OXIDACIONES BIOLOGICAS Y BIOENERGETICAS

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Contenido
• Potencial redox
• Relación entre el potencial redox y los cambios de energía libre
• Cadena respiratoria
• Ciclo de la coenzima Q
• Supercomplejos respiratorios
• Enzima ATP sintasa
• Fosforilación oxidativa
• Control respiratorio
• Hipótesis quimiosmótica
• Desacoplamiento de la fosforilación oxidativa
• Proteína desacoplante
• Transporte de metabolitos en las mitocondrias
• Transporte de cationes en las mitocondrias
• Antibióticos ionóforos
• Síntesis de creatina fosfato
• Procesos metabóllcos mitocondriales alternos a la fosforilación oxidativa
• Genoma mitocondrial
• Relevancia del estudio de la bioenergética en medicina
• Estrés oxidante
• Transición de la permeabilidad y apoptosis
 
 
Conceptos clave
1 El agente reductor dona electrones, el agente oxidante acepta electrones.
2 El valor positivo del ΔE predice un valor negativo del ΔG, lo que indica que la transferencia de electrones ocurre de manera
espontánea.
3 Los complejos I, III y IV bombean protones al interior de la cresta mitocondrial, generando el gradiente electroquímico de
protones necesario para la síntesis de ATP.
4 Los complejos respiratorios I, III y IV se asocian en supercomplejos llamados respirasomas.
5 El dímero de la F1F0-ATP sintasa participa en el plegamiento de las crestas mitocondriales.
6 La F1F0-ATP sintasa es un nanomotor que emplea el gradiente electroquímico para sintetizar ATP a partir de ADP y fosfato.
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7 El control respiratorio refleja la armonía entre el funcionamiento de la cadena de transporte de electrones y la síntesis de ATP.
8 La Teoría Quimiosmótica explica cómo se traduce la energía almacenada en el gradiente electroquímico de protones en energía
química en forma de ATP.
9 Los desacoplantes son ácidos débiles liposolubles que disipan el gradiente electroquímico de protones, estimulando la
respiración pero no hay síntesis de ATP.
10 La translocasa de adenín nucleótidos transporta el ADP necesario para la síntesis mitocondrial de ATP.
11 El acarreador de fosfatos transporta el fosfato necesario para la síntesis mitocondrial de ATP.
12 La actividad de los diferentes transportadores permite el correcto funcionamiento de la mitocondria.
13 Los ionóforos permiten el flujo iónico a favor de su gradiente electroquímico.
14 La creatina fosfato sirve para sintetizar ATP a partir de la fosforilación a nivel de sustrato del ADP.
15 Mutaciones del DNAmit afectan la producción mitocondrial de ATP.
16 La mitocondria desempeña un papel importante en la muerte celular programada.
 
 
Cuando se escucha la palabra energía, pueden suceder dos cosas: tal vez se piense en
algo intangible, difícil de definir, o tal vez en algo muy tangible como el petróleo o los
alimentos. Si se piensa en los alimentos, puede ser que la siguiente pregunta sea: “¿Por
qué éstos tienen energía?” La respuesta es que para formar las moléculas que los
constituyen se requirió de energía. Por ejemplo, para establecer una unión C-C se
requieren unas 80 kcal/mol, pero “¿Cómo y de dónde se obtuvo la energía para formar
esa unión?” La respuesta es: a través de la fotosíntesis, proceso que utiliza la energía
radiante del Sol. De lo expuesto se deduce que los alimentos proporcionan energía debido
a que durante su metabolismo se rompen uniones, por ejemplo, la unión C-C antes citada
y se liberan las 80 kcal/ mol que se gastaron para formarla. Ahora surge otra pregunta:
“¿Cómo aprovechar la energía que se libera de los alimentos para usarla en las
actividades celulares?” La respuesta es: de preferencia en forma de ATP; y entonces,
“¿Cómo se forma el ATP?” En este capítulo se dará la respuesta, basta aquí señalar que
en dicha formación interviene la degradación de los alimentos a través de las rutas
metabólicas presentes en las células. De este modo, se sabe que 90% de las necesidades
energéticas de las células animales y vegetales en la oscuridad, así como de diversos
microorganismos eucariotes y procarióticos, se cubren mediante la oxidación de
sustratos, cuyos electrones se transfieren a través de un sistema multiproteico membranal
formado por enzimas, incluidas las que llevan a cabo procesos de óxido-reducción y que
por lo general tienen como aceptor final el oxígeno molecular. El 10% restante lo aporta
la glucólisis anaeróbica (capítulo 17).
En este capítulo también se revisan, de manera breve, los sistemas de transporte a
través de la membrana mitocondrial de los principales aniones y cationes que la
atraviesan, así como de los sustratos o metabolitos que de alguna manera participan en
los procesos de oxidación y reducción. Dichos sistemas son indispensables para el
adecuado funcionamiento mitocondrial responsable de la síntesis de ATP.
 
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Potencial redox
La oxidación se define como la pérdida de electrones, en tanto que la reducción es la
ganancia de electrones. Adicionalmente, la ganancia o pérdida de electrones puede
acompañarse de la ganancia o pérdida de protones (H+). Por ejemplo:
 
l. Pérdida o ganancia de un electrón:
 
2. Pérdida o ganancia de hidrógenos:
 
 
Siempre que se pierden hidrógenos o electrones debe disponerse de un aceptor; esto
significa que si un sustrato se oxida, otro debe reducirse; por lo tanto, en una reacción
acoplada de óxido-reducción el agente reductor terminará oxidado, mientras que el agente
oxidante terminará reducido. Dos metabolitos que reaccionen entre sí, forman un sistema
de óxido-reducción llamado sistema redox. Se desprende entonces que hay reacciones
químicas reversibles acopladas que permiten la transferencia de hidrógenos o electrones,
constituyendo así los sistemas redox que se encuentran en las células; por ejemplo, las
coenzimas FAD o NAD(P)+ de las deshidrogenasas, o el grupo hemo que contienen los
citocromos. Considerando que en un sistema redox existe transferencia de electrones,
una solución que contenga tal sistema constituye la mitad de una pila galvánica y puede
afectar el potencial eléctrico de un electrodo que entre en contacto con la solución (figura
23-1).
 
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Figura 23-1. Corrimiento de electrones a través de un electrodo debido al sistema.
 
El oxidante tenderá a separar electrones del electrodo, mientras que la tendencia del
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reductor será cederle electrones al electrodo. Como resultado, el electrodo adquirirá un
potencial eléctrico que dependerá del sistema redox. Para determinar la tendencia del
oxidante a separar electrones del electrodo, se establece un circuito eléctrico completo
mediante una unión adecuada entre la solución que contiene el sistema redox y otra
solución provista de su propio electrodo, el cual debe tener un potencial conocido; si
entre las dos soluciones se intercala un voltímetro, puede estimarse la diferencia de
potencial entre ambos sistemas (figura 23-2).
 
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Figura 23-2. Dos medias celdas para medir el potencial redox.
 
Para calcular el potencial redox (E°) de una solución se utiliza la siguiente ecuación:
 
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en donde E es una constante característica de cada sistema redox y por lo tanto su valor
puede ser variable; R es la constante universal de los gases (1.99 cal K-1 mol-1); T la
temperatura absoluta; n el número de electrones que son transferidos y F es la constante
de Faraday (96 485 coulombs/mol).
Conocer el potencial redox sirve para establecer la capacidad de un compuesto de
aceptar o ceder electrones. Aquellos compuestos que tengan un potencial redox muy
negativo (o menos positivo), tenderán a ceder electrones a aquellos compuestos que
tengan valores menos negativos (o más positivos).
 
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Relación entre el potencial redox y los cambios de
energía libre
Si se conocen los valores del potencial redox en condiciones estándares (E°) de los
sistemas involucrados, es posible calcular el cambio de energía libre cuando un sistema
reacciona con otro sistema si se utiliza la siguiente ecuación:
 
 
en dondeΔG° es el cambio de energía libre en condiciones estándares, esto es, cuando
los componentes del sistema se encuentran en un medio de reacción a una concentración
de 1 M, pH 7.0 y 25 °C; n es el número de electrones transferidos; F es igual a 23 062
calorías mol-1 V-1, el equivalente calórico de la constante de Faraday y ΔE° la diferencia
de potencial redox entre los componentes del sistema. Por ejemplo, si se considera la
transferencia de electrones y H+ desde el NADH al O2, el potencial redox del NADH es
-0.32 volts (V) y el del oxígeno de +0.820 V, puede deducirse que los dos electrones
serán transferidos, mediante intermediarios, del NADH (por tener un potencial negativo)
al O2 (por tener un potencial positivo). Además, aplicando la ecuación anterior podemos
calcular el ΔG° de la manera siguiente:
 
 
Por lo tanto:
 
 
Si se toma en cuenta que el ΔG° para la síntesis de ATP es de 7.3 kcal/mol, y que en la
mitocondria el paso de los dos electrones del NADH al O2 las condiciones para la síntesis
de 2.5 moléculas de ATP, se puede calcular que se almacenan (7.3) (2.5) = 18.25
kcal/mol de las 52.6 que se liberan. Por lo tanto, el rendimiento de la cadena respiratoria
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es de 34.8%. Este rendimiento es mejor, con mucho, al de la más eficiente máquina
construida con la tecnología más avanzada. Se debe puntualizar que la cadena
respiratoria se encuentra en la membrana interna mitocondrial. La permeabilidad a través
de esta membrana es altamente selectiva; incluso partículas subatómicas como los H+ no
pueden cruzarla sino es por medio de un canal específico.
El espacio intermembranal contiene como enzimas características la carnitina acil-
transferasa y la adenilato-cinasa. En la matriz mitocondrial se localizan principalmente las
enzimas del ciclo de Krebs, a excepción de la succinato deshidrogenasa, que se localiza
en la membrana interna. En la matriz se encuentran también las enzimas de la β-
oxidación de los ácidos grasos y, dependiendo del tejido, algunas enzimas del ciclo de la
urea y de la biosíntesis del grupo hemo (figura 23-3).
 
