u en un tubo 
añadir suero fisiológico centrifugar 5 min. Decantar colocar en una 
lámina portaobjeto con laminilla y observar al microscopio a 30 y 40X. 
9. Conservar en solución isotónica en refrigerador o fijador. 
 
Métodos Mixtos.- 
Utiliza las propiedades de la flotación y la centrifugación, los principales 
métodos son el de Faust- Hoffman. 
 
Método de Corticelli y Lai 
En una placa de 10 cm. de diámetro, colocar 10 g. de heces aprox. 
Depositar esta placa en otra placa de 5 cm. de diámetro a la que se 
agrega agua corriente hasta una altura de 0.5 cm. y tapar, 
disponiéndose de una cámara húmeda. Incubar a 25-27 °C, destapar 
diariamente para su oxigenación y reponiendo el agua que se hubiera 
evaporado. Transcurrido un lapso de tiempo (para huevos tipo 
Strongylus es de 10 a 12 días y para Nematodirus y Lamanema es de 3 
a 4 semanas). 
 
MÉTODO CUANTITATIVO DE DIAGNÓSTICO 
 
Recuento de huevos de helmintos: Los métodos cuantitativos tienencomo finalidad determinar el grado de infección por helmintos y se basa 
en el recuento de huevos en heces recientemente emitidas. Sirve para 
evaluar antihelmínticos. Los métodos más frecuentes son el de Stoll y el 
de Kato-Katz, se les utiliza en casos de Uncinariosis, Trichuriosis y 
Ascariosis. 
Método de Stoll: Se basa en la relación que existe en forma 
aproximadamente constante entre el número de huevos y el número de 
parásitos adultos. 
• Se coloca 4 g. de heces en el frasco de 200 mL, se agregar 56 cc de 
hidróxido de sodio 0.1N se agitar la mezcla y dejar reposar durante 
24 horas, agitar la mezcla y destapar se retirar con la pipeta 0.15 
mL del centro del líquido y colocarlos en 2 gotas separadas en la 
lámina portaobjetos, colocar 2 cubreobjetos. 
• Colocar la lámina al microscopio y recorre la lámina en sentido 
horizontal o vertical desde uno de los ángulos, contar 
cuidadosamente el número de huevos de las dos preparaciones. 
• Multiplicar el número obtenido por 100. 
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• El resultado es la cantidad de huevos por gramo de heces. Esta 
cifra se multiplica por el peso total de la muestra obtenida con lo 
que se obtiene el número de huevos por día. Luego esta cantidad 
se multiplica por 2 considerando ambos sexos de helmintos. 
• Finalmente, se multiplica por el factor de la muestra: 
 1 : Heces formadas. 
 1.5 : Heces levemente formadas. 
 2 : Heces semiblandas o pastosas. 
 3 : Heces blandas o levemente diarreicas. 
 3 : Heces líquidas. 
Se calcula el total de parásitos dividiendo el total de huevos por día 
obtenidos en el cálculo anterior, entre la oviposición conocida de cada 
especie: 
o Uncinarias pone 8,500 a 9,000 huevos 
por día. 
o Trichuris hembra pone 3,000 a 5,000 huevos por día. 
o Áscaris hembra pone 72,000 a 250,000 huevos por día 
o Fasciola pone 25,000 huevos por día. 
Por ejemplo: Al hacer recuento de las 2 laminillas se obtuvo 20 huevos 
x 100 (factor)=2000 huevos por g. de heces los que se multiplican por 
250 g. (cantidad de muestra de heces)= 500,000 huevos por día x 2 
(sexo) = 1*000,000 y por último multiplicar por el factor de la muestra 
que es en este caso 2 (pastosas o semiblandas). 
1'000,000 x 2 = 2'000,000 de huevos por día. 
Si corresponde Áscaris: 2'000,000 / 250,000 = 8 ejemplares. 
Si corresponde a Trichuris 2'000:000 / 5,000 = 400 ejemplares. 
Método de Kato Katz: Se recomienda para las helmintiasis, se 
diferencia de Stoll en que no se pesan las heces sino que se mide un 
volumen determinado por el kit preparado para el método. 
 
