descarga

Vista previa del material en texto

CURSO DE EDUCACIÓN CONTINUADA EN EL LABORATORIO CLÍNICO
Ed. Cont. Lab. Clin 58: 79 - 101
2021-2022
PARÁSITOS EN HECES
Susana García Mayo
Servicio de Análisis Clínicos. Complejo Hospitalario Universitario de A Coruña
María de Fátima Fouce Fernández
Servicio de Análisis Clínicos. Complejo Hospitalario Universitario de A Coruña
INTRODUCCIÓN
Las parasitosis constituyen una causa importante de morbi-mortalidad en todo el mundo. 
Si bien gran parte de las especies parasitarias que afectan al ser humano son endémicas 
de regiones tropicales y subtropicales, otras muchas se encuentran en regiones templadas 
y son causantes de enfermedad en países desarrollados. El continuo movimiento de per-
sonas, animales y mercancías entre las distintas regiones geográficas del planeta ha pro-
piciado la propagación de especies parasitarias antiguamente restringidas a determinadas 
áreas, lo cual ha originado que, cada vez más frecuentemente, encontremos en nuestro 
medio parasitosis propias de otras regiones. Por este motivo, tanto clínicos como analistas 
deben estar preparados para reconocer y tratar las infecciones parasitarias en los pacientes 
a los que dan asistencia.
Se han descrito casi 400 especies de protozoos, helmintos y artrópodos capaces de parasitar 
al ser humano. Según el informe de estimación de salud global de 2012 de la OMS, la dia-
rrea causó cerca de 100 millones de años de vida ajustados por discapacidad (AVAD), cons-
tituyendo la quinta causa más frecuente de AVAD en todo el mundo, principalmente en 
niños de entre 1 y 5 años. Los protozoos entéricos fueron responsables de casi 350 millones 
de casos de diarrea, lo que revela la importancia de este grupo como causa de enferme-
dad en los seres humanos. Asimismo, los helmintos intestinales son otra causa importante 
de diarrea, llegando a ocasionar en algunos casos manifestaciones extraintestinales. En 
la figura 1 se resumen las principales especies de parásitos intestinales capaces de causar 
infección en el ser humano.
Parásitos en heces
80
Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
Figura 1. Principales especies parasitarias capaces de causar infección en el ser humano.
RIZÓPODOS
Entamoeba coli
Se considera no patógeno. Su distribución es mundial y se localiza en la luz del colon y 
el ciego. Se transmite por ingestión directa de quistes. El diagnóstico se realiza por ob-
servación de trofozoítos o quistes en heces y puede resultar complicado diferenciarla de 
E. histolytica. Los trofozoítos miden entre 20-25 µm. A menudo el núcleo único es visible 
en preparaciones sin teñir. Los quistes son esféricos u ovalados y miden entre 15-25 µm. 
Cuando están maduros presentan 8 núcleos. El cariosoma puede ser compacto o difuso, 
de localización central o excéntrica y se pueden observar los cuerpos cromatoides (menos 
frecuentes que en E. histolytica), irregulares y de extremos puntiformes.
81
Parásitos en heces Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
Quistes de Entamoeba coli. Fotografías obtenidas por microscopía óptica 
de una preparación en fresco.
Entamoeba histolytica
Se trata de un protozoo patógeno con capacidad invasiva y de diseminación extraintes-
tinal. Se transmite por vía fecal-oral, por ingestión de alimentos o bebidas contaminadas 
con los quistes. El diagnóstico se realiza por observación de trofozoítos o quistes en las 
heces. Otros métodos diagnósticos empleados son la detección de antígeno en heces, el 
coprocultivo en medios especiales, la serología, el examen anatomo-patológico de biopsia 
intestinal y las pruebas de imagen. Para diferenciar E. histolytica de E. dispar es necesario 
realizar una PCR-RT. Si no se dispone de esta técnica y ante la imposibilidad de identificar 
la especie, esta debe ser tratada como E. histolytica.
Los trofozoítos presentan un núcleo con cariosoma central y poco diferenciado y un cito-
plasma homogéneo que puede contener glóbulos rojos y raramente bacterias. Presenta 
dos formas: una forma minuta no patógena, de entre 12-15 µm, responsable de la dise-
minación de la enfermedad debido a su capacidad de formar quistes; y una forma magna 
tisular, de hasta 30 µm, que se nutre fagocitando hematíes, responsable de la invasión de 
los tejidos y de la disentería. Los quistes maduros son esféricos, de 8-20 µm, tetranuclea-
dos, con cubierta gruesa, citoplasma hialino, vacuolas de glucógeno y cuerpos cromatoides 
alargados con extremos romos.
Es el agente causal de la disentería amebiana en sus tres formas: aguda, crónica y asinto-
mática. Los trofozoítos se implantan en el intestino grueso provocando una lesión necró-
tica del epitelio, con rotura de vasos sanguíneos. El cuadro típico es diarrea acompañada 
de dolores cólicos, tenesmo rectal, febrícula y heces sanguinolentas. Estos trofozoítos pue-
den diseminarse también a otros órganos provocando abscesos hepáticos, cerebrales o 
pulmonares.
Parásitos en heces
82
Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
Endolimax nana
Su distribución es mundial. Se transmite por ingestión de quistes y se diagnostica mediante 
la observación de trofozoítos o quistes en las heces. Los trofozoítos miden entre 8 -10 µm y 
presentan un núcleo vesicular muy típico con cariosoma excéntrico y un citoplasma granu-
lar, grueso y muy vacuolado, rodeado de un anillo de ectoplasma claro. Los quistes miden 
entre 6-8 µm, son esféricos o elípticos y poseen cuatro núcleos agrupados en un extremo. 