 
Figura 23-3. Fraccionamiento de las mitocondrias.
 
El número de mitocondrias contenido en cada célula es muy variable. Por ejemplo, en
la amiba gigante Chaos chaos se ha calculado un promedio de 500 mil mitocondrias; una
célula hepática contiene alrededor de mil mitocondrias, en tanto que un miocito cardiaco
tiene menos; esto se compensa con la extensión de la superficie de la membrana interna.
Se calcula que la membrana interna de las mitocondrias aisladas de un gramo de tejido
miocárdico tiene una superficie de 50 m2. Esto es importante, ya que la membrana
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interna contiene la maquinaria necesaria para la síntesis del ATP y, sin lugar a dudas, el
corazón requiere un elevado aporte energético. Debe hacerse notar que, según cálculos
hechos tomando en cuenta una ingesta calórica normal, la velocidad de síntesis de ATP y
el porcentaje que representan las mitocondrias en los tejidos, un adulto de 70 kg puede
llegar a sintetizar y degradar el equivalente a tres veces su propio peso en forma de
moléculas de ATP cada 24 h, es decir, 3 g de ATP/segundo.
 
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Cadena respiratoria
La función de la cadena respiratoria o de transporte de electrones es aceptar el poder
reductor proveniente de los alimentos, generar el gradiente electroquímico de protones
(ΔμH+) y reducir al oxígeno molecular en agua. Los aspectos importantes de esta cadena
que deben estudiarse son: a) su naturaleza química; b) la secuencia de sus componentes,
y c) los sitios de entrada de los equivalentes reductores.
La estructura química de los grupos prostéticos y cofactores que participan en el flujo
de hidruros, electrones e hidrógenos se relaciona con los derivados de la nicotinamida
como el NAD+ y el NADP+; las flavinas como el FAD y FMN; las quinonas como la
coenzima Q y el grupo hemo como el que contienen los citocromos.
Los distintos constituyentes de la ruta del flujo de los electrones se distribuyen en los
complejos respiratorios (cuadro 23-1). La ruta de los electrones se estableció cuantificando
los potenciales redox mediante inhibidores específicos. Una representación esquemática
de la cadena respiratoria, considerando los valores de E°, se ilustra en la figura 23-4.
 
Cuadro 23-1. Concentración de los constituyentes de la cadena respiratoria presentes en
mitocondrias de corazón de res
Constituyentes mmol/g proteína
Citocromo a 0.80
Citocromo a3 1.13
Citocromo b 0.60
Citocromo c + c1 0.65
FMN 0.08
FAD 0.26
Coenzima Q 3.8
Hierro 8.85 × 10-3
Cobre 1.43 × 10-3
 
 
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Figura 23-4. Representación esquemática de la organización secuencial de la cadena de transporte de electrones.
Se indican los valores aproximados de potenciales redox en V (E°) y los valores de ΔG (kcal/mol) para las
reacciones correspondientes.
 
En general, en los mamíferos, los electrones tienen dos puntos de ingreso a la cadena
de transporte de electrones (CTE), desde el NADH al complejo I (NADH:ubiquinona
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oxidorreductasa) y del succinato al complejo II (succinato: ubiquinona oxidoreductasa o
succinato deshidrogenasa); a continuación los electrones llegan a la ubiquinona o
coenzima Q (Q), reduciéndola a ubiquinol (UQH2). Del UQH2, los electrones pasan a
través del complejo III (ubiquinol: citocromo c oxidorreductasa) al acarreador periférico
de electrones, el citocromo c, el cual reduce al complejo IV (citocromo c oxidasa),
cediendo los electrones al aceptor final, el oxígeno molecular. Los complejos I, III y IV
son, además de centros redox, bombas de protones, los cuales generan el ΔμH+ que usa
el complejo V (F1F0-ATP sintasa) para la síntesis de ATP (figura 23-5).
 
 
Figura 23-5. Complejos mitocondriales que constituyen la cadena respiratoria y fosforilación oxidativa.
 
Los inhibidores de la transferencia de electrones en el complejo I son la rotenona (k0.5
= 0.033 nmol/mg de proteína) y el amital (k0.5 = 3.2 × 10-4 M), y es estimulada por el
K+.
Durante el flujo de los dos electrones del NADH, este complejo obtiene la energía
necesaria para el bombeo de 4 H+ al espacio intermembranal. El sitio de oxidación del
NADH se encuentra en la porción soluble del complejo que está orientada hacia la
matriz. Debido a que la membrana interna es impermeable al NAD+/NADH, el complejo
I debe oxidar los equivalentes reductores que provienen de las deshidrogenaciones de los
sustratos del ciclo de Krebs y de la β-oxidación de los ácidos grasos, ambas localizadas
en la matriz mitocondrial. En términos estructurales, el complejo I contiene FMN, Fe no
hémico y azufre ácido-lábil; la estequiometria varía de 1:2:2, a 1:18:28, dependiendo del
tipo de mitocondrias. Estos grupos se encuentran situados en un macropolímero de 42
cadenas polipeptídicas.
La enzima succinato deshidrogenasa, que forma casi la totalidad del complejo II, es un
tetrámero de 140 kDa; su grupo prostético es el FAD y además tiene dos centros fierro-
azufre. Esta enzima forma parte del ciclo de Krebs, donde oxida al succinato en
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fumarato. El sitio activo de la succinato deshidrogenasa se encuentra situado en la cara
interna de la membrana interna. Por lo tanto, en las mitocondrias íntegras, el succinato
debe generarse en la matriz, o bien transportarse hacia ese espacio para su oxidación. La
enzima succinato deshidrogenasa es inhibida por el oxaloacetato (k0.5 de 1.5 × 10-6 M) y
por el malonato (k0.5 = 2.8 × 10-5 M). Tanto el complejo I como el II tienen al ubiquinol
como producto final.
El complejo III se encuentra situado en un punto crucial en la cadena respiratoria, ya
que recibe electrones del ubiquinol y los cede al citocromo c; durante el flujo de los dos
electrones se obtiene suficiente energía para el bombeo de 4 H+ hacia el espacio
intramitocondrial. La unidad funcional de este complejo es un homodímero; el
monómero tiene peso molecular de 240 kDa,y está formado por 10 subunidades,
además de tres centros de óxido-reducción constituidos por un complejo 2 Fe-S y los
grupos hemo b562, b566 y c1. La corriente electrónica en este complejo se inhibe por el
antibiótico antimicina (k0.5 = 5 × 10-6 M).
El citocromo c es una proteína pequeña de 13 kDa, que se encuentra situada hacia el
lado citosólico de la membrana interna; es reducido por el complejo III y transporta los
electrones al complejo IV. Este citocromo se reduce de forma artificial por ascorbato y
tetrametil-parafenilen-diamina (TMPD). Se libera de la membrana utilizando soluciones
con concentraciones altas de sales como el KCl.
 
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Ciclo de la coenzima Q
La figura 23-6 muestra el ciclo de la ubiquinona. La Q se reduce por los complejos I y II a
UQH2 y se oxida por el complejo III. Durante su reducción, en el complejo I se realiza el
bombeo de 4 H+ al espacio intermembranal. En el complejo III se verifica lo que se
conoce como el ciclo Q, donde ocurre la oxidación de dos moléculas de UQH2 y la
reducción de una Q, con la formación de una semiquinona (HQ•) como intermediario;
durante el ciclo Q, el complejo III convierte la energía libre disponible de la reacción de
transferencia de electrones en el bombeo de 4 H+ al espacio intermembranal. Como se
mencionó, la membrana interna es impermeable el paso de H+, lo cual permite que se
establezca el ΔμH+. El electrón transferido de la UQH2 al citocromo c1 del complejo III
es cedido al citocromo c, el cual es el agente reductor del complejo IV.
 
 
Figura 23-6. Ciclo redox de la coenzima Q.
 