Material: 
1. Muestra de heces. 
2. Kit de Kato Katz, Tela de nylon de malla fina, Lámina de plástico 
rectangular con orificio central de 6 mm de diámetro y 1.37 mm de 
profundidad. Espátula, Celofán remojado en verde de malaquita, 
Lámina portaobjetos, alcohol 50%, algodón, lejía. Microscopio con 
objetivos de 10 y 40 X. 
Procedimiento: 
1. En una lámina portaobjetos colocar la tela de nylon y filtrar las 
heces, aplastándolas con la ayuda de la espátula. La malla retiene 
el detritus grueso y deja pasar heces. 
2. En otra lámina portaobjetos poner la placa de plástico con el orificio. 
3. Con la espátula recoger las heces filtradas y colocarlas en el 
orificio de la lámina de plástico rectangular. 
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4. Comprimir las heces hasta que llenen el orificio sobre la lámina 
portaobjetos. 
5. Descartar la malla y retirar la lámina perforada a la solución de lejía, 
sólo quedarán las heces sobre la lámina. 
6. Colocar el celofán coloreado en verde de malaquita sobre la muestra 
de heces y presionar hasta que se distribuya la muestra de manera 
uniforme sobre la lámina. 
7. Dejar reposar de 30 a 60 minutos. 
8. Observar al microscopio con objetivos de 10 y 40 X, recorrer toda 
la lámina empezando en un ángulo y contando los huevos que se 
encuentran. 
9. Luego de terminar el recuento, multiplicar el número de huevos 
por 23 ó 24, lo cual corresponde al número de huevos por gramo 
de heces. 
10. Con ayuda de la tabla anexa determine el N° total de huevos por 
gramo de heces. 
 
TABLA PARA EL CÁLCULO DEL NÚMERO TOTAL DE HUEVOS/ g. DE 
HECES 
(Método de Kato-katz) 
N°huev
os 
N° 
huevos 
N°h
uevos 
N° 
huevos 
N°h
uevos 
N° 
huevos 
N°hue
vos 
N° huevos 
Encontr
ados 
P /g. 
de 
enco
ntrados 
p/ g. 
De 
enco
ntrados 
p/ g. 
de 
encont
rados 
p / g. de 
Por 
lámina 
hece
s 
por 
lámina 
Heces Por 
lámina 
heces por 
lámina 
heces 
1 24 26 624 51 1224 76 1824 
2 48 27 648 52 1248 77 1848 
3 72 28 672 53 1272 78 4872 
4 96 29 696 54 1296 79 1896 
5 120 30 720 55 1320 80 1920 
6 144 31 744 56 1344 81 1944 
7 168 32 768 57 1368 82 1968 
8 192 33 492 58 1392 83 1992 
9 216 34 816 59 1416 84 2016 
10 240 35 840 60 1440 85 2040 
11 264 36 864 61 1464 86 2064 
12 288 37 888 62 1488 87 2088 
13 312 38 912 63 1512 88 2112 
14 336 39 936 64 1536 89 2136 
15 360 40 960 65 1560 90 2160 
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A.- EXAMEN PARASITOLOGICO DE MUESTRA SERIADA DE 
MATERIAL FECAL 
MATERIAL NECESARIO: 
Frasco de plástico, con tapa de rosca, que contiene una cucharita y 
SAF (solución de acetato de sodio- ácido acético-formaldehído) 
como líquido conservante. Este líquido deberá mantenerse lejos del 
alcance de los niños, porque es TÓXICO. 
PROCEDIMIENTO: 
1. Con la cucharita que está dentro del recipiente, juntar 2 
cucharaditas de la materia fecal de una única deposición, 
colocarla dentro del envase, cerrar bien y mezclar agitando 
enérgicamente, para deshacer la muestra fecal en el líquido 
conservante. 
2. Repetir la recolección (usar el mismo recipiente) según 
indicado en paso anterior durante 2 nuevos días alternados. 
Ejemplo: si comienza a recolectar heces el día lunes, se vuelve a 
juntar el miércoles y el viernes. 
3. Una vez completa la recolección, colocar el apellido y 
nombre del paciente en el envase. Conservar a temperatura 
ambiente. 
OBSERVACIONES: 
16 384 41 984 66 1584 91 2184 
17 408 42 1008 67 1608 92 2208 
18 432 43 1032 68 1632 93 2232 
19 456 44 1056 69 1656 94 2256 
20 480 45 1080 70 1680 95 2280 
21 504 46 1104 71 1704 96 2304 
22 528 47 1128 72 1728 97 2328 
23 552 48 1152 73 1752 98 2352 
24 576 49 1176 74 1776 99 2376 
25 600 50 1200 75 1800 100 2400 
 