En preparaciones teñidas, los núcleos muestran cariosomas definidos, más grandes que en 
Entamoeba. En preparaciones sin teñir, los núcleos no son visibles, pero los cariosomas se 
ven en preparaciones en fresco con tinción de yodo. El citoplasma puede contener glucó-
geno difuso y carece de cuerpos cromatoides. E. nana suele encontrarse en las heces con 
relativa frecuencia, pero su poder patógeno es muy discutible.
Quiste de Endolimax nana. Fotografía obtenida por 
microscopía óptica a 40x de una preparación en fresco.
CILIADOS
Balantidium coli
Su distribución geográfica es extensa, encontrándose en climas templados y cálidos. Su 
transmisión es directa por ingestión de quistes y su diagnóstico se realiza mediante la 
observación de trofozoítos o quistes en las heces. Los trofozoítos miden entre 50-100 µm 
y presentan forma ovoide y alargada. El citoplasma posee varias vacuolas digestivas y dos 
núcleos desiguales: uno grande reniforme y otro pequeño vesiculoso alojado en su con-
cavidad. Los quistes son redondeados u ovalados, miden entre 50-70 µm, son ciliados, con 
doble pared, citoplasma vacuolado y dos núcleos atípicos. La balantidiasis es una enferme-
dad similar a la disentería amebiana.
83
Parásitos en heces Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
FLAGELADOS
Giardia duodenalis
Es la parasitosis intestinal más frecuente a nivel mundial, con distribución universal. El 
parásito habita en el duodeno y la parte alta del yeyuno y la infección se adquiere por la 
ingestión de quistes o trofozoítos en agua o alimentos contaminados o por contacto direc-
to en guarderías e instituciones cerradas (brotes epidémicos). Se diagnostica mediante la 
observación en heces de trofozoítos o quistes.
Los quistes ingeridos atraviesan el estómago y llegan al duodeno, donde cada quiste da 
lugar a dos trofozoítos. Los trofozoítos miden 12-15 µm y presentan cuerpo piriforme. 
Poseen una depresión ventral ocupada por el “disco suctorio” que les permite adherirse 
al epitelio, dos núcleos a ambos lados del eje longitudinal y cuatro cuerpos parabasales 
que se continúan en dos flagelos cada uno, emergiendo un par por la extremidad caudal 
y el resto por la parte media y anterior del cuerpo. Los quistes miden entre 11-14 µm y en 
su forma madura presentan cuatro núcleos. Son muy infectantes y pueden permanecer 
viables por largos períodos de tiempo en suelos y aguas. La giardiasis puede cursar de tres 
formas: asintomática; aguda, con diarrea acuosa,distensión y dolor abdominal y pérdida 
de peso; o crónica, con malabsorción, desnutrición y anemia.
La eliminación del parásito en heces es irregular, por lo que se han de recoger muestras 
de heces seriadas en días alternos para aumentar la rentabilidad diagnóstica Se puede 
diagnosticar también en material de aspirado duodenal o por la técnica de la “cápsula 
duodenal” (Entero-test). En el caso de pacientes que presentan sintomatología persistente 
y estudio de heces negativo, se recomienda la realización de un ELISA en heces para la de-
tección del antígeno de G. duodenalis.
Quistes de Giardia duodenalis. Fotografías obtenidas por microscopía óptica 
de una preparación en fresco.
Parásitos en heces
84
Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
COCCIDIOS
Cryptosporidium
Coccidio de distribución universal. Puede producir infección en animales y humanos. El 
yeyuno es la zona más afectada. La transmisión es fecal-oral, por ingestión de agua o ali-
mentos contaminados con ooquistes. Tras la ingesta, cada ooquiste libera 4 esporozoítos, 
que se unen al borde en cepillo de las células epiteliales intestinales y se reproducen for-
mando ooquistes que se eliminan con las heces. Es frecuente su transmisión en guarderías. 
Se diagnostica mediante la observación de ooquistes en heces. Los ooquistes son redondos 
de entre 4,2-5,4 µm. En ocasiones es posible visualizar los esporozoítos en el interior de los 
ooquistes.
Para facilitar su observación se pueden emplear técnicas de concentración o tinciones áci-
do-rápidas como la tinción de Kinyoun. La microscopía de inmunofluorescencia presenta 
la mayor sensibilidad y especificidad, seguida de las técnicas de enzimoinmunoanálisis. La 
visualización de ooquistes se puede realizar también en biopsia yeyunal. La presentación 
clínica puede ser sintomática o asintomática. Las formas sintomáticas pueden ser intesti-
nales o extraintestinales, estas últimas, características de pacientes inmunodeprimidos. En 
pacientes inmunocompetentes, la curación es espontánea en 2-3 días.
Isospora belli
Es un coccidio relativamente raro en el ser humano. Predomina en los trópicos y climas 
cálidos. Su transmisión es fecal-oral, por ingestión de agua o alimentos contaminados con 
ooquistes. Estos son elípticos y miden entre 25-30 µm. Presentan autofluorescencia al mi-
croscopio de luz UV. La infección suele ser asintomática y autolimitada, pero en inmunode-
primidos puede dar lugar a diarrea, flatulencia, cefalea, fiebre moderada, cólico abdomi-
nal y, a veces, esteatorrea con avitaminosis y pérdida de peso.
