PRÁCTICA 2 HISTOLOGÍA VEGETAL (1)

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PRÁCTICA 2
OBSERVACIÓN DE TEJIDOS VEGETALES
1. INTRODUCCIÓN
Las células comparten una misma función forman un tejido en la que forman un tejido y desempeñan tareas específicas. En caso de los vegetales ubicamos a los tejidos meristemático que son los encargados del crecimiento en longitud de la planta y también responsable del crecimiento en grosor. 
Por otro lado, es de vital importancia el tejido está constituido por células situadas en las hojas, tallo y raíz; con la función de realizar fotosíntesis y almacenamiento de sustancias, protegidas por las células epidérmicas. Los tejidos de protección cubren muy a menudo el lugar por la epidermis cuyas capas son impermeables a los líquidos y gases.
	La epidermis varía en cada planta en cuanto su estructura y la disposición de estomas y las células especializadas que posee. La epidermis del haz en algo diferente al envés de la hoja, ya que la cantidad de estomas son mas abundantes en el envés que en el haz de la hoja. Su estructura de la planta no es lo mismo en las dicotiledóneas que en las monocotiledóneas, en la primera la epidermis de forma cutinizada presenta estomas, por donde difunden los gases como en las hojas; en las monocotiledóneas se destaca el cilindro cortical que consta de una epidermis más o menos cutinizada (Gonzáles Serrato, 2010).
	En las células epidérmicas que cumplen la función de protección a las hojas de las plantas, además de las estomas también se ubican los tricomas que son apéndices epidérmicos con diversas formas, estructura y función. Estos tricomas pueden pueden estar en cualquier órgano de la planta, pueden persistir toda la vida o ser de forma efímera. Estas células pueden estar vivas en el protoplasto, donde varios tipos de tricomas pueden estar la misma planta y son útiles en taxonomía para determinar que tipo de planta se estudia.
	El presente informe de práctica se realizará la observación e identificación de las células epidérmicas, estomas y tricomas en monocotiledóneas y dicotiledóneas donde a través de procedimientos en el laboratorio y con ayuda de un microscopio se observará e identificará lo planteado en el objetivo del informe. Estas células se encuentran en las hojas de geranio, maíz, cebada y sábila; tallos de cartucho, apio, lechuga y cebada; semillas de maíz, pallar y durazno realizando cortes transversales y longitudinales al adquirir las muestras.
Esta práctica de laboratorio fue muy enriquecedora debido a que se amplió los conocimientos prácticos referidos al uso del microscopio y la observación de las células vegetales.
2. OBJETIVOS
· Observar e identificar células epidérmicas, estomas y tricomas en monocotiledóneas y dicotiledóneas
3. MATERIAL Y MÉTODO
3.1. MATERIAL
· Hojas de geranio, maíz, cebada y sábila
· Tallo de cartucho, apio, lechuga y cebada
· Semillas de maíz, pallar y durazno
· Láminas portaobjetos y cubreobjetos
· Gotero
· Estilete
· Navajas nuevas
· Pinzas de disección
· Verde de metilo
· Lugol
· Microscopio
3.2. MÉTODO
A. Observación de tejido epidérmico
· Realizar cortes finos longitudinales en hojas de geranio y hojas de maíz o cebada
· Colocar en un portaobjeto con una gota de agua y cubrir
· Observar e identificar el tejido epidérmico (células epidérmicas, estomas y tricomas)
B. Observación de tejido clorofiliano
· Realizar cortes finos paralelos de la epidermis de la hoja de sábila
· Colocar en un portaobjeto con una gota de agua y cubrir
· Observar e identificar el tejido clorofiliano
C. Observación de tejido acuífero
· Realizar cortes finos transversales de la hoja de sábila
· Colocar en un portaobjeto con una gota de agua y cubrir
· Observar e identificar el tejido acuífero
D. Observación de tejido parenquimático de reserva
· Realizar cortes finos longitudinales del cotiledón de la semilla de maíz y pallar
· Colocar en un portaobjeto con una gota de lugol y cubrir
· Observar e identificar el tejido parenquimático de reserva
E. Observación de tejido aerífero
· Realizar cortes finos transversales del tallo de cartucho 
· Colocar en un portaobjeto con una gota de verde de metilo y cubrir
· Observar e identificar el tejido aerífero
F. Observación de tejido colenquimático
· Realizar cortes finos transversales del tallo de apio y lechuga
· Colocar en un portaobjeto con una gota de verde de metilo y cubrir
· Observar e identificar el tejido colenquimático
G. Observación de tejido esclerenquimático
· Realizar cortes finos longitudinales de la semilla del durazno
· Colocar en un portaobjeto con una gota de verde de metilo y cubrir
· Observar e identificar el tejido esclerenquimático
H. Observación de tejido vascular
· Realizar cortes finos transversales del tallo de girasol y de cebada
· Colocar en un portaobjeto con una gota de verde de metilo y cubrir
· Observar e identificar el tejido vascular (xilema y floema)
4. RESULTADOS
4.1 Observación de tejido epidérmico
Se realizó cortes finos longitudinales en hojas de geranio y hojas de maíz, o si hubiese cebada también se ha podido utilizar. Se colocó en un portaobjeto con una gota de agua y se observó en el laboratorio para identificar el tejido epidérmico como se muestra en la Figura 1 y Figura 2.