La reacción del ciclo Q puede expresarse de manera resumida con la siguiente
ecuación:
 
 
 
en la cual Cox y Cred se refieren al Citocromo c oxidado y reducido; H+int y H+ext a los
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protones dentro y fuera, respectivamente.
El complejo IV comprende los citocromos a y a3, que forman la oxidasa terminal; está
formado de 6 a 13 subunidades y, además de los grupos hemo, contiene tres átomos de
cobre iónico (2 CuA y 1 CuB) que son necesarios para la función redox de la enzima. El
complejo IV oxida el citocromo c y reduce al oxígeno, además de bombear 2 H+ al
espacio intermembranal por cada dos electrones, contribuyendo así a la formación del
ΔμH+. Citocromo oxidasa da por cianuro, azida de sodio o monóxido de carbono. La
figura 23-7 resume la participación de los cuatro complejos estudiados.
 
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Figura 23-7. A) Como se señala, los hidrógenos son cedidos por los metabolitos a las enzimas deshidrogenasas
que contienen NAD+ o FAD, los cuales se convierten en NADH + H+ y FADH2, respectivamente. El NADH +
H+ es a su vez oxidado por el complejo I (la NADH deshidrogenasa), en tanto que el FADH2 de la succinato
deshidrogenasa transfiere sus hidrógenos a la coenzima Q. Esta coenzima transfiere sus electrones al cit b,
reduciéndolo. Los citocromos c1, c y aa3 se reducen y oxidan sucesivamente, y al final los electrones reducen el
oxígeno. B) Se muestra el sitio en donde actúan los inhibidores que afectan la cadena de transporte de electrones
y proteínas relacionadas con la síntesis de ATP. C) Se muestran los inhibidores y el segmento que bloquean en el
sistema fosforilante mitocondrial.
 
 
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Supercomplejos respiratorios
Una de las principales funciones de la mitocondria es la conversión de la energía liberada
por los procesos metabólicos en la matriz mitocondrial en la energía celular almacenada
en forma del ATP. Los complejos de la cadena de transporte de electrones generan un
ΔμH+ a través de la membrana interna mitocondrial. Los complejos respiratorios son
proteínas de membrana y se encuentran en la membrana interna mitocondrial, la cual es
una gran área de superficie que se pliega en estructuras llamadas crestas que pueden
presentar desde una estructura tubular de 30 a 40 nm de diámetro hasta una forma
lamelar plana. Los complejos respiratorios se encuentran en las crestas de la membrana
interna mitocondrial. De manera tradicional, la interacción entre los diferentes complejos
se explica, mediante el llamado modelo del “mosaico fluido”, el cual considera a los
complejos entidades que flotan libremente en la membrana, y que la transferencia de los
electrones ocurre gracias a la difusión azarosa de los acarreadores móviles de electrones
(ubiquinol y citocromo c). Ésta es la versión que se recupera mayoritariamente en los
libros de texto, hasta ahora.
La contraparte al modelo del estado fluido es el llamado modelo del “estado sólido”, el
cual fue propuesto hace más de 50 años, y en el que se sugiere que los complejos
presentan interacción entre ellos, permitiendo que los sustratos se canalicen de una
enzima a la siguiente dentro de la vía. En la actualidad se tienen muchas evidencias que
apoyan el modelo del estado sólido. Los protocolos para purificar los diferentes
complejos han arrojado evidencias de co-purificación de los complejos; sin embargo,
esas observaciones fueron consideradas artificios y no una asociación entre los
complejos. Como consecuencia, la idea de una interacción entre las proteínas de la
cadena respiratoria fue dejada de lado por la comunidad científica durante muchos años.
Sin embargo, en el último decenio diferentes grupos de investigación han aportado
evidencias que sugieren que los complejos respiratorios se ensamblan en supercomplejos,
apoyando el modelo del estado sólido. Por ejemplo, en la levadura se ha demostrado, por
medio de la inhibición con antimicina A, que el complejo III y el IV se comportan como
una unidad funcional. Además, el análisis del control de flujo en las mitocondrias del
corazón de bovino ha demostrado la asociación entre los complejos I y III, aunque no el
IV, mientras que el complejo II es del todo independiente. Los supercomplejos pueden
ser aislados de la membrana si se solubilizan con un detergente suave como la digitonina.
Los primeros supercomplejos caracterizados de forma bioquímica fueron los de
Saccharomyces cerevisiae, que consistían en un dímero del complejo III y una o dos
copias del complejo IV, y los aislados de las mitocondrias de corazón de bovino, los
cuales están formados por una copia del complejo I, un dímero del complejo III, y más
de cuatro copias del complejo IV. Desde entonces, los supercomplejos de la cadena
respiratoria han sido encontrados en la bacteria Paracoccus denitrificans, en las
mitocondrias de hongos, en plantas superiores y en mamíferos. En esos estudios, la
estequiometria para los diferentes supercomplejos es: un monómero del complejo I, una
o dos copias del dímero del complejo III y varias copias del complejo IV. Hasta ahora, no
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se ha identificado la asociación del complejo II en los supercomplejos. Aunque los
estudios han aportado evidencias sobre la organización supramolecular de la cadena
respiratoria, los supercomplejos pueden ser una interpretación equivocada de agregados
inespecíficos producidos por la presencia del detergente. Sin embargo, con el uso de la
microscopía electrónica se ha obtenido información estructural de estos supercomplejos.
 
 
Figura 23-8. Estado redox en mitocondrias, en condiciones control y en presencia de inhibidores.
 
La proyección 2D de la estructura de los supercomplejos de tres diferentes organismos
(Saccharomyces cerevisiae, Arabidopsis thaliana y bovino) muestra una clara
asociación de los complejos respiratorios. Se tiene ya el mapa 3D de los supercomplejos
de bovino.
En los mamíferos el supercomplejo compuesto por el complejo I y el complejo III
(I1III2) tiene una masa molecular de ~1 500 kDa. A partir de la reconstrucción de las
imágenes 2D de microscopía electrónica de la tinción negativa del supercomplejo, se ha
propuesto que el complejo III está asociado con el brazo membranal del complejo I. El
supercomplejo constituido por el complejo I, el dímero del III y una copia del complejo
IV (I1III2IV1), con masa molecular de ~1 700 kDa,presenta mayor estabilidad que los
demás supercomplejos, además de ser el más abundante. Su estructura ha sido
determinada a partir de su tinción negativa, con resolución de ~36 Å, lo que ha permitido
determinar la orientación y ubicación de los complejos individuales. Tanto el complejo III
como el IV están asociados al brazo membranal del complejo I, y además están en
contacto entre sí (figura 23-9).
 
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Figura 23-9. Modelo hipotético de la estructura del supercomplejo I1III2IV1. La estructura de rayos X del
dímero del complejo III de bovino, el monómero del complejo IV y el citocromo c son filtrados a 20 Å. El
complejo III se muestra al centro y el complejo IV a la izquierda. El citocromo c, unido al complejo III, se
muestra en la parte inferior en el espacio intermembranal. El mapa de microscopía electrónica de la tinción
negativa del complejo I se muestra a la derecha. El sitio de unión de la ubiquinona en el complejo I y III se
muestra en el recuadro. Se ilustra el recorrido de los electrones desde el NADH hasta el O2 para producir agua.
Durante el flujo de los electrones ocurre la translocación de los H+ en cada uno de los complejos (flechas
verticales) desde la matriz hacia el espacio intermembranal, creando un gradiente electroquímico de H+ (ΔμH+)
que es usado por el complejo V (no mostrado) para producir ATP.
 
