Seminario 3 TÉCNICAS DE COLECTA Y TINCION DE PARASITOS

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Práctica 3. TÉCNICAS DE COLECTA Y TINCIÓN DE PARÁSITOS
❖ Objetivos
● Aprender a realizar una colecta de material parasitario de animales de
experimentación
● Utilizar, practicar y analizar las diferentes técnicas de tinción utilizadas para el
módulo de parasitología
● Identificar el tipo de parásito perteneciente de cada una de las muestras
obtenidas y procesadas en la práctica
❖ Fundamento teórico
➢ Clasificación de parásitos con base al órgano que afectan
Un parásito es un organismo que vive en otro organismo llamado huésped, y
con frecuencia lo daña. Depende de su huésped para sobrevivir, es decir, no
puede vivir, crecer y multiplicarse. Por esta razón, rara vez mata al huésped,
pero puede propagar enfermedades, y algunas de ellas pueden ser fatales.
Los parásitos, a diferencia de los depredadores, suelen ser mucho más
pequeños que su anfitrión y se reproducen a un ritmo más rápido. Los
parásitos varían ampliamente. Alrededor del 70 por ciento no son visibles al
ojo humano, como el parásito de la malaria, pero algunos gusanos parásitos
pueden alcanzar más de 30 metros de longitud. En cuanto a los órganos que
afectan se clasifican en: Ectoparasitos y Endoparasitos
What to know about parasites [Internet]. Brighton UK: Medical News Today;
16 Febrero 2018 [Citado 13 feb 2022]. Disponible en:
https://www.medicalnewstoday.com/articles/220302#what-is-a-parasite
Los ectoparásitos son patógenos que generalmente infectan solo las capas
superficiales de la piel. Aunque el término ectoparásitos puede incluir
artrópodos chupadores de sangre temporalmente, como los mosquitos, este
término se usa generalmente de manera más estricta para referirse a
patógenos como garrapatas, pulgas, piojos, moscas parasitarias y ácaros
que se adhieren a la piel y permanecen allí durante períodos de tiempo
relativamente largos.
Entre las ectoparasitosis hay una familia de enfermedades de importancia en
la salud pública denominadas enfermedades epidérmicas parasitarias de la
piel. Las enfermedades parasitarias en este grupo tienen la característica de
que en las interacciones parásito-huésped se limitan a las capas superiores
de la piel. Son frecuentes en entornos de escasos recursos y se asocian con
una importante morbilidad.
Ectoparasitósis [Internet]. Washington DC; Organización Panamericana de la
salud; [Citado 13 feb 2022]. Disponible en:
https://www.paho.org/es/temas/ectoparasitosis
https://www.medicalnewstoday.com/articles/220302#what-is-a-parasite
Los parásitos que viven dentro del huésped se denominan endoparásitos y
son de dos formas: parásitos intercelulares y parásitos intracelulares. Los
parásitos intercelulares son aquellos que habitan los espacios del cuerpo del
huésped. Los parásitos intercelulares son endoparásitos que viven dentro de
la célula del huésped. Ejemplos de parásitos intercelulares son los
nematodos , las tenias y otros helmintos. Los helmintos viven en el intestino
de sus anfitriones. Ejemplos de parásitos intracelulares son el protozoario
Plasmodium , el agente causante de la malaria .
➢ Técnicas de preparación de muestras para ser teñidas y observadas :
■ en fresco
La preparación en fresco es ideal para la observación de
microorganismos o de tejidos biológicos que requieren ser hidratados.
Si la muestra es líquida colocamos unas gotas de la muestra en el
centro del portaobjetos con la ayuda de una pipeta.
Si la muestra es sólida colocamos primero unas gotas de agua o de
solución salina sobre el portaobjetos y a continuación un fragmento
de la muestra con la ayuda de unas pinzas.
Sujetando el cubreobjetos por dos de sus lados, apoyamos otro de
sus lados sobre el portaobjetos de modo que forme un ángulo de
aproximadamente 45 grados. A continuación podemos soltar con
cuidado el cubreobjetos de modo que quede colocado sobre el líquido
que hemos depositado anteriormente. (Mediante este procedimiento
se evita la formación de burbujas dentro de la muestra.
En caso de que hayan aparecido burbujas entre el portaobjetos y el
cubreobjetos será necesario repetir el procedimiento anterior.)
En caso de que haya un exceso de líquido alrededor del cubreobjetos
podemos eliminarlo mediante papel absorbente.
Las preparaciones en fresco mantienen la hidratación durante un
periodo de aproximadamente 30 minutos.
Si se requiere mantener la muestra hidratada durante un espacio de
tiempo más largo pueden sellarse los bordes del cubreobjetos con
vaselina. En este caso se evita la evaporación del líquido durante
unas horas o incluso unos días.
https://www.mundomicroscopio.com/preparacion-de-muestras/#:~:text
=La%20preparaci%C3%B3n%20en%20fresco%20es,la%20ayuda%2
0de%20una%20pipeta.
Un frotis de gota gruesa es una gota de sangre en un portaobjetos.
Los frotis de gota gruesa son muy útiles para detectar la presencia de
parásitos, porque examinan una muestra más grande de sangre. (A
menudo hay pocos parásitos en la sangre al tiempo de la realización
de la prueba).
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https://www.mundomicroscopio.com/preparacion-de-muestras/#:~:text=La%20preparaci%C3%B3n%20en%20fresco%20es,la%20ayuda%20de%20una%20pipeta
Un frotis de gota fina es una gota de sangre que se desparrama por
un área grande del portaobjetos. El frotis de gota fina ayuda a los
médicos a descubrir qué especie de paludismo está causando la
infección.
■ gota gruesa
Un frotis de gota gruesa es una gota de sangre en un portaobjetos.
Los frotis de gota gruesa son muy útiles para detectar la presencia de
parásitos, porque examinan una muestra más grande de sangre. (A
menudo hay pocos parásitos en la sangre al tiempo de la realización
de la prueba).
Coloque una gota pequeña de sangre al centro de la laminilla
pre-limpiada y etiquetada.
Utilizando la esquina de otra laminilla o de un palillo aplicador,
distribuya la gota en un patrón circular hasta que alcance el tamaño
de 1.5 cm2 de diámetro.
Una preparación de gota gruesa de la densidad adecuada, es aquella
que cuando se coloca (húmeda) sobre un papel periódico, permite
que se lean las letras con dificultad.