HELMINTOS
NEMATODOS: comúnmente denominados gusanos redondos, presentan morfología cilín-
drica, son alargados, no segmentados, con sexos separados y un aparato digestivo com-
pleto. Las principales especies de este grupo son: Ascaris lumbricoides, Enterobius vermi-
cularis, Trichuris trichiura, Necator americanus, Ancylostoma duodenale y Strongyloides 
stercoralis.
Ascaris lumbricoides
Es la helmintiasis más frecuente. Su distribución es mundial, con mayor prevalencia en re-
giones cálidas y húmedas. La transmisión es fecal-oral. El adulto se localiza en el intestino 
delgado y produce huevos que se eliminan por las heces. Los huevos fecundados miden 
55-75 µm por 35-50 µm, son de color pardo amarillento, con cubierta gruesa mamelonada, 
85
Parásitos en heces Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
en algunos casos ausente (huevos decorticados). Los huevos no fecundados son alargados, 
miden 85-95 µm por 43-47 µm y presentan una cubierta delgada que puede presentar o no 
mamelones irregulares. Las larvas eclosionan en el intestino y migran atravesando la pared 
intestinal hasta el sistema portal y pulmonar, siendo expulsadas con la tos y posteriormente 
deglutidas, llegando así, de nuevo, al intestino. El diagnóstico se realiza por observación 
de huevos en heces o larvas en esputo o vómito. La clínica digestiva consiste en dolor ab-
dominal difuso por irritación mecánica, meteorismo, vómitos y diarrea.
Huevo de Ascaris lumbricoides. Fotografía obtenida por 
microscopía óptica a 40x de una preparación en fresco.
Enterobius vermicularis (oxiuros)
Su distribución es mundial. Es más prevalente en niños, sobre todo en guarderías y ámbitos 
institucionales, estimándose que, aproximadamente, el 40% de los niños en edad escolar 
están infectados. La parasitación se adquiere por tres vías: vía digestiva mediante inges-
tión de huevos presentes en el suelo, fómites, etc.; reinfestación endógena a causa de la 
eclosión de los huevos en el duodeno; y retroinfestación cuando los huevos eclosionan en 
los márgenes anales y las larvas ascienden de nuevo al intestino. Los adultos se localizan 
en ciego, apéndice, colon y recto. La hembra migra a la región perianal para depositar los 
huevos durante la noche. Con el rascado de la zona, los huevos pueden pasar a la boca 
directamente a través de las manos, perpetuando la autoinfección. Los huevos son alarga-
dos, de 50-60 µm por 20-30 µm, aplanados por un lado y con una cubierta gruesa incolora. 
Los síntomas son prurito o sensación de cuerpo extraño, vulvovaginitis, despertares noctur-
nos, sobreinfección secundaria a excoriaciones por rascado y dolor abdominal. La infección 
se diagnostica mediante el test de Graham.
Parásitos en heces
86
Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
Huevo de Enterobius vermicularis. Fotografía obtenida 
por microscopía óptica a 40x de una preparación en fresco.
Trichuris trichiura
Su distribución es mundial, pero más prevalente en regiones cálidas y húmedas. La trans-
misión se produce por la ingestión de los huevos embrionados presentes en la tierra, los 
alimentos o las aguas contaminadas. Los huevos eclosionan en el intestino delgado y las 
larvas maduran y se transforman en adultos en el ciego y colon ascendente. Los adultos 
permanecen enclavados a la mucosa, originando lesión mecánica y traumática con infla-
mación local, y produciendo huevos no embrionados que son eliminados por las heces. Los 
parásitos adultos pueden vivir hasta 10 años. Los huevos miden 50-55 µm por 22-24 µm, 
tienen forma de barril, una cubierta gruesa de color pardo amarillento y “tapones” mu-
cosos claros en los extremos. La infección puede ser asintomática, cursar con dolor cólico y 
deposiciones diarreicas ocasionales o incluso cuadros de disentería con deposiciones muco-
sanguinolentas (más común en pacientes inmunodeprimidos). Puede ocasionar prolapso 
rectal en situaciones de gran carga parasitaria. Se diagnostica mediante la observación de 
huevos en heces.
Huevo de Trichuris trichiura. Fotografía obtenida 
por microscopía óptica a 40x de una preparación en fresco.
87
Parásitos en heces Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
Necator americanus y Ancylostoma duodenale
También denominadas uncinarias o gusanos gancho, se encuentran en regiones cálidas 
y húmedas. Necator americanus predomina en el sur de la India y América, mientras que 
Ancylostoma duodenale se encuentra en Oriente Medio, el norte de África y el norte de 
la India. La infección se adquiere cuando la larva filariforme penetra a través de la piel, 
alcanza el torrente circulatorio y llega hasta el pulmón. Una vez aquí, asciende por las 
vías respiratorias y es deglutida, alcanzando el intestino delgado, donde se transforma en 
adulto. Los huevos no embrionados son eliminados por las heces y eclosionan dando lugar 
a la larva rabditiforme, que madura hasta el estadio de larva filariforme. El diagnóstico se 
realiza mediante la observación de huevos en heces. Estos son incoloros, de 60-75 µm por 
36-40 µm. Los huevos de ambas especies son indistinguibles y para la diferenciación de las 
mismas es necesaria la observación del adulto. La infección es generalmente asintomática 
pero puede cursar con dolor abdominal, náuseas y anorexia. Puede aparecer anemia ferro-
pénica como consecuencia de la pérdida de sangreocasionada por el anclaje de los adultos 
a la pared del intestino.