Se cree que el sitio de unión para la quinona del complejo I está en el brazo soluble que
protruye hacia la matriz mitocondrial, cerca de la conexión entre el brazo soluble y el
membranal.
En el complejo III, el sitio para la ubiquinona se localiza entre la proteína Rieske y el
citocromo b; asimismo, estas subunidades del complejo III están en contacto con el
complejo I, cerca de la conexión entre el brazo membranal y el soluble. Se ha sugerido
que la proximidad del sitio del complejo I donde se reduce la quinona, y el sitio en el
complejo III donde se oxida al UQH2, están próximos, lo que podría repercutir en una
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mayor velocidad del flujo de los electrones del complejo I al III a través de la Q.
Por otra parte, al parecer la región globular de la subunidad II del complejo IV
interactúa con el citocromo c; esta subunidad del complejo IV está orientada hacia el sitio
de unión del complejo III con el citocromo c. Con base en la información estructural
obtenida del mapa 3D, el sitio de unión para los acarreadores de los electrones (la
ubiquinona o el citocromo c) en cada complejo respiratorio está orientado hacia el sitio de
unión del complejo que le antecede en la cadena respiratoria. En este ensamble, ambos
acarreadores de electrones tienen que difundir cortas distancias entre los complejos
respiratorios, los que apoya la noción de un transporte de electrones más eficiente en los
supercomplejos, en contraposición del modelo del estado fluido, donde la transferencia
de los electrones depende del encuentro al azar de los componentes respiratorios.
No obstante, este modelo para el flujo de los electrones en los supercomplejos no
considera que el complejo III sólo sea activo como un dímero. Esta evidencia no es
compatible con la canalización del flujo de electrones entre el complejo I y el III.
Asimismo, los estudios de control de flujo han demostrado que los supercomplejos no
son la entidad funcional esencial de la cadena respiratoria; es decir, los complejos
respiratorios pueden flotar libres en la cresta mitocondrial y realizar así la transferencia de
los electrones y formar el ΔμH+ necesario para la síntesis del ATP. Además, se sabe que
hay una gran población de los complejos III y IV que no están incorporados a los
supercomplejos y que son activos en la mitocondria; esto indica que dicha estructura no
es la única unidad funcional de la cadena de transporte de electrones. De este modo, se
ha sugerido que la organización de los complejos respiratorios en supercomplejos
responde más a una característica de la arquitectura mitocondrial. Por otro lado, se ha
determinado que la presencia del complejo III y del IV es esencial para el ensamblaje y la
estabilidad del complejo I. En las mitocondrias de corazón de bovino, los supercomplejos
que contienen los complejos I, III y IV son más estables y activos que aquellos a los
cuales se les ha removido el complejo IV. Hasta ahora no se han identificado las
subunidades responsables de la formación de estas estructuras.
Además de los supercomplejos formados por los complejos respiratorios, se han
descrito los formados por el complejo V o la F1F0-ATP sintasa. Aunque se han
identificado diferentes oligómeros del complejo V, los más abundantes y estables son los
dímeros (V2). Se ha demostrado que estos dímeros pueden asociarse en un arreglo
helicoidal alrededor de la cresta mitocondrial, lo que ha permitido sugerir su participación
en la arquitectura de la cresta. El estudio de los oligómeros del complejo V de la levadura
revela la presencia de cuatro subunidades específicas de V2, la e, g, k y 8, las cuales no
son esenciales para la actividad del complejo y se asocian a la porción F0. Las mutantes
de las subunidades e y g no sólo impiden la formación de V2, sino que también alteran la
morfología de las crestas mitocondriales. En los mamíferos, se ha determinado la
participación de la proteína inhibidora (IF1) en la dimerización del complejo V (figura 23-
10).
 
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Figura 23-10. Modelo Del dímero de la ATP sintasa mitocondrial de bovino. La interfaz del dímero involucra las
subunidades e y g del sector F0. Se muestra la posible localización de la proteína inhibidora (IF1) y su
desplazamiento para permitir la rotación del tallo central durante la síntesis del ATP.
 
En fecha reciente se ha especulado que la curvatura de la cresta provocada por el arreglo
espacial del V2 repercute en un incremento del gradiente de pH a través de la membrana;
de esta forma, el propio complejo V podría optimizar su rendimiento al curvar las crestas
como trampas de protones. Más aún, se ha demostrado que la estabilidad de los
oligómeros de la F1F0-ATP sintasa afecta el potencial de membrana y pone de manifiesto
la hipótesis en que la F1F0-ATP sintasa tiene un cometido importante en la organización
de los microdominios donde se localiza la cadena respiratoria. Sin embargo, aún es
necesario realizar muchos experimentos para esclarecer cuál es la ventaja de la alta
organización oligomérica de la F1F0-ATP sintasa en la función bioenergética de la
mitocondria.
 
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Enzima ATP sintasa
La ATP sintasa (F1F0-ATPsintasa o Complejo V) es una enzima multimérica localizada
en la membrana interna de las mitocondrias, y se considera un nanomotor. De manera
estructural se ha definido que el dominio catalítico hidrofílico F1 está compuesto por las
subunidades α, β, γ, δ y ε, con una estequiometría 3:3:1:1:1, respectivamente, y que está
unido por un tallo central y uno periférico a un dominio hidrofóbico, embebido en la
membrana interna, conocido como F0 y formado por las subunidades a, b, c, d, e, F6 y
A6L. En términos funcionales, este nanomotor se divide en un rotor constituido por las
subunidades c del sector F0, y las subunidades γ y ε del sector F1, mientras que el estator
está formado por las subunidades a y b del sector F0 y las subunidades α y β del sector
F1 (figura 23-10).
Como se mencionó, los protones bombeados generan una diferencia de potencial, que
ahora se usa para la síntesis de ATP a partir de ADP y fosfato. El paso de los protones
desde el espacio intermembranal hacia la matriz mitocondrial produce la rotación de la
subunidad c del dominio F0 y el tallo del sector F1 formado por las subunidades γ y ε,
alrededor de la cual se encuentran localizadas las tres subunidades α y las tres
subunidades β, que tienen distinta conformación y diferentes afinidades para los
nucleótidos, impuestas por la asimetría del tallo central. Dos de las subunidades
catalíticas, βDP y βTP, se unen a ADP o ATP; sin embargo, la unión al sitio βDP es másfuerte y es en donde ocurre la catálisis. La tercera subunidad catalítica, conocida como
βE, es forzada por la curvatura del tallo central hacia una conformación abierta o vacía, y
tiene baja afinidad por los nucleótidos. Du rante la síntesis de ATP la rotación del tallo
central y las subunidades c del sector F0, en el sentido de las manecillas del reloj,
modifica la conformación de las subunidades β, y cada 360o de rotación se produce la
síntesis de tres moléculas de ATP. El mecanismo rotatorio de la F1F0-ATPasa puede
inhibirse por varios compuestos, por ejemplo, dos moléculas del antibiótico aurovertina B
se fijan de forma simultánea a las subunidades βE y βTP impidiendo su rotación. La
efrapeptina inhibe la rotación uniéndose a la subunidad βE. El antibiótico oligomicina
inhibe a la ATPasa impidiendo el paso de protones a través de la F0.
El inhibidor natural IF1 se une a la interfase catalítica entre βDP y las subunidades α y
b, con lo que se evita la rotación del tallo central y el flujo de los H+ hacia el interior
mitocondrial.
Como un dato interesante, debe mencionarse que estudios recientes han demostrado
por medio de anticuerpos monoclonales que las subunidades α y β de la F1 están
presentes en la superficie de células endoteliales de la vena umbilical y que sirven de
unión para la angiotensina, que es un fragmento proteolítico del plasminógeno y un
potente antagonista de la angiogénesis e inhibidor del factor de crecimiento tumoral.
 
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Fosforilación oxidativa
En 1940, Kalckar en Dinamarca y Belitzer en la entonces Unión Soviética descubrieron
que, cuando varios intermediarios del ciclo de Krebs eran oxidados por un extracto de
tejido, desaparecía el fosfato inorgánico y aparecía ATP. Estudios subsecuentes
demostraron que al ser inhibida la respiración por cianuro se bloqueaba la síntesis de
ATP. Se concluyó que la síntesis de ATP está acoplada a la oxidación de sustratos.
También en ese año, Belitzer encontró que el número de moléculas de ATP formadas por
átomo de oxígeno consumido era al menos de 2. Desde entonces, la relación entre ATP
sintetizado y oxígeno consumido se conoce como P/O. En 1943, mediante ingeniosos
experimentos, Severo Ochoa demostró que la relación P/O es igual a 3 cuando un
sustrato es oxidado por una enzima dependiente de NAD+. Loomis y Lipman, en 1948,
hallaron que la formación de ATP era inhibida por el 2,4-dinitrofenol, en tanto que la
respiración era estimulada. Lardy et al., en 1958, encontraron que el antibiótico
oligomicina inhibía la respiración asociada a la fosforilación del ADP y que el 2,4-
dinitrofenol era capaz de revertir tal inhibición. Estos experimentos sirvieron como base
para establecer hipotéticos intermediarios de alta energía y postular la “hipótesis
química”. En 1954, Chance y Williams utilizaron un espectrofotómetro de doble haz,
construido por el primero, para estudiar los puntos de mayor oxidación y reducción en la
cadena respiratoria al añadir distintos inhibidores (figura 23-8).
 
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Control respiratorio
Según Britton Chance, cuando las mitocondrias son suspendidas en un medio en el cual
existe una alta concentración de sustratos oxidables, fosfato y oxígeno, se encuentran en
un estado metabólico llamado estado 4 y la respiración es lenta. Al añadir ADP se induce
la síntesis de ATP y se incrementa la velocidad del transporte de electrones, y por lo
tanto el consumo de oxígeno; a este estado metabólico se le llama estado 3, y es el que
prevalece hasta que se consume el ADP añadido (figura 23-11).
 
 
Figura 23-11. Control respiratorio ejercido por el ADP. Los números al lado de los trazos indican el estado
metabólico mitocondrial.
 
A la relación entre el estado 3 y el 4 se le llama control respiratorio, y se deduce que
cuanto mayor sea su valor, mejor acopladas estarán las mitocondrias; esto es, el consumo
de oxígeno estará más acoplado a la síntesis de ATP. Si se considera la cantidad de ADP
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añadido en relación con la cantidad de oxígeno consumido, al valor resultante se le
denomina ADP/O. Se ha determinado que cuando se oxidan sustratos que entran en la
cadena respiratoria en el sitio uno de bombeo de H+ (complejo I), esto es, a nivel de
NADH, el valor de la relación ADP/O se aproxima a 2.5, y cuando se oxida succinato
(complejo II, el cual contiene un FAD y no bombea H+), el valor es cercano a 1.5; sin
embargo, en bacterias estos valores pueden ser de 3 y 2 ATP, respectivamente.
 