Coloque las laminillas en un lugar plano para que se sequen
completamente (¡protegidas del polvo e insectos!). Cuando los frotis
no están secos (y/o el frotis es muy grueso), se separan de las
laminillas durante el proceso de tinción. El riesgo se incrementa
cuando se utiliza sangre con anticoagulante. A temperatura
ambiente, el secado puede tomar varias horas, 30 minutos como
mínimo, en este último caso se debe manejar la laminilla con mucha
delicadeza durante la tinción. Usted puede acelerar el proceso
utilizando un ventilador o una secadora de pelo (con aire frío). Proteja
la preparación de gota gruesa en los ambientes calientes para evitar
que haya una fijación por calor.
No fije los frotis con metanol o calor. Si se retardara la tinción del
frotis, sumerja brevemente el frotis de gota gruesa en agua para
hemolizar los eritrocitos.
■ frotis delgado
Los frotis delgados consisten en una capa de sangre distribuida en tal
forma que va decreciendo gradualmente hasta hacer una orilla tipo
pluma de ave. En la parte final del frotis, las células se distribuyen en
una capa única, sin tocarse unas a otras.
¡Prepare cuando menos dos frotis por paciente!
Coloque cerca de la parte esmerilada una gota pequeña de sangre en
una laminilla pre-limpiada y etiquetada.
Tome otra laminilla y colóquela en un ángulo de 30-45° arriba de la
gota, permitiendo que la sangre se distribuya a lo largo del punto de
contacto entre las dos laminillas.
Rápidamente presione la laminilla superior (distribuidora) hacia la
porción final de la laminilla de abajo, el extremo sin esmerilar.
Asegúrese que el frotis presente una orilla como pluma de ave. Esto
se logra colocando una cantidad de sangre correcta y con la técnica
de distribución de la misma.
Permitaque el frotis delgado seque. (Seca mucho más rápido que la
preparación de gota gruesa, y presenta menor riesgo de
desprenderse porque será fijada.)
Fije los frotis sumergiéndolos en metanol absoluto.
➢ impronta (en qué tipos de órganos es recomendable aplicarla)
La impronta se realiza aplicando una porción del tejido obtenido por biopsia
sobre una porta; parte de las células del tejido quedarán adheridas al vidrio y
podrán, tras la fijación y tinción, estudiarse como si se tratase
de un frotis
Para realizar una impronta, se procede a cortar con bisturí una pequeña
porción de un órgano (tamaño máximo como medio terrón de azúcar), se
seca bien una de las superficies sobre papel absorbente con el fin de eliminar
sangre y líquidos tisulares y luego, con delicadeza, se impregna la muestra
sobre el portaobjetos haciendo presión. Se fijan y se tiñen como un frotis
sanguíneo.
Es útil en la mayor parte de órganos de consistencia blanda, huecos o
esponjosos
➢ Técnicas de colecta de parásitos exo y endoparásitos en diferentes
especímenes (peces, aves, sapos, conejos, cerdos y reses)
Disección de peces para la colecta de parásitos
1. Se introduce el pez en la cubeta de disección y se observa detenidamente para
identificar exopárasitos que puedan encontrarse en las escamas, primero por
observación directa y después con la ayuda de una lupa
2. Después se procede a cortar el opérculo y observar en el interior las branquias.
3. Se realiza un corte rectangular en un lado del pez; cortando la aleta pectoral. Desde el
arranque de dicha aleta y siguiendo una línea recta, se corta hasta la altura del ano.
Después se realiza un corte vertical hasta llegar al ano. Luego, desde el ano
paralelamente al primer corte hasta llegar a la altura de la base de la aleta pectoral.
4. Finalmente, se realiza un corte vertical, y se retira el trozo de musculatura, quedando a
la vista las vísceras del pez.
Colecta de ectoparásitos en peces
Los parásitos que sean localizados deben ser removidos o colectados con la ayuda de
estiletes o pinceles y colocados en una placa petri que contengan una solución salina para
posteriormente ser fijados. Esto debe realizarse teniendo especial cuidado de no malograr
el órgano de fijación del parásito, el cual tiene importancia taxonómica. Asimismo, se deben
examinar las branquias y aletas.
Colecta de parásitos de superficie corporal y branquias sin sacrificar a los peces
- Para peces pequeños recién capturados: De no ser posible el sacrificio de los peces, se
pueden colocar en un recipiente con poco volumen de agua y adicionar formalina
comercial al 5% durante dos horas. Si existen parásitos fijados a la superficie corporal o
branquias de los peces, con este método, se desprenderán, yendo para el fondo del
recipiente. Posteriormente, se retira al pez y se toman muestras del líquido del fondo y
se observa en estereoscopio o microscopio, para verificar la presencia de los parásitos.
También se puede sostener a los peces con una pinza, colocando por debajo un
recipiente. Para la colecta de los parásitos se debe bañar a los peces con agua a 65° C
utilizando una pipeta. Dejar reposar por unos minutos y colectar los parásitos del
sedimento.
Para peces de grande porte: Raspar la superficie del cuerpo de los peces, lavándola con el
agua caliente. Colectar el líquido, producto del lavado en un recipiente plástico. Dejar
sedimentar, retirando el líquido de la superficie y conservando el sedimento. Adicionar al
frasco formol 4% o etanol 96%
https://repositorio.iiap.gob.pe/bitstream/20.500.12921/393/1/Murrieta_Libro_2019.pdf
Colecta de endoparásitos en peces
Colecta de Helmintos y Pentastómidos
En términos generales, se recomienda el uso de pinzas blandas para la manipulación de los
parásitos; de no poseerlas, use pinzas que sean lo más suaves posibles. En el caso de los
parásitos diminutos, tales como algunas especies de céstodos o larvas de cualquier grupo,
se recomienda que se colecten usando una pipeta de vidrio con pera de goma, para así no
dañar a los helmintos. El uso de formalina representa una limitante si deseamos realizar
estudios moleculares. http://www.scielo.org.pe/pdf/agro/v8n4/a02v8n4.pdf
Para colectar tremátodos digenéticos, es necesario examinar diferentes partes y órganos
del pez, como el tegumento, la vejiga natatoria y órganos del tracto digestivo, son
analizados minuciosamente. En caso de encontrar parásitos enquistados, los quistes deben
ser rotos con ayuda de estiletes finos para así liberar al parásito. Cada órgano interno es
colocado individualmente en una placa Petri con solución salina a 0.65% o con agua
destilada. La musculatura de los peces es examinada utilizando un negatoscopio, retirando
los parásitos encontrados.