Strongyloides stercoralis
El ciclo vital de S. stercoralis es complejo y alterna fases de vida libre y fases parasitarias. 
En el ciclo de vida libre, la larva rabditiforme es expulsada con las heces y se transforma en 
larva filariforme (forma infectiva) o bien en adulto de vida libre. La larva filariforme, que 
se encuentra en el suelo, penetra a través de la piel del hospedador y entra en el torrente 
circulatorio. Alcanza la circulación pulmonar, asciende por las vías respiratorias hasta ser 
deglutida y llega al intestino delgado, donde se transforma en adulto. Cuando la hembra 
deposita los huevos en la mucosa intestinal del duodeno, las larvas rabditiformes que de 
ellos nacen, pueden convertirse en filariformes e iniciar la autoinfestación o bien salir con 
las heces al exterior. La importancia de la autoinfestación reside en que los casos no trata-
dos pueden desarrollar infección persistente incluso décadas después de que el hospedador 
haya abandonado las regiones endémicas del parásito, pudiendo contribuir al desarrollo 
del síndrome de hiperinfestación en inmunodeprimidos. Este fenómeno explica que pueda 
haber parasitosis persistente sin necesidad de reinfecciones externas. La clínica depende del 
estado inmunitario del hospedador y del recorrido de la larva por los tejidos. En la piel ori-
gina el síndrome de “larva currens”, dermatitis pruriginosa originada por el paso cutáneo 
de la larva hasta alcanzar la circulación sistémica. En cuanto a la clínica respiratoria, puede 
aparecer tos, expectoración, neumonitis o síndrome de Löffler. Como síntomas digestivos 
aparecen dolor epigástrico, vómitos, anorexia y periodos alternos de diarrea-estreñimiento. 
El diagnóstico se realiza por observación de larvas en heces. Su visualización se complica 
debido a la eliminación discontinua del parásito. Para mejorar su visualización se puede 
emplear la técnica de sedimentación de Baermann, el método de cultivo en placa de agar o 
la técnica de papel de filtro de Harada-Mori. El enzimoinmunoensayo presenta una sensibi-
lidad > 90%, pero existe reactividad cruzada con filarias y otros nematodos.
Parásitos en heces
88
Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
CESTODOS: comúnmente denominados gusanos cinta, son gusanos planos, segmentados, 
con tres regiones anatómicas diferenciadas: cabeza o escólez, cuello y cuerpo o estróbilo. 
Se adhieren a la mucosa intestinal a través de ventosas, ganchos o botrios según la especie 
y su cuerpo se divide en proglótides, con unidades reproductivas tanto masculinas como 
femeninas. Las principales especies de este grupo son: Taenia saginata, Taenia solium, Di-
phyllobothrium latum e Hymenolepis nana.
Taenia saginata
Es la tenia del ganado vacuno. Los adultos son hermafroditas y pueden llegar a medir 
hasta 12 metros. La cabeza o escólex presenta 4 ventosas apicales y carece de ganchos. Su 
cuerpo o estróbilo está dividido en proglótides. Las proglótides grávidas poseen un útero 
lleno de huevos formado por una rama central de la que parten 15-20 ramas laterales di-
cotómicas y se desprenden de forma espontánea. Presentan movilidad propia, por lo que 
atraviesan el esfínter anal sin necesidad de ser eliminadas con las heces. Estas proglótides 
son ingeridas por el ganado, en cuyo estómago quedan libres los huevos. Los huevos son 
redondos o ligeramente ovalados, miden alrededor de 40 µm de diámetro, presentan una 
coloración marrón más o menos oscura, una cápsula o membrana gruesa de estructura 
estriada radialmente, una membrana hialina y un embrión u oncosfera que contiene tres 
pares de ganchos (hexacanto). Los embriones atraviesan la mucosa intestinal y llegan al 
hígado y al corazón, distribuyéndose por todo el organismo, fundamentalmente por el 
músculo esquelético, donde se enquistan en forma de cisticercos. La teniasis se adquiere al 
comer carne poco cocinada procedente de animales infectados. La carne contiene cisticer-
cos resistentes al jugo gástrico, que, una vez en el intestino, liberan la larva. Ésta se fija a la 
pared intestinal y se transforma en adulto, ingiriendo por ósmosis los alimentos que llegan 
al intestino del hospedador. El ser humano suele albergar un solo ejemplar (solitaria) el 
cual puede sobrevivir hasta 25 años. El parasitismo es frecuente. Puede cursar sin sintoma-
tología o producir trastornos digestivos con diarrea, sensación de hambre, pérdida de peso 
y, en niños, síntomas neurológicos. La infección se diagnostica mediante la observación de 
los huevos o las proglótides en heces.