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En caso de eliminación de gusanos adultos u otras estructuras con 
morfología compatible, conservar la muestra en un recipiente con 
agua de caño conservarlo en refrigeración y llevar al laboratorio del 
centro de salud. 
MUESTRAS INADECUADAS: 
Muestras que no respeten la relación 3:1 entre conservante y 
materia fecal (3 partes de conservante y 1 parte de materia fecal). 
Muestras no adecuadamente homogeneizadas. 
Muestras con escasa cantidad de materia fecal (total de materia 
fecal recolectada menor al tamaño de una nuez para heces formes o 
semiformes, y menor a 10-15 ml para heces líquidas) 
TRANSPORTE: 
Remitir al laboratorio lo antes posible. 
 
B.- EXAMEN PARASITOLÓGICO DE MUESTRAS FECALES SÓLO 
CON CONSERVANTES 
 
MATERIAL NECESARIO:Frasco de plástico, con tapa de rosca, que contiene una cucharita y 
SAF como líquido conservante. Este líquido deberá mantenerse 
lejos del alcance de los niños, porque es TÓXICO 
PROCEDIMIENTO: 
1. Con la cucharita que está dentro del recipiente juntar 4 
cucharaditas de la materia fecal de una única deposición, 
colocarla dentro del envase, cerrar bien y mezclar agitando 
enérgicamente, para deshacer la muestra fecal en el líquido 
conservante. 
2. Una vez completa la recolección, colocar el apellido y 
nombre del paciente en el envase. Conservar a temperatura 
ambiente. 
OBSERVACIONES: 
En caso de eliminación de gusanos adultos u otras estructuras con 
morfología compatible, conservar la muestra en un recipiente 
conservar ni en alcohol ni Formol. 
 
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C.- ESTUDIO DE Enterobius vermicularis - TEST DE GRAHAM 
MATERIAL NECESARIO: 
6 portaobjetos con una cinta adhesiva (cinta scotch) adherida a 
cada uno de ellos. Este material es entregado dentro de un sobre 
PROCEDIMIENTO: 
1. Iniciar la recolección de la muestra durante la mañana, antes 
de que el paciente se levante, sin higienizar al paciente. En la 
noche anterior no colocar supositorios, talcos ni pomadas 
anales. 
2. Levantar la cinta adhesiva de uno de los vidrios 
entregados desde un extremo, sin que llegue a 
despegarse totalmente del vidrio. 
3. Con una mano sujetar la cinta que se despegó del vidrio 
y con la otra mano separar las nalgas del paciente para 
dejar al descubierto la zona anal. 
4. Pegar y despegar la cinta varias veces, en diferentes zonas 
alrededor del ano. 
5. Retirar y pegar la cinta adhesiva en la placa de vidrio tratando 
de que quede bien desplegada. 
6. Guardar el vidrio en el sobre entregado 
7. Conservar a temperatura ambiente. 
8. Repetir los procedimientos 1-7 con las otras placas de vidrio 
restantes durante las 5 mañanas consecutivas siguientes. Si 
alguna mañana el paciente presenta una deposición, no 
juntar muestra ese día, y continuar la recolección las 
mañanas siguientes. 
9. Rotular el sobre con Nombre y Apellido. 
TRANSPORTE: 
Remitir al laboratorio lo antes posible. 
MUESTRAS INADECUADAS: 
No se estudiarán muestras con presencia de materia fecal, dado 
que imposibilita la observación microscópica. Muestras con escasa 
cantidad de células epiteliales (indicador de mala calidad de 
muestra remitida) 
 