https://repositorio.iiap.gob.pe/bitstream/20.500.12921/393/1/Murrieta_Libro_2019.pdf
Para el caso de los nematodos, los especímenes se colocan en una solución salina al 0,9%
para mantenerlos vivos por un corto período de tiempo y facilitar la remoción del detritus
presente sobre su superficie. Luego se aplica agua cercana al punto de ebullición
directamente a la placa Petri, lo cual causará la muerte del parásito y hará que éste quede
casi o completamente recto. A continuación, los nematodos se colocan inmediatamente en
https://repositorio.iiap.gob.pe/bitstream/20.500.12921/393/1/Murrieta_Libro_2019.pdf
http://www.scielo.org.pe/pdf/agro/v8n4/a02v8n4.pdf
https://repositorio.iiap.gob.pe/bitstream/20.500.12921/393/1/Murrieta_Libro_2019.pdf
formalina 4% para su fijación por algunas horas, y luego se depositan en alcohol al 80%
para su preservación.
https://www.researchgate.net/publication/341106525_Colecta_preparacion_e_identificacion_
de_parasitos
Los acantocéfalos son algo más complejos de tratar, ya que pueden formar nódulos de gran
tamaño. En dichas situaciones, y debido al gran valor taxonómico de la probóscide, se debe
trabajar bajo una lupa estereoscópica y con la ayuda de pinzas finas para removerla
cuidadosamente evitando su ruptura y la pérdida de sus ganchos. Una vez removido el
helminto completo, se coloca en una solución salina 0,9% a baja refrigeración (~4°C)
durante toda la noche.
https://www.researchgate.net/publication/341106525_Colecta_preparacion_e_identificacion_
de_parasitos
Colecta de endoparásitos en aves
Para los protozoos gastrointestinales, es suficiente la colecta de muestras fecales. Las
cuales son usualmente tomadas del suelo en los recintos de las aves, las heces deben ser
almacenadas en recipientes de plásticos y bolsas de nylon, debidamente identificadas, para
su análisis y cuidando la temperatura de estas para evitar su degradación.
https://www.redalyc.org/pdf/636/63681205.pdf
Parásitos sanguíneos, como Haemoproteus, Plasmodium, y Leucocytozoon. Las muestras
de sangre son colectadas utilizando agujas 26G 3/8 intradermal con las cuales se pincha la
vena ulnar ubicada debajo del ala del animal, una vez se muestra exposición de sangre, se
coloca un capilar, con el cual se colecta la sangre y se coloca una pequeña gota del fluido
en uno de los lados de un portaobjeto limpio, cerca de la orilla, para proceder a realizar el
frotis sanguíneo y observarlo al microscopio.
http://portal.amelica.org/ameli/jatsRepo/215/2151040001/html/index.html
Colecta de ectoparásitos en aves
En el caso de protozoarios bucales, como Trichomonas gallinarum, se utiliza un hisopo que
debe colocarse inmediatamente en suero tibio o en un medio de cultivo adecuado para su
posterior caracterización. La muestra sólo puede ser colectada de un animal vivo, ya que
estos protozoarios son muy lábiles y mueren inmediatamente tras el deceso del
hospedador.
Para Artrópodos ectoparásitos, se realiza ave una revisión minuciosa del plumaje,
levantando las plumas de las diferentes zonas del cuerpo. Los parásitos encontrados se
colectan cuidadosamente con pinzas entomológicas. Otra alternativa es buscar
directamente en los nidos, aunque se debe aclarar que no todos los insectos que se
colecten en estos sitios son ectoparásitos, pueden estar alimentándosede restos de
plumas, excremento o restos de alimento del ave, entre otras cosas.
http://sea-entomologia.org/PDF/GeneraInsectorum/GE-0056.pdf
https://www.researchgate.net/publication/341106525_Colecta_preparacion_e_identificacion_de_parasitos
https://www.researchgate.net/publication/341106525_Colecta_preparacion_e_identificacion_de_parasitos
https://www.researchgate.net/publication/341106525_Colecta_preparacion_e_identificacion_de_parasitos
https://www.researchgate.net/publication/341106525_Colecta_preparacion_e_identificacion_de_parasitos
https://www.redalyc.org/pdf/636/63681205.pdf
https://www.redalyc.org/pdf/636/63681205.pdf
http://portal.amelica.org/ameli/jatsRepo/215/2151040001/html/index.html
http://portal.amelica.org/ameli/jatsRepo/215/2151040001/html/index.html
http://sea-entomologia.org/PDF/GeneraInsectorum/GE-0056.pdf
http://sea-entomologia.org/PDF/GeneraInsectorum/GE-0056.pdf
Colecta de endoparásitos en sapos
Se realiza la disección del sapo siguiendo los siguientes pasos:
- Sacrificar al animal
- Fijar las extremidades del sapo
- Se realiza una incisión en la cloaca, que debe ser entre las piernas traseras.
- Utilizando unas tijeras, y a partir de la incisión realizada, se realizan dos cortes: uno
en dirección de la cabeza y otro en dirección de la cola.
- Después se realizan cortes transversales justo por dentro de los brazos y piernas,
que deben conectar con un corte lateral hacia arriba en dirección al estómago.
- Finalmente, se tira suavemente de la piel y se corta la membrana peritoneal para
dejar expuestos los órganos
Una vez realizada la disección del sapo, se observan detenidamente los órganos con ayuda
de una lupa. Después se retiran los órganos más frecuentemente afectados, como: hígado,
riñón, pulmón, bazo, tejido subcutáneo, hueso/médula ósea, piel, serosa celómica e
intestino. Asimismo, se revisan las mucosas de los órganos, ya lavados, con el fin de
detectar a aquellos helmintos adheridos a la mucosa o por debajo de ella.
https://www.clinvetpeqanim.com/img/pdf/2025110247.pdf
Colecta de ectoparásitos en conejos
Se realiza una inspección minuciosa en el pelaje del animal. Si hay ácaros presentes, estos
deben ser en colectados directamente del animal utilizando pinzas entomológicas
Colecta de endoparásitos en cerdos
Colecta de sangre en vena cava anterior en cerdos de más de 20 kilos.