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Hipótesis quimiosmótica
Durante el periodo de 1961 a 1966, Peter Mitchell enfatizó que en las mitocondrias o los
cloroplastos no se llevaba a cabo la síntesis de ATP si no existía un espacio membranal
cerrado. Sugirió que durante el transporte de electrones, los protones eran transferidos
por los componentes de la cadena respiratoria a la parte externa de la membrana interna
mitocondrial. El gradiente de pH resultante (ΔpH) y el potencial eléctrico de membrana
(ΔΨ) servirían para que el complejo V formara ATP. Esta es la hipótesis
“quimiosmótica” de P. Mitchell. La distribución asimétrica de los protones a los lados de
la membrana interna da lugar a un ΔμH+. Este desequilibrio genera un poderoso impulso
para igualar la concentración de H+ a ambos lados de la membrana y volver al equilibrio,
esto es, que los protones regresen a la matriz. Lo anterior constituye la fuerza protón-
motriz, la cual, junto con la fuerza para igualar el potencial eléctrico establecido por la
desigual distribución de iones diferentes a los protones y situados a ambos lados de la
membrana interna mitocondrial, genera la energía necesaria para la síntesis de ATP.
Dos postulados principales sirvieron como base de esta hipótesis. El primero de ellos
fue que los componentes de la cadena del transporte de electrones deberían estar
orientados en la membrana interna de tal manera que el bombeo de H+ tuviera el mismo
sentido para favorecer la formación del gradiente de protones. Es decir, que el sitio
catalítico de las enzimas deshidrogenasas debería localizarse en la cara interna de la
membrana interna, en tanto que el sitio de liberación de protones se localizaría en la cara
externa de la membrana interna. El segundo postulado de la hipótesis fue que la
formación del gradiente de protones o eletroquímico debería estar acoplado a la síntesis
del ATP. En otras palabras, los H+ deben regresar hacia la matriz mitocondrial por el
sector transmembranal F0. El paso de los H+ asociados a las subunidades c del sector
membranal genera el giro del rotor (constituido por las subunidades c del sector F0 y las γ
y ε del sector F1), provocando el cambio conformacional del estator (principalmente de
las subunidades β del sector F1) y generando así ATP.
La hipótesis de Mitchell fue apoyada por diversos experimentos, entre los cuales
sobresalen tres. El primero, efectuado por Mitchell y Moyle, demostró que el flujo de
electrones en la cadena respiratoria está acoplado a la salida de H+ y que los
desacoplantes abaten ese gradiente de H+. El experimento consistió en dar un pulso de
oxígeno a una suspensión de mitocondrias que contenía en el medio de incubación un
sustrato oxidable, y detectar la concentración de H+ en el medio con un electrodo de pH
(figura 23-12).
 
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Figura 23-12. Formación de un gradiente de protones derivado del consumo de oxígeno. DNP se refiere al
desacoplante 2,4-dinitrofenol.
 
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La oxidación del sustrato, en presencia de oxígeno, produce un aumento en la
concentración de H+ fuera de las mitocondrias, la que disminuye conforme se consume
el oxígeno suplementado. Si se añade un desacoplante, los protones regresan con rapidez
al interior de la mitocondria a través de la membrana mitocondrial, pero sin que ocurra
síntesis de ATP (figura 23-12). Otro experimento importante fue el que demostró que, en
ausencia de sustratos, y con la adición de inhibidores de la cadena respiratoria, podíasintetizarse ATP al establecer un gradiente artificial de protones mediante la adición del
ionóforo valinomicina en un medio de incubación carente de potasio. Al añadir
valinomicina a las mitocondrias incubadas en un medio con pH ácido, el antibiótico vacía
las mitocondrias del contenido de K+ interno; esto crea un gradiente transmembranal
negativo en el interior, que hace que los protones penetren a través del complejo F0 y se
utilicen para la síntesis de ATP (figura 23-13).
 
 
Figura 23-13. Síntesis de ATP inducida por la formación de un gradiente negativo interno, causado por la salida
de K+ a través de la valinomicina.
 
Un experimento espectacular fue el efectuado por Racker y Stoeckenius en vesículas
de fosfolípidos de soya, reconstituidas con la F1F0-ATPasa de corazón de buey y la
enzima bacteriorrodopsina de Halobacterium halobium. Al aplicar un pulso de luz, la
bacteriorrodopsina transporta iones H+ al interior de la vesícula, que son extruidos a
través del sistema de la ATP sintasa. Si el medio externo contiene ADP y fosfato, se
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forma ATP (figura 23-14). Debe hacerse notar que el sistema carecía de las enzimas de la
cadena respiratoria.
 
 
Figura 23-14. Síntesis de ATP inducida por un gradiente de protones mediante un pulso de luz (indicado en la
figura como hv), en su sistema reconstituido.
 
 
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Desacoplamiento de la fosforilación oxidativa
Según la hipótesis quimiosmótica, la síntesis del ATP requiere que los H+ localizados en
el exterior mitocondrial regresen hacia la matriz, a través del segmento membranal F0 de
la ATP sintasa. Si los protones regresan por otra vía, el ΔΨ se abate sin que haya síntesis
de ATP. Existen compuestos que transportan protones a través de la membrana, llamados
protonóforos (figura 23-15); entre los más comunes están el 2,4-dinitrofenol (DNP) y el
carbonil-cianuro trifluoro-metoxifenilhidrazona (FCCP). Dado que la cadena respiratoria
se encarga de construir el potencial y el protonóforo de abatirlo, se establece una
competencia que da por resultado un aumento en la velocidad del consumo de oxígeno.
Lo anterior desconecta el transporte de electrones de la fosforilación del ADP, por lo que
se habla de un desacoplamiento, y a los compuestos que promueven éste se les llama
desacoplantes.
 
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Figura 23-15. Transporte de protones por desacoplantes a través de la fase lipídica membranal. Estructura
química de dos de ellos.
 
El gradiente de protones puede formarse también por la hidrólisis de ATP; de ahí que
los desacoplantes estimulen la hidrólisis de este metabolito, haciendo que la enzima F1F0-
ATPasa funcione en sentido contrario al de síntesis. De la facilidad con que un
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compuesto pueda ceder su protón y cruzar la membrana de manera desprotonada, con su
carga negativa deslocalizada, dependerá que tal compuesto sea un buen desacoplante.
Esto significa que su eficiencia guarda relación directa con su pK: cuanto mayor sea el
valor de su pK, tanto menor será la concentración del compuesto necesaria para que
desacople. Otra propiedad que deben tener los desacoplantes es la de ser solubles en la
fase hidrofóbica de la membrana. En otras palabras, los desacoplantes son ácidos débiles
incorporados a moléculas hidrofóbicas.
Como se dijo antes, el desacoplamiento de la fosforilación oxidativa puede provocarse,
de manera artificial, por la adición de compuestos acarreadores de H+. Sin embargo,
existe un mecanismo fisiológico de desacoplamiento, a cargo de una proteína localizada
en la membrana interna mitocondrial conocida como proteína desacoplante.
 
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Proteína desacoplante
La proteína desacoplante es un transportador de H+ que se expresa en varios tipos de
mitocondrias, en especial en los adipocitos de la grasa parda. Tiene mucha similitud con
el transportador de adenín-nucleótidos, su masa relativa es de 32 kDa y fija GTP con alta
afinidad, Kd = 3 a 6 μM; la unión del GTP bloquea el paso de H+ y favorece la
formación de un potencial transmembranal, negativo en el interior. Sin embargo, mientras
que la translocasa de ADP/ATP tiene como función el aporte de energía libre (en forma
de ATP) hacia el citoplasma, la proteína desacoplante, al devolver los protones externos
sin generar ATP, disipa la energía libre formada por la cadena respiratoria en forma de
calor. Este mecanismo fisiológico se emplea en la regulación de la temperatura corporal
conocida como termogénesis, que permite, sobre todo a los recién nacidos, mantener una
temperatura corporal adecuada.
 
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Transporte de metabolitos en las mitocondrias
La membrana interna mitocondrial es permeable selectivamente; es decir, el transporte de
ciertos metabolitos, aniones (figura 23-16) y cationes (figura 23-17), se lleva a cabo mediante
acarreadores específicos, algunos de los cuales han sido aislados y caracterizados.
 
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Figura 23-16. Transporte de metabolitos a través de la membrana interna. Abreviaturas: NEM, N-etilmaleimida;
ATR, atractilósido; CAT, carboxiatractilósido; BK, ácido bongkréquico; Pi, fosfáto inorgánico.
 
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Figura 23-17. Transporte de cationes a través de la membrana interna mitocondrial. Abreviatura: RR, rojo de
rutenio.
 