Taenia solium
Es la tenia del ganado porcino. El adulto puede medir hasta 8 metros y presenta un escó-
lex con rostelo armado con una doble corona de ganchos y 4 ventosas laterales. Las pro-
glótides grávidas contienen un útero con 8-13 ramas laterales, se desprenden de forma 
periódica y son eliminadas con la defecación por carecer de movilidad. La morfología de 
los huevos es idéntica en T. solium y T. saginata, por lo que no permite diferenciar ambas 
especies. Para esto es necesaria la observación microscópica de las proglótides grávidas o 
el escólex. En el caso de T solium existen dos cuadros clínicos bien diferenciados: teniasis 
y cisticercosis. La teniasis se produce por ingestión accidental de cisticercos en carne de 
cerdo cruda o poco cocinada. De forma similar a lo que ocurre en el caso de T. saginata, 
89
Parásitos en heces Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
los cisticercos ingeridos liberan la larva en el intestino, donde se convierte en adulto y 
puede permanecer varios años. La cisticercosis se produce por ingestión directa de los hue-
vos o las proglótides grávidas en agua o alimentos contaminados. Los huevos eclosionan 
en el intestino, atraviesan la pared intestinal y se diseminan a otros órganos a través del 
torrente sanguíneo, enquistándose en diferentes tejidos en forma de cisticercos. Algunos 
cisticercos pueden migrar al sistema nervioso central causando neurocisticercosis. Estos cis-
ticercos pueden permanecer en el tejido varios años y, al morir, producen una importante 
reacción inflamatoria responsable de la sintomatología. El parasitismo es menos frecuente 
que en el caso de T saginata, pero más peligroso, pues el ser humano puede actuar como 
hospedador intermediario (cisticercosis) o definitivo (teniasis). El diagnóstico de la teniasis 
se realiza mediante la observación de huevos o proglótides en heces. El diagnóstico de la 
cisticercosis se realiza mediante pruebas de imagen, inmunoblot o biopsias de tejido.
Huevo de Taenia sp. Fotografía obtenida por 
microscopía óptica a 40x de una preparación en fresco.
Diphyllobothrium latum
Se encuentra en regiones templadas donde abundan los lagos de agua fría y limpia. La 
infección se adquiere por el consumo de pescado crudo o poco cocinado contaminado con 
plerocercoides. Estos se transforman en adultos en el intestino y se anclan a la mucosa, 
donde producen huevos que se eliminan por las heces. Los huevos miden 58-75 µm por 
40-50 µm, son ovoides y operculados, con una cubierta pardo amarillenta y una protu-
berancia en el extremo opuesto al opérculo. El adulto puede vivir 25 años y medir hasta 
10 metros. El diagnóstico se realiza mediante la observación de huevos en heces. La infec-
ción suele ser asintomática, aunque puede aparecer anemia megaloblástica debido a la 
gran afinidad de este parásito por la vitamina B12.
Parásitos en heces
90
Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
Hymenolepis nana
Su distribución es mundial. Las tenias adultas miden 2,5-5 cm de largo. El escólex es di-
minuto con cuatro ventosas y un rostelo que posee entre 20-30 ganchos. Los huevos son 
esféricos a subesféricos y tienen una cubierta hialina delgada. Miden entre 30-47 µm de 
diámetro. La oncosfera con seis ganchos está rodeada por una membrana que presenta 
dos engrosamientospolares, a partir de los cuales surgen cuatro a ocho filamentos que se 
extienden hacia el espacio entre el embrión y la cubierta externa. Los huevos se eliminan 
con las heces y son ingeridos por diversos artrópodos que actúan como huéspedes interme-
diarios, donde la oncosfera da lugar al estadio larvario infectante, llamado cisticercoide. 
Los seres humanos pueden infectarse por ingestión de artrópodos con cisticercoides o bien 
por ingestión directa de los huevos en agua o alimentos contaminados. Los huevos, una 
vez ingeridos, liberan las oncosferas, que alcanzan el duodeno, penetran en la mucosa y 
se convierten en larvas cisticercoides. Éstas se transforman, a continuación, en adultos con 
capacidad productora de huevos. La autoinfección ocurre cuando los huevos producidos 
liberan las oncosferas dentro del intestino, las cuales atraviesan la barrera intestinal, con-
tinuando el ciclo. Los síntomas son digestivos, generalmente leves. Puede aparecer dolor 
abdominal, meteorismo, diarrea o pérdida de peso. El diagnóstico se realiza mediante la 
observación de huevos en heces. Estos pueden confundirse con los de H. diminuta, pero 
estos últimos son mucho más grandes y carecen de filamentos polares.
Huevo de Hymenolepis nana. Fotografía obtenida por 
microscopía óptica a 40x de una preparación en fresco.
TREMATODOS: también denominados duelas, son gusanos planos, presentan una vento-
sa bucal y otra ventral que emplean para adherirse al tejido, son hermafroditas excepto 
Schistosoma. Las principales especies de este grupo son: Fasciola hepática, Schistosoma 
mansoni, Schistosoma mekongi y Schistosoma japonicum.
91
Parásitos en heces Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
Fasciola hepática
Se encuentra en todos los continentes. La infección se adquiere por el consumo de vege-
tales contaminados con metacercarias (p.ej. berros crudos). Las metacercarias ingeridas 
se desenquistan en el intestino y migran a través de la pared intestinal hasta alcanzar los 
conductos biliares donde se transforman en adultos y comienzan a producir huevos no em-
brionados, que se eliminan por las heces. El diagnóstico se realiza mediante la observación 
de huevos en heces. Estos son elípticos y operculados y miden 130-150 µm por 60-90 µm. 
Los test serológicos también pueden ser útiles para realizar un diagnóstico precoz, ya que 
los huevos no aparecen en heces hasta 3-4 meses post-infección. También son útiles en 
casos de infección ectópica y en la pseudofascioliasis por consumo de hígado contaminado 
con huevos, donde la observación de huevos en heces no es indicativa de infección, ya que 
estos no son infectivos para los seres humanos. La infección crónica puede ser asintomática 
o provocar dolor abdominal intermitente, colelitiasis, colangitis, ictericia o pancreatitis.