Figura 1. Célula epidérmica de la hoja de geranio
Figura 2. Célula epidérmica de la hoja de maíz
En la figura 1 se puede observar que la epidermis del geranio sus células están unidas entre sí ya que poseen una forma geométrica como toda célula vegetal y en la figura 2 en la epidermis de la hoja de maíz. Además, poco se observa las estomas que son los puntos dentro de la célula y los tricomas que mayormente se encuentra en la parte externa de la epidermis sobresalidos.
4.2 Observación de tejido clorofiliano
Se realizó cortes finos paralelos de la epidermis de la hoja de sábila y se observó con una gota de agua el tejido clorofiliano como se observa en la Figura 3.
Figura 3. Tejido clorofiliano en la hoja de sábila
En la figura 3 se observa al tejido clorofiliano de hoja de sábila donde se encuentra debajo de su epidermis, cuyo contenido de cada célula parenquimáticas son principalmente de agua. 
4.3 Observación de tejido acuífero
Se realizó cortes de forma transversal y finos de una hoja de sábila colocando un portaobjeto con una gota de agua, de tal forma de poder observar e identificar el tejido acuífero como se observa en la Figura 4.
Figura 4. Tejido acuífero en hojas de sábila
Se observa en la Figura 4 que estas células de sábila son parenquimáticas que almacenan gran parte de agua en mayor o menor medida, estas células observadas su almacenamiento de agua son muy grandes, sus paredes son delgadas y posee su gran vacuola que almacenan agua.
4.4 Observación de tejido parenquimático de reserva
Se realizó los cortes finos longitudinales del cotiledón de semilla de maíz y pallar para colocarlo en un portaobjeto con Lugol y se observó e identificó el tejido parenquimático de reserva como se observa en la Figura 5.
Figura 5. Tejido parenquimático de reserva en semilla de pallar
Se observa en la Figura 5 el tejido parenquimático de reserva en la semilla de pallar las células de color morado que sintetizan y almacenan diversas sustancias como azucares, proteínas, lípidos y pigmentos. Este tejido lo normal es que esté disuelta en una vacuola donde almacena sustancias. La distribución del tejido parenquimático de reserva es diferente y puede estar en la raíz, tallo, hojas y frutas; en algunos casos como la caña de azúcar se almacenan en el tallo y la zanahoria en la raíz (Evans, 2003).	
4.5 Observación de tejido aerífero
Se realizó los cortes finos transversales del tallo de cartucho, se colocó una gota verde de metilo e identificar el tejido aerífero como se observa en la Figura 6.
Figura 6. Tejido aerífero del tallo de cartucho
Se observó en la Figura 6 con claridad el xilema – floema, los cloroplastos, vasculas con pigmentos amarillos y espacios con parénquimas clorofiliano. Además, la función de los tejidos aeríferos es que circulan los gases que permiten la aireación de los órganos de la planta haciendo una comunicación desde laraíz hasta las hojas (Elida, 2013).
4.6 Observación de tejido colenquimático
Se realizó cortes transversales del tallo de apio y lechuga para colocar el portaobjeto con una gota verde de metilo, así como se observa en la Figura 6 y Figura 7 el tejido colenquimático.