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Transporte de adenín-nucleótidos
El transporte de ADP y ATP a través de la membrana interna es realizado por la adenín-
nucleótido translocasa, proteína con peso molecular de 32 kDa que funciona como un
dímero. Cada monómero está constituido por 298 amino​ácidos; los estudios de
hidropatía sugieren que cruza seis veces la membrana interna. Del lado externo de la
mitocondria, o citosólico, la afinidad para el ADP es mayor que para el ATP. Su actividad
es inhibida por el atractilósido, el carboxiatractilósido o el ácido bongkrékico. Las
propiedades de asimetría de la translocasa fueron establecidas mediante el uso de estos
inhibidores. Los sitios de fijación para el carboxiatractilósido y el atractilósido se
encuentran en el lado citosólico del acarreador, en tanto que el sitio de fijación del ácido
bongkrékico se encuentra del lado interno de la mitocondria o lado de la matriz. En
condiciones fisiológicas, la translocasa recambia una molécula de ADPex por una de
ATPint. Debido a que el ADP tiene tres cargas negativas y el ATP cuatro, el intercambio
produce la salida neta de una carga negativa, lo que neutraliza la carga de un H+ del
ΔμH+. La KM es de 1 a 10 μM para el ADP y de 150 μM para el ATP; la mayor afinidad
por el ADP que por el ATP, añadidos en el lado externo de las mitocondrias, significa que
la translocasa está diseñada para transportar ADP hacia la matriz y, una vez fosforilado,
extraerlo en forma de ATP. La Vmáx para ADP o ATP es de 150 a 200 nmol/min/mg.
Este acarreador es el más abundante en la membrana interna y representa alrededor de
18% de las proteínas totales.
 
Transporte de fosfato
El transporte de fosfato es realizado por una molécula dimérica, y cada uno de los
monómeros tiene peso molecular de 33 kDa. Este sistema transporta también arsenato
con alta afinidad. La KM para el fosfato es de 2 μM en mitocondrias de corazón; el
sistema es inhibido por el reactivo para grupos sulfhidrilo, mersalil, a una concentración
de 12 nmol/mg de proteína; ello se debe a que el transportador tiene un grupo -SH en su
sitio activo. Este acarreador de fosfatos, al igual que la translocasa, cruza seis veces la
membrana interna.
 
Transporte de α-cetoglutarato
Al igual que el de ADP/ATP y el de fosfato, el transporte de α-cetoglutarato es realizado
por una proteína de 30 kDa con seis cruces hidrofóbicos que atraviesan la membrana
interna; su Vmáx es de 43 nmol/min/mg y su KM de 50 μM. Su actividad es inhibida por
N-etil maleimida.
 
Transporte de piruvato
El transporte de piruvato es dependiente de una proteína de membrana con un peso
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https://booksmedicos.orgmolecular de 28 a 32 kDa, que acumula el anión piruvato en cotransporte con un H+. Su
Vmáx es de 32 nmol/min/mg y su KM de 5 μM. La cinética de este transportador es
inhibida por mersalil, N-etilmaleimida y ácido 2-ciano-4-hidroxicinámico.
 
Transporte de aspartato y glutamato
Este transporte es responsabilidad de una proteína de 31 kDa que intercambia aspartato
por glutamato, cuya actividad es inhibida también por N-etilmaleimida. La Vmáx es de 9 a
30 nmol/min/mg de proteína y la KM de 4 mM. Esta proteína puede transportar también
glutamato, junto con un H+, hacia la matriz mitocondrial.
 
Transporte de ornitina
El transporte de ornitina hacia la matriz mitocondrial es necesario para la síntesis de urea.
En el interior de las mitocondrias, la ornitina fija carbamil-fosfato y es transformada en
citrulina, la cual abandona la mitocondria por un transportador específico. El transporte
de ornitina requiere un anión permeante, como el fosfato, para neutralizar la carga
positiva de la ornitina. Este metabolito también puede ser transportado por intercambio
con un H+; por lo tanto, es un transporte que no genera cargas eléctricas (es
electroneutro). Su Vmáx es de 8.3 nmol/min/mg y su KM de 1 mM. Debido a que
presenta un grupo tiol en su sitio activo, la cinética de este transportador es inhibida por
reactivos para grupos sulfhidrilo como el mersalil.
 
Transporte de ácidos grasos
La β-oxidación de los ácidos grasos ocurre en la matriz mitocondrial; por lo tanto, estos
metabolitos deben ser transportados a través de la membrana interna. Antes de su
transporte, los ácidos grasos son activados por la enzima acil-CoA sintetasa. A su vez, los
derivados acil-CoA formados son el sustrato de la enzima carnitina acil-transferasa I, que
fija el residuo acilo al hidroxilo de la carnitina en el espacio intermembranal y libera la
CoA. El complejo acil-carnitina es transportado hacia la matriz por un mecanismo de
difusión facilitada a cargo del acarreador acil-carnitina/carnitina; la Vmáx del transporte es
de 5 nmol/min/mg y la KM de 4.3 μM. El transporte de acil-carnitina es inhibido por
mersalil y N-etilmaleimida. En el interior mitocondrial el ácido graso es de nuevo activado
por la carnitina acil-transferasa II, que lo une a la CoA.
 
Transporte de ácidos tricarboxílicos
El sistema de transporte para citrato está constituido por un dímero; cada una de las
subunidades tiene peso molecular de 20 kDa. Este acarreador cataliza también el
intercambio de citrato por malato. La Vmáx para el transporte de citrato es de 338
μmol/min/mg de proteína, y su KM de 280 μM. Su actividad es inhibida por el ácido
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tricarboxibenceno.
 
Transporte de ácidos dicarboxílicos
El sistema para transporte de ácidos dicarboxílicos implica el intercambio de malonato,
malato y succinato, además de fosfato. Aunque este sistema no ha sido bien
caracterizado se han purificado tres proteínas con pesos moleculares de 28, 34 y 36 kDa.
La actividad de este transporte depende de la presencia de grupos -SH en su sitio activo,
ya que es inhibido por p-cloromercuribenzoato y mersalil. La Vmáx para el intercambio de
malato por succinato es de 136 nmol/min/mg, en tanto que la KM es de 5 mM. El
transporte de ácidos dicarboxílicos hacia dentro y fuera de la mitocondria es un
mecanismo indirecto que sirve para transportar equivalentes reductores, ya que la
membrana interna es impermeable tanto al NAD(P)H como a su forma oxidada.
 
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Transporte de cationes en las mitocondrias
 
Transporte de calcio
El transporte de calcio a través de la membrana interna mitocondrial se lleva a cabo
mediante tres mecanismos, un sistema uniportador para la entrada y dos
intercambiadores, para la salida un antiportador Ca2+/H+ y otro Ca2+/Na+ (figura 23-17).
La acumulación de calcio en la matriz depende de su gradiente electroquímico y del
establecimiento de un potencial negativo interno.
Este sistema de transporte no ha sido caracterizado; sin embargo, debido a que es
inhibido de manera selectiva por el rojo de rutenio con K0.5 de 30 nM, se propone que es
una glucoproteína. La KM para el calcio es de 1 a 100 μM y la Vmáx de 600
nmol/min/mg de proteína. En mitocondrias de tejidos excitables, el calcio sale de la
matriz mediante su intercambio por Na+ con estequiometria 1:2; en otro tipo de
mitocondrias, por ejemplo de hígado, el calcio sale por intercambio con un H+.
 
Transporte de potasio
El potasio penetra hacia la matriz mitocondrial a través de un uniportador específico que
es inhibido de manera competitiva por talio y Mg2+; la I0.5 para el Mg2+ es de 12 mM. El
transporte de este catión es estimulado por reactivos para grupos sulfhidrilo como el
mersalil. En la salida del potasio interviene un intercambiador K+/H+ que es sensible a
diciclohexil-carbodiimida.
 
Transporte de sodio
El transporte de entrada de sodio se lleva a cabo mediante dos mecanismos, uno a través
de un uniportador y otro por un intercambiador Na+/H+ (figura 23-17). La salida de sodio
también ocurre por un intercambio electroneutro Na+/H+. Este intercambiador ha sido
caracterizado y se sabe que es una proteína de 80 kDa.
El cuadro 23-3 resume las características de los diversos sistemas de transporte
localizados en la membrana interna mitocondrial.
 
Cuadro 23-3. Sistema de transportes específicos en las mitocondrias
Metabolito Proceso de transporte Inhibidor
Antiportadores
Fosfato Fosfato–/OH– Mersalil, NEM
ADP/ATP ADP3-/ATP4- ATR, CAT, BK
Tricarboxílicos Citrato/malato Tricarboxibenceno
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Discarboxílicos Malato/succinato Butilmalato
Malato Malato/fosfato Fenilsuccinato
Glutamato Glutamato/aspartato NEM
Ca2+ y Sr2+ Ca2+/H+ Rojo de rutenio
K+ y Na+ K+/H+ y Na+/H+ Mg2+
Uniportadores
Glutamato Glutamato Avenaciolida
Ca2+ y Sr2+ Ca2+ Rojo de rutenio, La3+
Ornitina Ornitina Mersalil, NEM
Abreviaturas: NEM, n-etilmaleimida; ATR, atractilósido; CAT, carboxiatractilósido; BK, ácido bongkréquico; Pi, fosfato inorgánico.
 