D.- ESTUDIO DE Strongyloides stercoralis – DIAGNÓSTICO 
MICROSCÓPICO 
 
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La detección de larvas de Strongyloides stercoralis en las heces 
puede resultar dificultosa, especialmente en pacientes con 
infecciones crónicas de bajo nivel. Existe un patrón irregular de 
eliminación de larvas, con gran variación diaria. Para descartar 
estrogiloidiasis es necesario la examinación de 7 muestras 
consecutivas, recolectadas en días diferentes dentro de un 
periodo no mayor de 14 días. 
Las muestras fecales sin conservantes permiten el cultivo de 
este parásito, lo cual aumenta la sensibilidad diagnóstica del 
test. Podrán remitirse muestras seriadas o únicas para el 
diagnóstico de esta parasitosis. 
Debe indicarse en la orden el tipo de muestra y la solicitud 
“Búsqueda de Strongyloides stercoralis”, junto con los demás datos 
obligatorios 
Para recolección, y transporte de muestras fecales frescas ver 
“Examen parasitológico de muestra fecal fresca (sin conservante)”. 
Para recolección, y transporte de muestras fecales con conservante 
ver “Examen parasitológico de muestra fecal única con 
conservante” o “Examen parasitológico de muestra seriada de 
materia fecal”. 
 
E.- DIAGNÓSTICO MOLECULAR DE Strongyloides stercoralis 
 
El diagnóstico molecular posee mayor sensibilidad que las 
técnicas de observación microscópica. Para el diagnóstico 
molecular podrán remitirse muestras únicas o muestras 
seriadas de materia fecal conservadas en formol 5%. 
Deberá aclararse en orden la solicitud de la búsqueda de 
Strongyloides stecoralis por métodos moleculares, junto con los 
demás datos obligatorios 
MATERIAL NECESARIO 
Frasco estéril de boca ancha, y tapa de rosca, tipo de 
urocultivo, con formalina al 5%, entregado en el Laboratorio 
de Parasitología. 
PROCEDIMIENTO: 
Recolección de muestra 
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a. Muestra seriada 
i. Juntar 2 cucharaditas de la materia fecal 
de una única deposición, colocarla dentro 
del envase, cerrar bien y mezclar agitando 
enérgicamente, para deshacer la muestra 
fecal en el líquido conservante. 
ii. Repetir la recolección según indicado en 
paso anterior durante 2 nuevos días 
(alternados, o consecutivos). 
iii. Una vez completa la recolección, colocar el apellido y 
nombre del paciente en el envase. 
Conservar a temperatura ambiente 
b. Muestra única. 
i. Recoger la materia fecal de una única deposición, 
colocarla dentro del envase, cerrar bien, y mezclar 
por agitación. 
ii. Una vez completa la recolección, colocar el apellido 
y nombre del paciente en el envase. Conservar a 
temperatura ambiente. 
TRANSPORTE: 
Remitir al laboratorio lo antes posible. 
 
F.- MUESTRA MACROSCOPICAS DE PARASITOS ENTÉRICOS 
 
Ocasionalmente el paciente concurre a la consulta con 
ejemplares adultos de helmintos como Ascaris lumbricoides, 
Enterobius vermicularis, proglótides de Taenia sp. Dichas 
muestras deberán remitirse al laboratorio para su 
identificación. 
MATERIAL NECESARIO: 
Frasco de plástico limpio, de boca ancha, con tapa 
de rosca, conteniendo agua corriente. El frasco es 
entregado en Box 1 del Laboratorio Central. 
PROCEDIMIENTO: 
1. Colocar el gusano dentro del recipiente, cubrirlo con agua 
corriente. Mantener a temperatura ambiente. 
 
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TRANSPORTE: 
Enviar inmediatamente al laboratorio. 
No debe demorarse el envío por más de 24 horas. 
MUESTRAS INADECUADAS: 
No deberán enviarse muestras sin el agregado de agua, ya que 
la desecación del parásito puede dificultar la identificación. 
 
 
G.- CONTENIDO DUODENAL 
Esta muestra se utiliza fundamentalmente en el diagnóstico de 
algunas enteroparasitosis, como Giardia duodenalis, Strongyloides 
stercoralis, Cryptosporidium sp., cuando los exámenes 
coproparasitológicos son negativos; también puede ser útil en el 
diagnóstico de distomatosis. No es sustituto del anterior, sino que 
es un examen complementario que se reserva para situaciones 
clínicas particulares. 
MATERIAL NECESARIO: 
Frasco de plástico, con tapa de rosca, que contiene una cucharita y 
SAF como líquido conservante. Este líquido deberá mantenerse 
lejos del alcance de los niños, porque es TÓXICO. 
PROCEDIMIENTO: 
La técnica es del especialista. 
Recolectar el material por 
aspiración. No recolectar con 
hisopos. Colocar 2-5 ml del 
aspirado dentro del recipiente. 
Conservar la muestra con SAF en caso de imposibilidad de entrega 
inmediata al laboratorio. 
 