Schistosoma mansoni, Schistosoma mekongi y Schistosoma japonicum
Su distribución geográfica incluye África subsahariana, Sudamérica e islas del Caribe (S. 
mansoni), África y Oriente Medio (S. haematobium), China, Filipinas y Sulawesi (S. japoni-
cum), Camboya y Laos (S. mekongi). La infección se produce cuando las cercarias presentes 
en el agua penetran a través de la piel del hospedador. Los adultos residen en las vénulas 
mesentéricas, donde copulan. Las hembras ponen los huevos en las vénulas de los sistemas 
portal y perivesical. Los huevos de S. mansoni, S. mekongi y S. japonicum migran hacia la 
luz intestinal y son liberados en las heces. Los de S. haematobium, migran hacia la vejiga 
y son eliminados con la orina. Algunos huevos pueden quedar atrapados en los tejidos, 
causando reacciones inmunes y daño progresivo a los órganos.
El diagnóstico se realiza mediante la observación de huevos en heces (u orina en el caso de 
S. haematobium). Se pueden emplear técnicas de concentración como la de formalina-ace-
tato de etilo. Los test serológicos también pueden ser útiles. Los huevos de S. mansoni son 
grandes (114-180 µm por 45-70 µm), con un espolón lateral cerca del extremo posterior, 
los de S. japonicum miden 70-100 µm por 55-64 µm, son más redondeados y presentan un 
espolón menos conspicuo, los de S. mekongi presentan un pequeño espolón lateral poco 
conspicuo y son los de menor tamaño (50-80 µm por 40-65 µm). Los huevos de S. haema-
tobium son grandes (110-170 µm por 40-70 µm) aparecen en orina y presentan un espolón 
terminal muy conspicuo.
La esquistosomiasis intestinal puede provocar dolor abdominal, diarrea y sangre en las 
heces y, en casos avanzados, hepatomegalia, esplenomegalia, ascitis e hipertensión portal. 
La esquistosomiasis urogenital origina hematuria y, en casos avanzados, fibrosis de vejiga y 
uréter. El cáncer de vejiga es otra posible complicación en las etapas posteriores.
Parásitos en heces
92
Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
MÉTODOS DIAGNÓSTICOS
Clásicamente, los métodos de identificación de parásitos en muestras biológicas se han 
basado en la observación de las características morfológicas de las diferentes especies para-
sitaras. Actualmente, existen numerosos métodos de laboratorio disponibles para el diag-
nóstico de infecciones parasitarias, pero la microscopía continua siendo el “gold standard” 
para la identificación de la mayoría de los parásitos, aunque otras técnicas como la detec-
ción de ácidos nucleicos, los test serológicos o los métodos basados en el cultivo también 
pueden ser útiles en ciertos casos.
Recolección y manejo de la muestra
El examen de muestras mal conservadas o alteradas por la presencia de sustancias interfe-
rentes carece de valor, ya que puede conducir a la emisión de un resultado falso negativo o 
bien a una incorrecta identificación de la especie parasitaria en cuestión. La administración 
de antibióticos, bario, bismuto, laxantes aceitosos, antipalúdicos o medicaciones antidia-
rreicas no absorbibles debe ser evitada durante las semanas previas a la recogida de la 
muestra. Las muestras de pacientes con antibioterapia deben ser recogidas 7 días después 
de la finalización de la misma en un contenedor limpio para su envío al laboratorio, ya 
sean frescas o conservadas. Al menos 3 especímenes recogidos en días alternos durante un 
período de hasta 10 días deben ser analizados.
Asimismo, el tiempo de demora hasta el análisis es de vital importancia para evitar la de-
gradación de las formas parasitarias. Las heces de consistencia blanda y las heces líquidas 
deben ser procesadas en los primeros 30 min para evitar la degradación de los trofozoitos, 
mientras que las heces formes deben ser procesadas en los primeros 60 min. Si las muestras 
no pueden ser procesadas antes de este tiempo, deben ser trasvasadas a un recipiente con 
conservante. El conservante convencional en dos viales consiste en un vial de formalina 
tamponada al 5% o al 10% y un vial de alcohol polivinílico (PVA). Recientemente se ha ido 
popularizando el empleo de diferentes fijadores libres de formalina y mercurio debido a 
su menor toxicidad y su facilidad de utilización. Algunos de estos son el SAF, que carece de 
mercurio y PVA pero contiene formalina, el ECOFIX, que carece de formalina y mercurio 
pero presenta PVA, o el TOTAL-FIX, que no contiene ni formalina, ni mercurio ni PVA.
Examen macroscópico y microscópico
Las heces deben ser sometidas a un primer examen macroscópico para evaluar su consis-
tencia, presencia de sangre o mucus así como helmintos o fragmentos de los mismos. La 
consistencia de las heces va a determinar el tipo de forma parasitaria que podemos encon-
trar en las mismas. Las heces blandas o líquidas presentarán principalmente trofozoítos, 
mientras que en las heces formes se encontrarán mayoritariamente quistes. Para el análisis 
microscópico se debe seleccionar una porción de la muestra recibida que incluya las partes 
sanguinolentas o mucosas en caso de que se observen. Existen tres tipos de preparaciones 
93
Parásitos en heces Susana García Mayo,María de Fátima Fouce Fernández
microscópicas para la detección de parásitos en heces: la preparación de heces en fresco, la 
preparación de heces concentradas y la preparación teñida permanente.