Se debe estar de pie, se pude usar una cuerda o bozal en el hocico para retener la cabeza
hacia adelante y levantada. Para la técnica, es preferible ubicarse en el lado derecho o
frente al cerdo. Se identifica una depresión en la piel en área localizada craneal al manubrio
del esternón, lateral a la línea media, a nivel de la oreja. Identifique la parte más profunda
de la depresión. Se desinfecta el área con un algodón y alcohol. Y se procede a colocar la
aguja sobre la piel en un ángulo de 60 a 90 grados. Se introduce la aguja hacia arriba, y se
retraer lentamente hasta encontrar el vaso. Una vez encontrado el vaso, obtener la cantidad
deseada de sangre para su análisis.
http://medicinaveterinariaydezootecnia.bogota.unal.edu.co/fileadmin/FVMZ/Servicios/bioetic
a/Pro_autorizados/002_Protocolo_toma_muestra_sangre_en_cerdos.pdf
Colecta de heces en cerdos y vacas:
1. Se mete la mano dentro de una bolsa de polietileno de pared delgada para guardar las
heces. También, las muestras se pueden obtener mediante el uso de guantes quirúrgicos ya
que tienen la ventaja de ser desechables y poder utilizarse como contenedor y transporte de
la muestra.
2. Se lubrica el guante o la bolsa.
https://www.clinvetpeqanim.com/img/pdf/2025110247.pdf
http://medicinaveterinariaydezootecnia.bogota.unal.edu.co/fileadmin/FVMZ/Servicios/bioetica/Pro_autorizados/002_Protocolo_toma_muestra_sangre_en_cerdos.pdf
http://medicinaveterinariaydezootecnia.bogota.unal.edu.co/fileadmin/FVMZ/Servicios/bioetica/Pro_autorizados/002_Protocolo_toma_muestra_sangre_en_cerdos.pdf
http://medicinaveterinariaydezootecnia.bogota.unal.edu.co/fileadmin/FVMZ/Servicios/bioetica/Pro_autorizados/002_Protocolo_toma_muestra_sangre_en_cerdos.pdf
3. Se introducen dos o tres dedos por el recto y se masajea el mismo, para estimular la
defecación.
4. Una vez que se tocan las heces con los dedos, éstas se presionan hacia arriba y se deja
que el animal expulse las heces
5. Finalmente se rotula la muestra para identificarla.
La cantidad de materia fecal a enviar depende de la especie animal y la(s) prueba(s). En en
pequeños rumiantes 30 g, en conejos una muestra de 15 g por jaula. En ratones, aves de
ornato y serpientes por lo menos tres gramos. En pollo de engorda, los parásitos se
detectan generalmente durante la necropsia de la mortalidad diaria.
https://papimes.fmvz.unam.mx/proyectos/manual_parasitologia/Manual_baja.pdf
➢ Fijación (gelatina, formalina, PVA, Shaudin, MIF, AFA, PAF, glicerol-gelatina)
Fijar un tejido es preservar sus características morfológicas y moleculares lo más parecidas
posibles a las que poseía en estado vivo.
https://inimec.conicet.gov.ar/perfusion-y-fijacion/
GELATINA
La fijación con gelatina es una técnica utilizada para poder fijar una muestra a la superficie
de un cubreobjetos debido a su capacidad adhesiva, para ello se utiliza una mezcla de
gelatina y alumbre de cromo y potasio que debe calentarse a 60°C hasta disolución y
posterior filtración. Esta técnica permite almacenar muestras a 4-8°C durante varios días.
Los alumbres son sales dobles que contienen grandes cantidades de uniones con agua. Los
más comunes son los sulfatos alumínico y potásico (alumbre potásico), sulfato alumínico
amónico (alumbre amónico), sulfato férrico amónico (alumbre hierro), y sulfato crómico
potásico (alumbre cromo).
En el caso de la práctica de laboratorio se utiliza fenol y glicerol en lugar de alumbres, éstos
componentes ayudan a que la gelatina no se deshidrate por completo y pueda conservar
sus propiedades adhesivas al momento de uso.
1. Técnicas. Protocolos y recetas. Portas adhesivos Atlas de Histología Vegetal y Animal [Internet].
Mmegias. 2019 [citado 11 de febrero del 2022]. Disponible en:
https://mmegias.webs.uvigo.es/6-tecnicas/protocolos/p-portas-gelatina.php
FORMALINA
La formalina es formol comercial en solución acuosa con gas de formaldehído al 39-40% y
posee un buen poder de penetración y difusión en las estructuras, además facilita la
https://papimes.fmvz.unam.mx/proyectos/manual_parasitologia/Manual_baja.pdf
https://papimes.fmvz.unam.mx/proyectos/manual_parasitologia/Manual_baja.pdf
https://inimec.conicet.gov.ar/perfusion-y-fijacion/
https://mmegias.webs.uvigo.es/6-tecnicas/protocolos/p-portas-gelatina.php
coloración posterior de los componentes celulares y tisulares. Este tipo de fijación permite
preservar protozoos(no trofozoitos), huevos y larvas de helmintos durante meses.
2. [Internet]. Fcb.uanl.mx. [citado 11 de febrero del 2022]. Disponible en:
http://www.fcb.uanl.mx/www/images/Parasitologia_Clinica_Manual_de_Laboratorio/manpara
part3.pdf
La acción realizada por la formalina se basa en un proceso conocido como reticularización
de las proteínas la cual es consiste en la formación de enlaces covalentes entre las
proteínas del tejido que se anclan al citoesqueleto, esto debido a los rompimientos de los
puentes de hidrógeno de la estructura helicoidal de las mismas proteínas.
De manera general puede decirse que la formalina forma un complejo lipídico que preserva
proteínas para mantener el glucógeno debido a que no las precipita, no altera la miscibilidad
de la albúmina y previene el endurecimiento que provocan los alcoholes.
3. FLOREZ SIERRA A, CASTRO MORENO C. CITOHISTOLOGÍA [Internet]. Bogotá, Colombia; 2020
[citado 11 de febrero del 2022]. Disponible en:
https://repositorio.fucsalud.edu.co/bitstream/handle/001/1044/Conocimiento%20sobre%20la%20t%C
3%A9cnica%20de%20fijaci%C3%B3n%20de%20muestras%20anatomopatol%C3%B3gicas%2Cpor
%20parte%20del%20personal%20que%20labora%20en%20una%20Instituci%C3%B3n%20prestador
a%20de%20servicios%20de%20salud%2C%20HSJ.pdf?sequence=1&isAllowed=y
PVA
El PVA o alcoholpolivinilico fija y preserva, principalmente los trofozoítos y quistes de
protozoarios, por tiempo muy prolongado sin modificación importante de su morfología.