 
 
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Antibióticos ionóforos
Existe una amplia gama de este tipo de compuestos; algunos de ellos son producidos por
microorganismos y otros mediante síntesis química en el laboratorio. Los más
representativos son la valinomicina y la gramicidina, para cationes monovalentes y el
A23187 y X573-A o lasalócido, para cationes divalentes. En 1965, Pressman encontró
que la valinomicina y la gramicidina desacoplaban la fosforilación oxidativa cuando en el
medio de incubación existía K+ o Na+. Este desacoplamiento se debía a la acumulación
intramitocondrial de los cationes inducida por el antibiótico, de tal manera que la energía
se utiliza para el transporte de los cationes y no para la síntesis de ATP. Pressman acuñó
el término ionóforo, que significa acarreador de iones. Experimentos subsecuentes
demostraron que la valinomicina es un acarreador móvil que forma complejos con el K+,
pero no con el Na+, solubilizándolo en la fase lipídica de la membrana. La valinomicina
es un dodecapéptido cíclico en forma de dona, cuyo exterior es hidrofóbico en tanto que
su interior es hidrofílico con cargas negativas que sirven para unir al K+.
La gramicidina es un antibiótico no cíclico, decapéptido, que transporta sodio o potasio
formando túneles a través de la fase hidrofóbica de las membranas. Se sabe que dos
moléculas de gramicidina se disponen de forma helicoidal a través de la membrana para
la formación del túnel. Los compuestos A23187 y X537-A movilizan Ca2+ y Mg2+, entre
otros cationes divalentes. Son antibióticos carboxílicos no cíclicos ni peptídicos; el grupo
carboxilo es el sitio de unión para el catión. En los compuestos cíclicos, la selectividad
para los cationes es determinada por el radio iónico y el diámetro interno del antibiótico.
El movimiento de los cationes –ayudado por los ionóforos– a través de la membrana
interna mitocondrial se efectúa a favor de su gradiente de concentración y del
establecimiento de un potencial negativo interno.
 
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Síntesis de creatina fosfato
La actividad de la creatina fosfocinasa en las mitocondrias de músculo es relevante; su
concentración en plasma tiene gran valor diagnóstico y pronóstico. Esta enzima se
localiza en la cara externa de la membrana interna mitocondrial, donde fosforila a la
creatina usando al ATP que sale de la matriz por vía de la translocasa de adenín-
nucleótidos; debido a que el enlace fosfodiéster de la creatina fosfato es de alta energía
(ΔGo = -10.3 kcal mol-1) esta molécula sirve de reservorio de energía. La creatina
fosfocinasa asociada a las miofibrillas emplea a la creatina fosfato como sustrato para
producir ATP a partir de una fosforilación a nivel de sustrato que es utilizado durante la
contracción muscular. La concentración elevada de creatina fosfocinasa en plasma es una
prueba que determina la gravedad de una lesión isquémica en el miocardio.
 
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Procesos metabólicos mitocondriales alternos a la
fosforilación oxidativa
Si bien en general se acepta que la principal función de las mitocondrias es la producción
de energía en forma de ATP, en estos organelos subcelulares se llevan a cabo otras
funciones bioquímicas no menos importantes, como la formación de pregnenolona y la
hidroxilación de esteroides, así como el alargamiento de los ácidos grasos, la síntesis de
porfirina, la síntesis de citrulina y otras funciones descritas en el cuadro 23-4.
 
Cuadro 23-4. Procesos bioquímicos, distintos de la fosforilación oxidativa, en los cuales
participan las mitocondrias
Proceso Tipo de mitocondria
Síntesis de porfirina La mayoría de las mitocondrias
Síntesis de citrulina Hígado (precursor de la urea)
Lipogénesis Hígado (aporte de citrato)
Cetogénesis Hígado
Gluconeogénesis Hígado
Formación de pregnenolona Corteza adrenal, cerebro
Hidroxilación de esteroides Placenta, gónadas y glándula suprarrenales
Síntesis de proteínas La mayoría de las mitocondrias
Generación de calor Grasa café
Fosforilación de glucosa Cerebro (hexocinasa)
Regeneración de NAD+ Tejidos glucolíticos
Efecto Pasteur Tejidos glucolíticos
Efecto Crabtree Tejidos glucolíticos
Formación de la matriz ósea (fosfato de calcio) Osteocitos
 
 
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Genoma mitocondrial
El DNA mitocondrial (DNAmit) es una molécula circular de 16 569 pares de nucleótidos
que contiene la información suficiente para constituir 37 genes; 13 de ellos sirven para
codificar algunas proteínas de la CTE y del complejo V. De las 42 subunidades del
complejo I, el DNAmit codifica siete. Una proteína, de las nueve que forman el complejo
III, es codificada por este DNA, así como tres del complejo IV y dos de la ATP sintasa.
A últimas fechas se han identificado diversas enfermedades causadas por mutaciones
en el DNAmit. Estas enfermedades se vinculan con un amplio espectro de
manifestaciones clínicas, incluyendo ceguera, sordera, demencia, insuficiencia cardíaca y
renal, así como debilidad muscular.
Dos tipos de mutaciones por sustitución de aminoácidos dan lugar a dos clases de
fenotipos asociados con padecimientos oftalmológicos y neurológicos conocidos como
neuropatía óptica hereditaria de Leber y debilidad neurogénica muscular, ataxia y retinitis
pigmentosa. La neuropatía óptica hereditaria es una ceguera causada por destrucción del
nervio óptico, en la cual la visión central se pierde en ambos ojos, pero permanece
funcional la visión periférica. La mutación, el cambio de arginina por histidina, está
localizada en el nucleótido 11 778 y cambia el aminoácido 340 en la proteína ND4. Ocho
mutaciones adicionales pueden estar implicadas, pero es suficiente con la mutación en el
nucleótido 11 778 para la aparición del padecimiento.
La epilepsia mioclónica es causada por una mutación en el nucleótido 8 344. Las
manifestaciones clínicas de esta enfermedad van apareciendo de manera progresiva y
aumentan de manera secuencial desde aberraciones electrofisiológicas hasta ceguera,
demencia, insuficiencia respiratoria y cardiomiopatía. Es de hacer notar que la mayoría
de los padecimientos asociados a cambios en el DNA mitocondrial se presentan en
ancianos. Esto sugiere que a lo largo de la vida hay deleciones en el genoma
mitocondrial; por ejemplo, si se analiza el porcentaje de pérdidas en el nucleótido 4 977
contra la aparición de isquemia del miocardio, se observa que existe una relación lineal;
esto es, al aumentar la edad aumenta el número de microdeleciones en el DNAmit y por
ende el número de infartos. En estos casos, las mutaciones en el DNAmit afectan la
estructura de las subunidades de la citocromo oxidasa y por lo tanto el consumo de
oxígeno.
 
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Relevancia del estudio de la bioenergética en medicina
Existen múltiples ejemplos en los que una modificación del metabolismo energético
subyace entre las causas de un estado patológico. Algunos de estos ejemplos se
mencionan a continuación.
 
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Estrés oxidante
El estrés oxidante es causado por un desequilibrio entre la producción de especies
reactivas derivadas del oxígeno (ROS) y la capacidad de un sistema biológico de
destoxificar de manera rápida las ROS o reparar el daño que éstas producen en
fosfolípidos y proteínas membranales. En el ser humano, el estrés oxidante está
involucrado en el envejecimiento y algunas afecciones como diabetes y las enfermedades
de Parkinson y Alzheimer. También se considera que está vinculado con enfermedades
cardiovasculares, ya que la oxidación de las LDL es precursora de placas ateromatosas
en el endotelio vascular. Sin embargo, las especies reactivas pueden resultar benéficas, ya
que son utilizadas por el sistema inmune para destruir organismos patógenos. Los
principales sitios productores de ROS están en los complejos I y III de la cadena de
transporte de electrones de las mitocondrias. Las especies reactivas son: anión superóxido
(•O2-), radical hidroxilo (•OH), peróxido de hidrógeno (H2O2) y peroxinitrito (OONO-).
Otras enzimas capaces de producir superóxido son xantina oxidasa, NADPH oxidasa y
citocromo P450. Metales como hierro, cobre, cromo, vanadio y cobalto son capaces de
catalizar reacciones que producen ROS. Las reacciones más importantes son la de
Fenton y la reacción de Haber-Weiss, que dan lugar a la formación de radicales hidroxilo
y peróxido de hidrógeno. Los antioxidantes celulares mejor estudiados son las enzimas
superóxido dismutasa, catalasa y glutatión peroxidasa.
 