Preparación de heces en fresco
La preparación de heces en fresco se realiza mezclando una pequeña porción de heces con 
suero salino al 0,85%. Para una correcta observación de la preparación, se recomienda rea-
lizar un barrido completo a 10x y, al menos en un tercio de la misma, a 40x. El empleo de 
lugol al 1:5 permite resaltar las formas quísticas y los trofozoítos. La principal ventaja de la 
observación de heces en fresco es la posibilidad que ofrece de detectar las formas móviles.
Preparación de heces concentradas
La preparación de heces concentradas se puede realizar tanto en heces frescas como con-
servadas. Existen dos métodos de concentración: flotación y sedimentación. Los métodos 
de flotación permiten la separación de las formas parasitarias en la capa superior de una 
solución con elevada gravedad específica. Los métodos de concentración por sedimenta-
ción consisten en someter la muestra a un proceso de centrifugación mediante el cual las 
formas parasitarias se depositan en el fondo. El método de sedimentación más frecuente-
mente utilizado en los laboratorios es el que emplea formalina como conservante y fijador 
y éter o acetato de etilo para eliminar la grasa fecal. Existen dispositivos comerciales de 
concentración/filtración para facilitar el proceso. La observación microscópica de la prepa-
ración se realiza de la misma manera que en el caso anterior, pudiendo realizarse también 
una segunda preparación con lugol.
Los métodos de concentración de las heces permiten, además, la observación de leucocitos, 
eosinófilos o cristales de Charcot-Leyden, cuya presencia puede apoyar el diagnóstico de 
infección parasitaria.
Preparación teñida permanente
Tradicionalmente se empleaba la tinción de hematoxilina-eosina, pero actualmente está 
siendo reemplazada por la tinción tricrómica de Wheatley. Se emplea principalmente para 
la observación de protozoos y no está recomendada para la observación de huevos y larvas 
de helmintos, ya que el colorante puede dificultar el reconocimiento de sus características 
morfológicas.
Para la detección de ooquistes de coccidios en heces se pueden emplear tinciones ácido-
rápidas modificadas como el método de Kinyoun modificado, la tinción ácido-rápida mo-
dificada con dimetilsulfóxido o la tinción de auramina; o bien tinciones modificadas con 
safranina. El método Cromotrope 2R se emplea para la detección de microsporidios.
Parásitos en heces
94
Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
Test de graham para la detección de Enterobius vermicularis
La prueba que mayor sensibilidad ofrece para la detección de E. vermiculares es el test de 
Graham o test de la cinta de celofán, que consiste en presionar una cinta de celofán con-
tra la región perianal del paciente y posteriormente pegarla sobre un portaobjetos para 
su observación microscópica. La muestra debe ser tomada por la noche después de varias 
horas de sueño o bien a primera hora de la mañana y antes de que el paciente se duche. 
Para facilitar la recogida de la muestra, existen dispositivos comerciales como el Swube de 
Becton Dickinson o el SDL Pinworm Collector de Cruinn Diagnostics Limited. Para descartar 
la infección se deben obtener 4-6 resultados negativos.
Métodos inmunológicos
La mayoría de los métodos comerciales de detección de antígenos están diseñados para 
la detección de protozoos entéricos como E. histolytica, G. duodenalis o Cryptosporidium. 
Los más empleados son el enzimoinmunoanálisis (EIA) y el ensayo inmunocromatográfi-
co de flujo lateral (LFICA, Lateral-Flow Immunochromatographic Assay). Los EIA ofrecen 
una buena sensibilidad y especificidad, pero requieren de unas 2-3 h para completarse. 
Los LFICA son pruebas rápidas que se emplean generalmente a la cabecera del paciente y 
permiten obtener resultados en 15-20 min, sin embargo su sensibilidad y especificidad son 
menores que las de los EIA.
La detección de anticuerpos de clase IgM o IgG es de utilidad para determinar la distribu-
ción y prevalencia de una determinada parasitosis, investigar si ha habido exposición previa 
a un determinado parásito y apoyar el diagnóstico sugerido por la clínica. Es especialmente 
útil en el diagnóstico de parasitosis sistémicas, pero no en el diagnóstico de parasitosis del 
tracto gastrointestinal, ya que éstas últimas generalmente no desencadenan una respuesta 
inmune detectable. Sí sería de utilidad en el diagnóstico de cisticercosis.
Métodos de diagnóstico molecular
Estos métodos ofrecen una sensibilidad y especificidad muy elevadas (90-100%) en com-
paración con la microscopía o los métodos inmunológicos. La mayoría de estos están basa-
dos en la amplificación del ADN del parásito mediante PCR. Otros métodos de amplifica-
ción empleados son la amplificación isotérmica mediada por bucle (LAMP, Loop-Mediated 
Isothermal Amplification), la amplificación basada en la secuencia de ácido nucleico (NAS-
BA, Nucleic Acid Sequence-Based Amplification), la amplificación con desplazamiento de 
hebra (SDA, Strand-Displacement Amplification) o la amplificación dependiente de helica-
sa (HAD, Helicase-Dependent Amplification). Estos métodos son especialmente útiles en el 
diagnóstico de infecciones agudas o para la diferenciación de especies que no son distin-
guibles mediante microscopía o métodos inmunológicos (p.ej. E. histolytica y E. dispar). El 
principal inconveniente de estos métodos es que presentan un coste elevado y requieren 
instalaciones especializadas y personal experimentado.