El alcohol polivinílico es un polímero hidrofilico cuyas soluciones concentradas acuosas son
capaces de gelificar per se con la formación de una red espacial no-covalente bajo
almacenamientos prolongados. Los enlaces intermoleculares más comunes en el arreglo
espacial son los enlaces de hidrógeno entre los grupos (-OH) de cadenas de polímero
vecinas. A temperatura ambiente las soluciones de PVA gelifican de una manera pobre, sin
embargo cuando estas soluciones son sometidas a la influencia de un proceso de
congelamiento - descongelamiento la gelificación se hace intensa dando por resultado un
gel elástico altamente estable.
La referencia anterior
SHAUDINN
Este tipo de fijación es de gran utilidad para conservar la morfología de los trofozoítos y
quistes de protozoarios. Este fijador se fundamenta en la precipitación de los materiales de
proteína.
Amebiosis, diagnóstico de laboratorio parte III una lección de auto-aprendizaje [Internet].
Mcdinternational.org. [citado 11 de febrero del 2022]. Disponible en:
https://www.mcdinternational.org/trainings/malaria/spanish/DPDx/HTML/PDF_Manuals/amebiasis3.pd
f
https://repositorio.fucsalud.edu.co/bitstream/handle/001/1044/Conocimiento%20sobre%20la%20t%C3%A9cnica%20de%20fijaci%C3%B3n%20de%20muestras%20anatomopatol%C3%B3gicas%2Cpor%20parte%20del%20personal%20que%20labora%20en%20una%20Instituci%C3%B3n%20prestadora%20de%20servicios%20de%20salud%2C%20HSJ.pdf?sequence=1&isAllowed=y
https://repositorio.fucsalud.edu.co/bitstream/handle/001/1044/Conocimiento%20sobre%20la%20t%C3%A9cnica%20de%20fijaci%C3%B3n%20de%20muestras%20anatomopatol%C3%B3gicas%2Cpor%20parte%20del%20personal%20que%20labora%20en%20una%20Instituci%C3%B3n%20prestadora%20de%20servicios%20de%20salud%2C%20HSJ.pdf?sequence=1&isAllowed=y
https://repositorio.fucsalud.edu.co/bitstream/handle/001/1044/Conocimiento%20sobre%20la%20t%C3%A9cnica%20de%20fijaci%C3%B3n%20de%20muestras%20anatomopatol%C3%B3gicas%2Cpor%20parte%20del%20personal%20que%20labora%20en%20una%20Instituci%C3%B3n%20prestadora%20de%20servicios%20de%20salud%2C%20HSJ.pdf?sequence=1&isAllowed=y
https://repositorio.fucsalud.edu.co/bitstream/handle/001/1044/Conocimiento%20sobre%20la%20t%C3%A9cnica%20de%20fijaci%C3%B3n%20de%20muestras%20anatomopatol%C3%B3gicas%2Cpor%20parte%20del%20personal%20que%20labora%20en%20una%20Instituci%C3%B3n%20prestadora%20de%20servicios%20de%20salud%2C%20HSJ.pdf?sequence=1&isAllowed=y
MIF
La solución merthiolate-iodo-formaldehido (MIF) tiñe y preserva todos los trofozoitos y
estadios de parásitos intestinales. La desventaja es que el iodo es inestable. Se utiliza una
parte de heces y 10 partes de MIF. La muestra preservada se emplea en frotis directos.
2. [Internet]. Fcb.uanl.mx. [citado 11 de febrero del 2022]. Disponible en:
http://www.fcb.uanl.mx/www/images/Parasitologia_Clinica_Manual_de_Laboratorio/manpara
part3.pdf
AFA o FAA
El fijador Ácido acético - Formol - Alcohol se emplea normalmente en la fijación de tejidos
vegetales. Aunque no preserva muy bien el citoplasma es un buen fijador para conservar
las estructuras vegetales.
Como todo alcohol, el etanol tiende a deshidratar y contraer el tejido en cierto grado. Esto
puede evitarse agregando una cantidad pequeña de ácido acético glacial (~ el 5% del
volumen total). Las ventajas de AFA incluyen la penetración rápida y completa del tejido por
el formaldehído, la posibilidades de almacenamiento prolongado, y un equilibrio de la
contracción/expansión producidas por el alcohol y el ácido Además, el formaldehído es un
fijador de no-coagulación que une químicamente componentes celulares, teniendo en
cuenta la preservación de la estructura. Las desventajas incluyen la toxicidad del
formaldehído.
5. Ruzin S. Consejos para preservar tejidos [Internet]. Plone site.[citado 11 de febrero del
2022]. Disponible en:
https://plantscience.psu.edu/research/labs/roots/methods/metodologia-de-investigacion/exa
minando-la-anatomia-fina-de-la-raiz/consejos-para-preservar-tejidos
DATO:
Los fijadores no coagulantes actúan creando un gel que hace que la penetración de las
soluciones posteriores sea difícil. Debido a que los fijadores no coagulantes no permiten
una buena penetración de los reactivos aplicados después de la fijación, Baker consideraba
a estos fijadores inferiores para la impregnación e inclusión en parafina. Para usar después
de un fijador no coagulante, los medios de infiltración o inclusiones que no fueran parafina
funcionaban mejor.
http://morfoudec.blogspot.com/2008/11/accin-fijacin-segn-carson.html#:~:text=Los%20fijador
es%20no%20coagulantes%20act%C3%BAan,las%20soluciones%20posteriores%20sea%2
0dif%C3%ADcil.&text=Para%20usar%20despu%C3%A9s%20de%20un,no%20fueran%20p
arafina%20funcionaban%20mejor.
http://morfoudec.blogspot.com/2008/11/accin-fijacin-segn-carson.html#:~:text=Los%20fijadores%20no%20coagulantes%20act%C3%BAan,las%20soluciones%20posteriores%20sea%20dif%C3%ADcil.&text=Para%20usar%20despu%C3%A9s%20de%20un,no%20fueran%20parafina%20funcionaban%20mejor
http://morfoudec.blogspot.com/2008/11/accin-fijacin-segn-carson.html#:~:text=Los%20fijadores%20no%20coagulantes%20act%C3%BAan,las%20soluciones%20posteriores%20sea%20dif%C3%ADcil.&text=Para%20usar%20despu%C3%A9s%20de%20un,no%20fueran%20parafina%20funcionaban%20mejor
http://morfoudec.blogspot.com/2008/11/accin-fijacin-segn-carson.html#:~:text=Los%20fijadores%20no%20coagulantes%20act%C3%BAan,las%20soluciones%20posteriores%20sea%20dif%C3%ADcil.&text=Para%20usar%20despu%C3%A9s%20de%20un,no%20fueran%20parafina%20funcionaban%20mejor
http://morfoudec.blogspot.com/2008/11/accin-fijacin-segn-carson.html#:~:text=Los%20fijadores%20no%20coagulantes%20act%C3%BAan,las%20soluciones%20posteriores%20sea%20dif%C3%ADcil.&text=Para%20usar%20despu%C3%A9s%20de%20un,no%20fueran%20parafina%20funcionaban%20mejor
PAF
El Fenol- alcohol- formol o PAF es útil para quistes y trofozoítos de protozoos, huevos y
larvas de helmintos. El material puede examinarse solo en el fijador o en colorante Azure A
o tionina, pudiéndose conservar hasta 6 meses sin que haya deterioro alguno.