Figura 6. Tejido colenquimático en el tallo de apio
Figura 7. Tejido colenquimático en el tallo de la lechuga
Se observó en la Figura 6 y Figura 7 que son muestras de tallo de apio y de lechuga respectivamente, donde se puede apreciar paredes primarias, engrosadas, brillantes y de colores fuertes. Estas paredes están formadas de celulosa y grandes cantidades de pectina y hemicelulosa, pero carecen de lignina. De forma general el engrosamiento de las células es de forma irregular.
4.7 Observación del tejido esclerenquimático
Se realizó cortes longitudinales en la semilla del durazno, donde al colocar el cubreobjeto se identificó el tejido esclerenquimático como se observa en la Figura 7.
Figura 7. Tejido esclerenquimático de la semilla de durazno
En la figura 7 se observó que presenta células alargadas en los extremos, con una pared secundaria relativamente gruesa con muchas capas y lignificación variable. Sus fibras se clasifican según la posición de la planta y son soporte de de los órganos que han dejado de alargarse.
4.8 Observación de tejido vascular 
Se realizó cortes finos transversales del tallo de girasol y la cebada, colocar el portaobjeto con una gota de verde de metilo y poder observar e identificar el tejido vascular como se observa en la Figura 8.
Figura 8. Tejido vascular del tallo de cebada
Se observó en la figura 8 el tejido vascular del tallo de la cebada los haces vasculares dispuestos de manera dispersa en el parénquima con característica que se trata de una planta monocotiledónea, su epidermis está formada por células ligeramente cutinizadas. En la zona medular del tallo y por los vasos conductores, está formado por células parenquimáticas, las cuales se puede observar los cloroplastos que se ubican en la superficie.
5. DISCUSIÓN
Para determinar las preparaciones como asigna la práctica, se debe utilizar materiales con suficiente rigidez para resistir el impacto de la cuchilla y sacar las muestras, por ello es que Jensen (1962) indica que se tiene que seguir ciertos procedimientos estandarizados para prácticas de laboratorio. 
Las secciones obtenidas de las muestras se colocan en una placa Petri que contiene agua destilada, para luego dirigirlo al uso que se va a destinar; sin embargo, esto va diferente al trabajo realizado por Elida (2013) que menciona que las muestras luego de obtenerlas pasan directamente a un contenedor para que soporte el frio a 4°C y no en agua porque puede ganar o perder calor, esto ya no sería unas muestras de forma correcta debido a las condiciones externas.
La tinción que colorea de diferentes intensidades y la más optima de acuerdo a la coloración de la pared celular es el azul de metileno (Fonnegra & Santos, 1978), sin embargo en la presente práctica de laboratorio se usó mayormente el verde de metilo fue mas ventajoso porque reacciona con las paredes celulares de las muestras obtenidas de manera que las parenquímas se observaron de una mejor manera tornando un color azul – verdoso, si se requiere retirar la tinción de algún colorante se enjuaga con agua destilada y se coloca una gota de agua en el portaobjeto para su observación en el microscopio.
6. CONCLUSIONES
En la presente práctica de laboratorio se pudo determinar y observar las células vegetales que consta de diversas parte de una planta, ya se sus hojas, sus tallos y sus semillas, de tal forma que se pudo observar de manera correcta usando la tinción adecuada en algunos casos de verde de metilo, gota de Lugol o agua destilada en los portaobjetos y con la ayuda del microscopio.
Las diversas formas, estructuras y funciones de las células recaen en la formación de sus tricomas, cloroplastos o si la planta es de forma monocotiledóneas y dicotiledóneas donde se explicó sus características en la presente investigación. Esta practica tiene un fundamento de aprender de forma enriquecedora los conocimientos prácticos y teóricos referidos al uso del microscopio y la observación de las células vegetales.
7. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Elida, H. (2013). Biología Vegetal. 
Evans, H. (2003). Células parenquimáticas. 
Fonnegra, R., & Santos, J. (1978). Observación de algunos tejidos y celulas vegetales. 
Gonzáles Serrato, J. (2010). Observación de tejidos vegetales. 
Jensen, H. (1962). Botanical Histochemistry.