TRANSPORTE: 
Transportar inmediatamente al laboratorio. Coordinar siempre el 
estudio con el laboratorio, de forma tal que se encuentre el 
parasitólogo en el momento de analizar la muestra. 
 
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H.- BIOPSIAS DE INTESTINO 
Las biopsias de intestino, pueden ayudar en el diagnóstico de 
algunas enteroparasitosis (giardiasis, amibiasis, entre otras), sin 
embargo se trata de una técnica invasiva, por lo que debe quedar 
reservada para situaciones clínicas especiales. 
MATERIAL NECESARIO: 
Frasco de plástico, estéril, con tapa a rosca, con 1-2 ml de solución 
fisiológica estéril. 
PROCEDIMIENTO: 
La técnica es del especialista. 
Colocar el material biopsado dentro del recipiente. El material debe 
estar cubierto de solución fisiológica, para evitar la desecación. 
Mantenerla muestra refrigerada a 4 ºC durante un máximo de 4 horas. 
TRANSPORTE: 
Transportar inmediatamente al laboratorio. Coordinar siempre el 
estudio con el laboratorio, de forma tal que se encuentre el 
parasitólogo en el momento de analizar la muestra. 
 
Resultados de la observación Microscópica y Macroscópica. 
 
a) Nombre del parásito___________________________________ 
c) Estadio desarrollado __________________________________ 
d) A que órgano (s) sitio (s) invade o parásita _______________ 
e) Menciona que tipo de técnica se llevo a cabo, especificando si fue en 
fresco ó en tinción __________________________ 
f) Describe las características y /o criterios morfológicos._______ 
 
 
 
 
 
Cuestionario 
1. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección para la búsqueda de 
huevos, quistes o larvas en heces?: 
_________________________________________________________
________________________________________________________ 
 
2. ¿Cuál es el examen de laboratorio de elección para la búsqueda de 
trofozoítos en heces? 
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_________________________________________________________
________________________________________________________ 
 
3. ¿Qué entiende por examen coproparasitoscópico cualitativo? 
_________________________________________________________
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4.- Mencione las densidades de las soluciones empleadas en el método 
de método de Follebon - Willis y el método de Faust - Hollman. 
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5.- .-De los métodos revisados en práctica, diga cual o cuales utilizaría 
para un estudio epidemiológico y de menos costo. 
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6.-Diga en qué casos se utilizaron los métodos de coloración. 
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Bibliografía 
1. http://74.125.47.132/search?q=cache:uTJ0VqepWRAJ:www.higie
ne.edu.uy/cefa/parasito/2007/PROTINTcefahtm.doc+morfologia+
de+protozoos+intestinales+de+importancia+MEDICA&cd=12&hl=
es&ct=clnk&gl=mx 
2. http://www.facmed.unam.mx/dirije/index.php?dir_ver=11 
3. Becerri Flores, Romero Cabello (2004). Parasitología médica de 
las moléculas a la enfermedad. México, DF: McGraw-hill 
Interamericana. 
 
 
PRÁCTICA 6: CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE 
PROTOZOARIOS Y HELMINTOS 
 
I. INTRODUCCIÓN 
 Los parásitos intestinales se identifican rutinariamente por sus 
características morfológicas en los análisis de laboratorio de la 
materia fecal, conocidos como examen coprológico y examen 
coproscópico, mediante observación microscópica en montajes 
húmedos con solución salina o con solución de lugol como colorante. 
 También se pueden hacer extendidos para realizar posteriormente 
coloraciones permanentes, como la coloración de hematoxilina férrica 
o la coloración tricrómica, los cuales facilitan la identificación al 
revelar detalles estructurales no detectables en los montajes 
húmedos. 
http://74.125.47.132/search?q=cache:uTJ0VqepWRAJ:www.higiene.edu.uy/cefa/parasito/2007/PROTINTcefahtm.doc+morfologia+de+protozoos+intestinales+de+importancia+MEDICA&cd=12&hl=es&ct=clnk&gl=mx
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