2. [Internet]. Fcb.uanl.mx. [citado 11 de febrero del 2022]. Disponible en:
http://www.fcb.uanl.mx/www/images/Parasitologia_Clinica_Manual_de_Laboratorio/manpara
part3.pdf
Nota: Las muestras pueden ser materias fecales frescas fijadas inmediatamente en fijador
de Schaudinn o materia fecal conservada en PVA, SAF o MIF. Con una fijación adecuada, el
material de base generalmente toma un color verde ya que los protozoarios tienen un
citoplasma que va del verde azulado al púrpura y la cromatina nuclear y cuerpos de
inclusion se tiñen de color rojo a rojo púrpura. Conservación – métodos físicos y químicos
➢ Conservación métodos físicos y químicos
En el manejo de los productos biológicos es donde va a radicar el éxito o fracaso de un
diagnóstico en enfermedades parasitarias. Es necesario seguir ciertos lineamientos
preestablecidos para cada producto ya que las muestras mal recolectadas,
inadecuadamente conservadas y con mucho tiempo después de haber sido obtenidas, no
servirán para observaciones y estudios posteriores, e inclusive pueden conducir a
resultados erróneos o falsos.
MATERIA FECAL
● Físicos: conservación a temperaturas bajas (10°C) en refrigerador, lo cual permite
que las muestras puedan ser examinadas de 24-28 hrs después de ser evacuadas.
○ Las muestras diarréicas no deben tardar más de 1h en examinarse.
● Químicos: permiten la conservación durante una mayor cantidad de tiempo sin que
las formas parasitarias se destruyan,
○ Formalina al 10%, Se disuelven 10 ml de formaldehido en 90 ml de agua de
la llave y se guarda en frascos con tapón hermético no metálico.
○ Formalina al 5%, se indica para muestras cuyo contenido parasitario se
desconoce.
○ Solución de merthiolate-yodo-formaldehido (MIF). Esta solución preservadora
que a la vez fija y tiñe quistes y trofozoitos de protozoos intestinalesy huevos
y larvas de helmintos
○ Fijador de Fenol, alcohol y formol. Esta solución conserva adecuadamente
trofozoitos y quistes de protozoos, así como huevos y larvas de helmintos. El
material previamente preservado con PAF se puede utilizar para hacer
lecturas inmediatas con y sin tinción temporal.
○ Fijador de Schaudinn.Este fijador es excelente para conservar todos los tipos
de formas parasitarias, trofozoitos, quistes , huevos y larvas.
○ · Fijador de alcohol polivinílico (PVA) Sirve para conservar y fijar todos
los tipos de formas parasitarias.
EXPECTORACIÓN
Debe recogerse muestras de esputo si se sospecha parasitación por Paragonimus
mexicanus, Strongiloides stercolaris, Pneumocystis carinii; estas muestras se recomiendan
analizar de manera inmediata.
● Química: formaldehído al 10%
ORINA Y EXUDADOS VAGINAL Y URETRAL
La orina se recolecta, para la búsqueda de Trichomonas vaginalis, la primera de la mañana
y de preferencia la primera parte de la micción.
● Conservación: colocar la muestra con 1 mL de solución salina isotónica.
SANGRE
Cuando la sangre va a ser transportada de un lugar a otro y se corre el riesgo de
descomposición, se utiliza azida de sodio como conservador, en el caso que no exista el
problema de la descomposición, se utilizará solamente el anticoagulante.
Químicos: Anticoagulantes
● Mezcla de oxalatos. La solución de oxalatos es un excelente y muy económico
anticoagulante, de uso universal.
● Citrato. Se pueden utilizar citratos de sodio o potasio, dan prácticamente los mismos
resultados que los oxalatos, también son muy económicos.
● EDTA. Es excelente porque las muestras no se alteran prácticamente en volúmen.
● Heparina.Se conserva el volúmen de la muestra.
● Desfibrinación. El inconveniente es que se pierden grandes volúmenes de sangre
desfibrinada en el coágulo junto con las perlas de vidrio.
6. RECOLECCION, MANEJO Y CONSERVACION DE PRODUCTOS BIOLOGICOS
[Internet]. Parasitología General. 2008 [citado 11 de febrero del 2022]. Disponible en:
https://para1.wordpress.com/2008/10/13/recoleccion-manejo-y-conservacion-de-productos-b
iologicos/?fbclid=IwAR07cYo3kpShBE58VEJXpbB0fvwP76N6Fqh2_02Hxi1tuS1JMzxHu7N
Qqno
➢ Tinción (Giemsa, Wright)
Una tinción utiliza colorantes que tienen la capacidad de unirse a estructuras celulares y
brindar color, esto con la finalidad de evidenciar la presencia de algunos microorganismos y
también de diferenciar estructuras. Existen categorías de tinciones de entre las cuales se
encuentran:
● Simples: Usan un solo colorante, por ende los organismos y estructuras no
reaccionan de manera distinta. Se utiliza principalmente para la observación de
tamaño, forma y agrupación de células. Ej: Azul de lactofenol, tinta china, azul de
metileno, fucsina diluida, tionina fenicada, azul de toluidina, safranina y cristal
violeta.
● Compuestas: Utilizan 2 o más colorantes por lo cual puede llegarse a visualizar más
de un solo color en la muestra y permite diferenciar entre estructuras de un
microorganismo.
Las tinciones compuestas utilizadas para ésta práctica son la de Giemsa y Wright. La tinción
de Giemsa se emplea en muestras hematológicas (frotis delgados y gruesos) con la
finalidad de identificar parásitos (protozoarios de la sangre y los tejidos), espiroquetas,
levaduras y hongos (Chlamydia); además proporciona evidencia morfológica y estructural
de los microorganismos anteriormente mencionados.