Cuadro clínico
Cáncer
El fenotipo más común de las células cancerosas es su alta velocidad glucolítica. Por muchos años se creyó que la respiración
mitocondrial estaba inhibida y por lo tanto no competía de manera eficiente con la glucólisis por el ADP y el fosfato. Sin embargo,
las mitocondrias de las células cancerosas tienen una fosforilación oxidativa normal, aunque el contenido de mitocondrias por célula
es menor con relación a las células normales. Por lo tanto, en cierto sentido, la respiración en las células tumorales es menor. Por
otra parte, se ha demostrado que las mitocondrias de células malignas tienen DNA anormal (dímeros concatenados), lo que sugiere
cierta participación del aparato genético mitocondrial en la carcinogénesis.
Deficiencia vitamínica
La deficiencia de riboflavina produce efectos inhibitorios en la respiración mitocondrial, ya que algunas de las enzimas que
contienen FAD como grupo prostético se encuentran en la cadena respiratoria.
Hipertermia maligna
La inhalación de anestésicos volátiles, como el halotano, puede desencadenar esta patología, caracterizada por una notable elevación
de la temperatura. Se sugiere que puede ser causada por la acumulación masiva de calcio en las mitocondrias.
Hipotiroidismo e hipertiroidismo
En la bibliografía biomédica abundan los informes que señalan efectos de las hormonas tiroideas en la estructura y función de las
mitocondrias. Entre ellos están: a) desacoplamiento de la fosforilación oxidativa; b) estimulación de la síntesis de proteínas
mitocondriales; yc) aumento de la permeabilidad inespecífica al Ca2+.
Estudios sobre el crecimiento de mitocondrias
Una de las maneras en que las mitocondrias reaccionan a los trastornos metabólicos es aumentando su tamaño. Por ejemplo, se han
encontrado mitocondrias gigantes, >10 μm, en hepatocitos de ratas sometidas a una dieta deficiente en riboflavina o vitamina D. Se
han observado también mitocondrias gigantes en casos de microencefalia, diabetes y desnutrición.
Fibrosis quística
Esta enfermedad genética, mortal en el primer decenio de la vida, se caracteriza, entre otras muchas anomalías, por aumento
excesivo del calcio en las mitocondrias aisladas de fibroblastos de pacientes con fibrosis quística. La acumulación masiva de calcio
inhibe la fosforilación oxidativa.
Autoanticuerpos contra mitocondrias
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Las enfermedades autoinmunitarias producen anticuerpos contra antígenos localizados en diferentes tejidos. Se han estudiado de
forma amplia los anticuerpos dirigidos contra la cardiolipina, el fosfolípido característico de la membrana interna de las
mitocondrias del corazón, así como los anticuerpos dirigidos contra el transportador de adenín nucleótidos. La presencia de estos
anticuerpos inhibe el transporte de electrones en la cadena respiratoria y el intercambio de ADP por ATP.
 
 
El papel de los radicales libres derivados del oxígeno como
promotores de cáncer
Las mitocondrias participan en una amplia variedad de importantes procesos fisiológicos.
Además de ser generadores de energía en forma de ATP a través de la fosforilación
oxidativa, participan en la regulación del proceso apoptótico sirviendo de gatillo en la
generación de moléculas que inician el proceso de muerte celular. El estrés oxidativo
resulta de un imbalance entre la producción de ROS y la disminución en la actividad de
los mecanismos de defensa como lo son la superóxido dismutasa y el glutatión.
Los radicales libres derivados del oxígeno (ROS) tienen una doble función en el
metabolismo celular, tienen efectos deletéreos y benéficos. Está bien establecido que en
el interior de las células los ROS actúan como mensajeros en algunas cascadas de
señalización en particular activan a AP-1 y al factor nuclear NF-κ β que llevan a la
expresión de genes involucrados en la proliferación celular y que causan el
mantenimiento del fenotipo en células cancerosas, además los ROS pueden también
inducir senescencia celular y apoptosis, por lo cual actúan como especies
antitumorogénicas. Esto se observa de manera preponderante en las células cancerosas
en comparación de las células normales. Este desbalance se relaciona con una
estimulación oncogénica. La mutación del DNA por una lesión oxidativa que produce 8-
hidroxi guanina es un paso crítico en el proceso de iniciación en la oncogénesis.
 
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Transición de la permeabilidad y apoptosis
Durante un proceso de isquemia (disminución del aporte sanguíneo en un tejido, por
ejemplo el corazón), el tratamiento inmediato es restablecer el flujo sanguíneo y por ende
la oxigenación tisular. Este procedimiento se efectúa mediante el implante de un tubo
(llamado endoprótesis o stent) en la coronaria o bien mediante la instalación de un puente
arterial. Si bien estos procedimientos oxigenan de nuevo al miocardio, la entrada abrupta
del oxígeno produce la formación de ROS y un estrés oxidativo que se conoce como
daño por reperfusión. El blanco principal de las ROS son las mitocondrias, las cuales de
manera simultánea acumulan cantidades masivas de calcio. Lo anterior provoca que en
las mitocondrias se abra un poro transmembranal inespecífico, y como resultado la
permeabilidad selectiva se transforma en no selectiva; este proceso se conoce como
transición de la permeabilidad (figura 23-18).
 
 
Figura 23-18. Poro inespecífico transmembranal. HK = hexocinasa; ANT = adenín-nucleótido translocasa; Cit c
= citocromo c; CD = ciclofilina D; CiA = ciclosporina A; CK = creatina cinasa; VDAC = canal iónico dependiente
de voltaje (del inglés voltage dependent anion channel).
 
El poro inespecífico es un complejo proteínico formado por diferentes proteínas, entre
ellas la adenín-nucleótido translocasa, porina o VDAC y ciclofilina D; también se han
propuesto como formadoras del poro otras proteínas, por ejemplo la hexocinasa
mitocondrial y la creatina fosfocinasa. Este poro es activado por el carboxiatractilósido,
inhibidor de la translocasa de ADP/ATP, e inhibido de manera selectiva por el
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inmunosupresor ciclosporina A. La apoptosis (figura 23-19), o muerte celular programada,
es indispensable para el desarrollo normal de un organismo. Sin embargo, puede
contribuir a exacerbar procesos patológicos.
 
 
Figura 23-19. Vías apoptósicas externa y mitocondrial.
 
Existen una vía extrínseca y una vía intrínseca para la inducción de la apoptosis. Las
mitocondrias están involucradas en la vía intrínseca a través de la transición de la
permeabilidad. La sobrecarga de Ca2+ es el gatillo que dispara esta vía. Al abrirse el poro
inespecífico se libera el citocromo c; la liberación de esta proteína a través de la
membrana externa mitocondrial se lleva a cabo por un poro formado por la
oligomerización de las proteínas de la familia Bcl-2, como Bax y Bak. Estas proteínas
son determinantes para controlar la vida y muerte celulares; algunos de sus miembros,
como Bcl-2 y BcI-X, inhiben la apoptosis, mientras que otros, como Bax y Bak, la
inducen. El citocromo c es liberado de la mitocondria debido al proceso de transición de
la permeabilidad y una vez en el citoplasma activa un complejo proteínico llamado
apoptosoma, que a su vez activa a las caspasas efectoras como la caspasa 3, lo que
desencadena las últimas fases de la apoptosis. La vía mitocondrial puede conectarse
también con la vía de receptores de muerte, ya que una vez activada la caspasa 8 por
dichos receptores, activa la proteína Bid, lo que provoca la apertura del poro de
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transición mitocondrial. La apoptosis también es estimulada por las proteínas
SMAC/DIABLO (segundo activador mitocondrial de caspasas/inhibidor directo de la
proteína apoptótica IAPS), liberadas de la mitocondria. Al inhibirse la IAPS, que es una
proteína que inhibe la activación de la procaspasa 3, se estimula la apoptosis.
 
Agradecimientos
Los autores agradecen a la Biol. Exp. Sofía Olvera Sánchez y la M. en C. Mercedes
Esparza Perusquía por la lectura y corrección del texto.
 
Preguntas de reforzamiento
Experimentalmente se puede aislar a las mitocondrias y estudiar la fosforilación oxidativa por medio del uso de inhibidores. El
medio de reacción contiene un osmoregulador, magnesio, fosfato, el sustrato oxidable que se menciona en cada pregunta. Responda:
1 ¿Qué ocurre en las mitocondrias al adicionar succinato y ADP al medio?
2 ¿Qué ocurre si se emplea succinato y carboxiatractilósido?
3 ¿Qué ocurre si se emplea succinato, rotenona y se adiciona ADP?
4 ¿Qué ocurre si se emplea una mezcla de glutamato-malato, oligomicina y se adiciona ADP?
5 ¿Qué ocurre si se emplea glutamato-malato, 2, 4-dinitrofenol y se adiciona ADP?
6 ¿Qué ocurre si se emplea succinato, cianuro y se adiciona ADP?
a) Hay síntesis de ATP
b) No hay síntesis de ATP
Respuestas: 1. a, 2. b, 3. a, 4. b, 5. b, 6. b.
 
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