95
Parásitos en heces Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
Otros métodos diagnósticos
Otros métodos empleados para la detección de parásitos en heces son aquellos basados en 
el recuento de huevos, como la técnica de recuento de huevos por dilución Stoll, el método 
de frotis directo de Beaver o la técnica Kato-Katz; o los métodos de eclosión de huevos, 
empleados principalmente para la detección de Schistosoma. Estos métodos, sin embargo, 
son raramente empleados fuera de las regiones de parasitosis endémicas y es muy infre-
cuente su uso en un laboratorio clínico.
RECUERDA
1. El diagnóstico de infección por Entamoeba coli, Entamoeba histolytica, Endolimax 
nana, Balantidium coli y Giardia duodenalis se realiza por observación de trofozoítos o 
quistes en heces. Para diferenciar Entamoeba coli de Entamoeba histolytica es preciso 
realizar una PCR.
2. La infección por Cryptosporidium se diagnostica mediante la observación de ooquistes 
en heces. Para facilitar su observación se puede utilizar la tinción de Kinyoun. Otras téc-
nicas que ofrecen mayor sensibilidad y especificidad son la microscopía de fluorescencia 
y los enzimoinmunoanálisis.
3. La infección por Ascaris lumbricoides se diagnostica mediante la observación de huevos 
o larvas en heces. Enterobius vermicularis se diagnostica mediante el test de Graham. 
Trichuris trichiura y uncinarias se diagnostican mediante la observación de huevos en 
heces. La infección por Strongyloides stercoralis se diagnostica mediante la observación 
de larvas en las heces.
4. El diagnóstico de las teniasis (Taenia saginata y Taenia solium) se realiza mediante la 
observación de huevos o proglótides en heces. La morfología de los huevos es idéntica 
en ambas especies, por lo que para diferenciarlas es necesaria la observación micros-
cópica de las proglótides. Taenia solium puede originar cisticercosis. El diagnóstico de 
la infección por Diphyllobothrium latum e Hymenolepis nana se realiza mediante la 
observación de huevos en heces.
5. El diagnóstico de la infección por Fasciola hepática, Schistosoma mansoni, Schistosoma 
mekongi y Schistosoma japonicum se realiza mediante la observación de huevos en he-
ces. En la infección por Schistosomahaematobium los huevos no aparecerán en heces, 
ya que se eliminan por la orina.
6. Es imprescindible llevar a cabo una correcta recolección y manejo de la muestra de he-
ces. Al menos 3 especímenes recogidos en días alternos durante un período de hasta 
10 días deben ser analizados. Las heces blandas o líquidas deben ser procesadas en < 
30 min y las heces formes en <60 min.
Parásitos en heces
96
Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
7. La microscopía continúa siendo la técnica “gold standard” para la identificación de la 
mayoría de los parásitos en heces. Existen tres tipos de preparaciones microscópicas: la 
preparación de heces en fresco, la preparación de heces concentradas y la preparación 
teñida permanente.
8. La mayoría de los métodos comerciales de detección de antígenos están diseñados para 
la detección de protozoos entéricos. Los más empleados son el enzimoinmunoanálisis 
(EIA) y el ensayo inmunocromatográfico. Los métodos de detección de anticuerpos son 
especialmente útiles en parasitosis sistémicas.
9. Los métodos de diagnóstico molecular ofrecen una sensibilidad y especificidad muy ele-
vadas (90-100%) en comparación con la microscopía o los métodos inmunológicos. La 
mayoría de estos están basados en la amplificación del ADN del parásito mediante PCR.
97
Parásitos en heces Susana García Mayo, María de Fátima Fouce Fernández
BIBLIOGRAFÍA
• Ash LR, Orihel TC. (2011) Atlas de Parasitología humana. Editorial médica Panamericana, 
Buenos Aires, Argentina.
• Gil La Rotta LC. Actualización en parasitosis intestinales. Medwave 2006;6(3):e2491.
• Guía ABE. Asociación Española de Pediatría de Atención Primaria <https://www.guia-abe.es/
temas-clinicos-parasitosis-intestinales> (Consultado el 13 marzo 2021)
• Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern. Centers for Disease Con-
trol and Prevenction. <https://www.cdc.gov/dpdx/index.html> (Consultado el 29 marzo 2021)
• Pediatría Integral. Programa de Formación Continuada en Pediatría Extrahospitalaria. Socie-
dad Española de Pediatría Extrahospitalaria y Atención Primaria. https://www.pediatriaintegral.
es/publicacion-2015-01/parasitos-intestinales (Consultado el 24 marzo 2021)
• Rifai N, Horvath AR, Wittwer CT. (2018) Tietz Textbook of Clinical Chemistry and Molecular 
Diagnostics. Elsevier. St Louis, Missouri, USA.
• Tille PM. (2017) Bailey & Scotts’ diagnostic microbiology. Elsevier. St Louis, Missouri, USA.
• Werner B. Infecciones por parásitos más frecuentes y su manejo. Rev Med Clin Condes 
2014;25(3):485-528.
EDUCACIÓN CONTINUADA EN EL LABORATORIO CLÍNICO
COMITÉ DE EDUCACIÓN
D. Balsells Rosselló, F. Calvo Boyero, A, Dayaldasani Khialani, A. Fabregat Bolufer, 
N. Giménez Gómez, A. Merino González, N. Rico Santana (Presidenta), M. Rodríguez Espinosa, 
T. Rodríguez Nieto, P. Rodríguez Vázquez, M. Serrando Querol, M.C. Villà Blasco, J. Alexander 
Wong Arteta.
ISBN 978-84-09-29253-0 Febrero 2022 (Recibido para publicación Junio 2021)