Llop Hernández A, Valdés-Dapena Vivanco M, Zuazo Silva J. Microbiología y Parasitología Médica.
1st ed. La Habana, Cuba: Editorial Ciencias Médicas; 2001.
La tinción de Giemsa se basa en la distinta afinidad de las distintas estructuras de los
microorganismos con los colorantes empleados:
● Azur A, B y el azul de metileno se encargan de colorear en azul violáceo a el
núcleo a nivel de la cromatina del plasmodio o de otros protozoario
● La eosina proporciona color rojo-naranja al citoplasma.
MORA GUEVARA J, FLORES CABRERA Y, MARROQUÍN SEGURA R, MARQUES DOS SANTOS
M. MANUAL DE MICROBIOLOGÍA GENERAL II [Internet]. Ciudad de México, México: UNAM; 2020
[citado 11 de febrero de 2022]. Disponible en:
https://www.zaragoza.unam.mx/wp-content/Portal2015/Licenciaturas/qfb/manuales/20Manual_Micobi
ologia_General2.pdf
Las reacciones que proporcionan color se deben a la disociación controlada de las sales de
eosinato que ocurre por la mezcla del preparado de Giemsa en agua destilada.
Las coloraciones con Giemsa pueden tener un rango de variación en las tonalidades debido
a que el azul de metileno y sus derivados oxidados (Azur A y B) son metacromáticos,
pueden presentar variaciones en de azules pálidas, azules oscuras, lila y púrpura en el caso
de las estructuras ácidas. En cambio la Eosina siendo un colorante ácido se une a
estructuras básicas de las células y como es en el caso de una muestra sanguínea la
hemoglobina y algunos otros gránulos serán teñidos con éste colorante.
Gil M. Tinción de Giemsa: fundamento, materiales, técnica y usos [Internet]. Lifeder. 2018[citado 11
de febrero de 2022]. Disponible en https://www.lifeder.com/tincion-de-giemsa/
En cuanto a la tinción de Wright se sabe que es tipo Romanowsky, proporciona información
sobre anormalidades en las células sanguíneas, en éste método se utilizan la combinación
de los siguientes colorantes:
● Azul de metileno y sus productos oxidantes colorea a los agrupamientos de
ácidos nucléicos, las proteínas de los núcleos celulares y el citoplasma
inmaduro reactivo
● Eosina Y o eosina B, actúan sobre los agrupamientos básicos de las
moléculas de hemoglobina y proteínas básicas.
MORA GUEVARA J, FLORES CABRERA Y, MARROQUÍN SEGURA R, MARQUES DOS SANTOS
M. MANUAL DE MICROBIOLOGÍA GENERAL II [Internet]. Ciudad de México, México: UNAM; 2020
[citado 11 de febrero de 2022]. Disponible en:
https://www.zaragoza.unam.mx/wp-content/Portal2015/Licenciaturas/qfb/manuales/20Manual_Micobi
ologia_General2.pdf
Los componentes causantes de una variación en la coloración en la tinción de Wright son el
azul B y la eosina Y. El efecto observado dependerá del enlace de los colorantes a las
estructuras químicas y a las interacciones del azul B y la eosina Y.
4. Gil M. Tinción de Wright: fundamento, materiales, técnica y usos [Internet]. Lifeder. 201[citado 11
de febrero de 2022]. Disponible en: https://www.lifeder.com/tincion-de-wright/
NOTAS:
Acerca de los colorantes: Los ácidos y las bases libres son, en general, poco solubles, por
lo que en microbiología llamados colorantes básicos contienen un catión coloreado unido a
un anión incoloro y los ácidos constan de un catión incoloro unido a un anión coloreado.
Sobre las muestras: En frotis delgados teñidos puede identificarse diferencias morfológicas
de protozoarios, mientras que en gota gruesa la tinción de Giemsa se utiliza en escasez de
parásitos o cuando en frotis delgados los resultados son negativos.
➢ Montaje
a) Protozoarios
● Montaje húmedo directo: Se usa principalmente para observar las características
morfológicas de los protozoarios y detectar la movilidad de los mismos en su forma de
trofozoito. El frotis directo se prepara con una pequeña cantidad (una gota) de materia
fecal entre porta y cubre, no debe ser ni mayor porque resultaría demasiado espesa para
el exámen, ni menor porque disminuiría la posibilidad de encontrar parásitos
b) Helmintos
El medio de montaje por excelencia es el balsamo de Canada, una resina natural que se
obtiene a partir de Abies balsámica y que se diluye comúnmente en solvente como el xilol,
tolueno o benceno. Los tres solventes son tóxicos
Características destacables del bálsamo de Canadá: Transparencia, un índice de refracción
muy próximo al del vidrio de los portaobjetos y cubreobjetos (1.5) y su durabilidad
Existen resinas sintéticas útiles como medios de montaje para microscopia, pero su
durabilidad es cuestionable
➢ Observación
El microscopio óptico es el instrumento más importante, que debe tener una óptica
excelente, debe mantenerse limpio y sin rayones en las lentes, utilizar el papel de lente
adecuadopara su limpieza y una fuente de luz eléctrica. No se debe olvidar de tener a
mano repuestos de los focos.
● El microscopio se prefiere binocular sobre todo cuando el uso es prolongado y debe
tener: Oculares de 10X
● Objetivos de 4.5X, 10X, 40X y 100X
La observación se realiza utilizando un objetivo de 10x aumento y ante un elemento
sospechoso se examina con 40x aumento.
Para poder observar con más detalle la morfología de los protozoarios (especialmente los
núcleos) se puede hacer un montaje húmedo coloreado, colocando una gota de colorante
en el borde del portaobjeto o se prepara un nuevo montaje
➢ Identificación
Parásitos de Importancia médica:
● Ectoparásitos
Se encuentran en la superficie del huésped, generalmente causan daño físico o fisiológico
permanente o temporal. Por ejemplo, artrópodos como garrapatas, ácaros, piojos y larvas
de moscas causantes de miasis cutáneas, pueden ser hematófagos o histiofagos
Garrapata
Acaro
Piojo Larva
● Endoparásitos
Parásito que habita en cavidades internas, tejidos o células del huésped los cuales pueden
ser:
1) Extracelulares. Crecen y se reproducen en cavidades intercelulares del huésped; por
ejemplo, cestodos y algunos nemátodos.
a) Protozoos: Son microscópicos y unicelulares, como la Giardia spp, el
Toxoplasma gondii, la Isospora spp, la Leishmania spp y la Babesia spp
Giardia ssp Toxoplasma gondii Babesia spp
b) Cestodos: Son lombrices planas o tenias, como el Taenia taeniformis y el
Dipylidium caninum.
Taenia taeniformis Dipylidium caninum
c) Nematodos: Son lombrices redondas, los más habituales son el Toxascaris
leonina, el Toxocara cati, el Ancylostoma tubaeforme y la Dirofilaria immitis.
Toxascaris leonina
Dirofilaria inmintis
2) Intracelulares. Crecen y se reproducen en el interior de la célula.
https://www.ecured.cu/Toxoplasma_gondii
3) Erráticos. Se encuentra en una localización no habitual. Ejemplos, Fasciola hepatica
en tejido subcutáneo, ventrículos cerebrales, o región orbitaria; Ascaris lumbricoides
y Enterobius vermicularis en riñones y conductos biliares
Tipos de muestra Parásitos
Sangre Hemoparasitos extra/intra eritrocitarios
(Plasmodium, Trypanosoma y Leishmania)
Ectoparásito Garrapata, piojos, ácaros y larvas
Heces fecales Parásitos intestinales
Sólidas Huevos y/o quistes nematodos
Líquidas Trofozoitos y quistes
Tejidos T- solium, Anisakis, Giardia, Enterobius y
Cryptosporidium
Orina y exudados Trichomonas vaginalis
Los trofozoitos y quistes de protozoarios, huevos o larvas de helmintos y ooquistes de
Isospora belli pueden ser identificados en el frotis directo. Los ooquistes de Cryptosporidium
difícilmente son observados, salvo en grandes infecciones, al igual que las esporas de
Microsporidium que son muy pequeñas y de forma semejante a restos en materia fecal
➢ Reactivos empleados y fundamentos
- Giemsa: mezcla de tiacínicos catódicos, como el azur A, B y azul de metileno
La tinción de Giemsa emplea como colorante fundamental, una mezcla de tiacínicos
catódicos, como el azur A,B y azul de metileno, que colorean el núcleo, mientras que
la eosina se usa para coloración citoplasmática, estas sustancias están disueltas en
alcohol metílico. Su fundamento está en la disociación controlada de las sales de
eosinato, que ocurre por la mezcla de Giemsa con agua destilada. La cromatina
nuclear adopta la tinción azul violácea algo distinta a la habitual para los colorantes
tiacínicos y que recibe la denominación de efecto Giemsa.
https://biblioteca-farmacia.usac.edu.gt/Tesis/QB1069.pdf
- Wright:contiene azul de metileno y sus productos de oxidación, así como eosina Y o
eosina B
La tinción se fundamenta en la relación de las características ácido-base de los
componentes del reactivo de Wright con los componentes celulares.La eosina es un
compuesto ácido cuya propiedad está basada en su polaridad negativa, lo que le permite
enlazarse con constituyentes celulares de carga positiva. Mientras que el azul de metileno
es un colorante básico que tiñe los componentes celulares ácidos.
https://www.medigraphic.com/pdfs/invdis/ir-2014/ir141b.pdf
https://biblioteca-farmacia.usac.edu.gt/Tesis/QB1069.pdf
https://www.medigraphic.com/pdfs/invdis/ir-2014/ir141b.pdf
■ Solución salina isotónica
La disolución isotónica es aquella en la cual el soluto que se concentra es idéntico por
dentro y por fuera de la membrana de la célula. Debido a esto, la presión osmótica es igual
en este tipo de disolución que en los líquidos que la conforman, además de que no modifica
la densidad de las células.
https://www.sciencedirect.com/topics/nursing-and-health-professions/isotonic-solution
■ Formaldehído
■ Alcohol etílico al 95%
El etanol produce un efecto deshidratante, lo que puede ser útil para hacer más visibles las
anulaciones o las hendiduras naturales de los nematodos.
http://sinavef.senasica.gob.mx/CNRF/AreaDiagnostico/DocumentosReferencia/Documentos/
ManualesGuias/Manuales/Manual%20Preservación%20Nematodos%20PUB%20V1.pdf
■ Ac. acético glacial
El ácido acético neutraliza el efecto de encogimiento causado por la formalina. Conserva la
cromatina. Retrae los tejidos. Es más un conservante que un fijador.
http://sinavef.senasica.gob.mx/CNRF/AreaDiagnostico/DocumentosReferencia/Documentos/
ManualesGuias/Manuales/Manual%20Preservación%20Nematodos%20PUB%20V1.pdf
■ Agua destilada
■ Azul de cresilo en solución salina
■ Azul de metileno en solución salina
■ Amortiguador de fosfatos pH 6.8 (Fosfato de sodio monoácido,
Fosfato de sodio diácido)
■ Glicerina
■ Solución de AFA*
■ Gelatina*
■ Etanol al 50% y 70%
■ Xilol
■ Bálsamo de Canadá
*sirven como fijadores
❖ Procedimiento (diagramas de flujo)
https://www.sciencedirect.com/topics/nursing-and-health-professions/isotonic-solution
http://sinavef.senasica.gob.mx/CNRF/AreaDiagnostico/DocumentosReferencia/Documentos/ManualesGuias/Manuales/Manual%20Preservaci%C3%B3n%20Nematodos%20PUB%20V1.pdf
http://sinavef.senasica.gob.mx/CNRF/AreaDiagnostico/DocumentosReferencia/Documentos/ManualesGuias/Manuales/Manual%20Preservaci%C3%B3n%20Nematodos%20PUB%20V1.pdf
http://sinavef.senasica.gob.mx/CNRF/AreaDiagnostico/DocumentosReferencia/Documentos/ManualesGuias/Manuales/Manual%20Preservaci%C3%B3n%20Nematodos%20PUB%20V1.pdf
http://sinavef.senasica.gob.mx/CNRF/AreaDiagnostico/DocumentosReferencia/Documentos/ManualesGuias/Manuales/Manual%20Preservaci%C3%B3n%20Nematodos%20PUB%20V1.pdf
❖ Aplicación de la práctica expuesta en las diferentes orientaciones de la carrera
(Bioquímica Clínica, Farmacia Clínica y Farmacia Industrial).
❖ • Resultados esperados: Imágenes de las estructuras, señalar nombr
❖ Resultados esperados
❖ Referencias
1. Tay Z.J., Velasco C.O., Gutíerrez Q.M. Parasitología Médica. 7ª ed. México: Méndez
editores; 2002
2. Quiroz H. Parasitología: enfermedades parasitarias de animales domésticos. México:
Editorial Limusa; 2005