Fisiopatologia_de_la_Isquemia_Cerebral_F

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REV NEUROL 2004; 39 (2): 156-165156
REVISIÓN
INTRODUCCIÓN
Las lesiones vasculares cerebrales son la primera causa de inca-
pacidad permanente en los países industrializados y, por esta
razón, originan altos costos sociales y financieros; además, es la
tercera causa de muerte en el mundo [1]. Los procesos fisiopa-
tológicos de la isquemia cerebral son el resultado de la secuen-
cia de fenómenos celulares y moleculares a corto y largo plazo
que confluyen en dos modalidades de muerte: la primera, rela-
cionada directamente con el déficit energético, o muerte necró-
tica, y la segunda, que requiere de un adecuado suministro ener-
gético de la neurona y corresponde a la muerte celular progra-
mada o apoptosis. La comprensión de estos mecanismos es
cada vez más amplia, y es el fundamento para el uso de estrate-
gias neuroprotectoras de aplicación en la clínica. 
La presente revisión está dirigida a presentar las bases para
la comprensión de los fenómenos fisiopatológicos en la isque-
mia: el sufrimiento y la muerte neuronal y la reacción de la
macroglía y de la microglía. Se ilustra con imágenes originales
la respuesta celular ante la isquemia a nivel preclínico en un
modelo experimental de isquemia cerebral evaluado con técni-
cas como hematoxilina eosina y técnicas inmunohistoquímicas.
FISIOPATOLOGÍA DE LA 
ISQUEMIA CEREBRAL FOCAL
La obstrucción aguda de una de las mayores arterias cerebrales,
como la arteria cerebral media (ACM), produce una inmediata
reducción del flujo cerebral en el área de irrigación correspon-
diente (isquemia focal). La reducción del flujo sanguíneo no es
homogénea en el sector afectado, y puede cambiar en minutos u
horas, especialmente cuando se instaura la reperfusión [2]. La
isquemia se torna grave en el denominado foco isquémico,
mientras que en la periferia de éste se establece un anillo deno-
minado área de penumbra, en el cual la disminución del flujo es
menos grave, gracias a los aportes sanguíneos de las colaterales
arteriales del tejido adyacente no isquémico [3]. 
El impacto de la isquemia cerebral depende de la gravedad y
la duración de la reducción del flujo sanguíneo. Una isquemia
poco grave pero prolongada produce cambios equivalentes a
una isquemia corta y grave; sin embargo, se ha determinado que
algunos fenómenos moleculares, como la inhibición de la sínte-
sis proteica, son los mismos sin importar la duración de la is-
quemia [4].
Cuando la obstrucción arterial cesa, se desencadena una fa-
se de incremento del flujo sanguíneo en el territorio isquémico
que se ha denominado hiperemia postisquémica, ocasionada
por la liberación de metabolitos vasoactivos, la disminución de
la viscosidad sanguínea y el desencadenamiento de mecanis-
mos vasodilatadores neurogénicos [5]. Esta hiperemia postis-
quémica va seguida de un periodo mas prolongado de hipoper-
fusión postisquémica dada por la obstrucción microvascular y
la vasoparálisis (6]. La reperfusión postisquémica no se logra
completamente; generalmente, quedan parches de tejido en los
que no se vuelve a restablecer el flujo sanguíneo, lo que se ha
denominado fenómeno de falta de reflujo y que es más destaca-
do cuanto más prolongada sea la isquemia. Este fenómeno de
falta de reflujo se corresponde con los sitios de necrosis tisular
y es consecuencia de la confluencia de varios factores, como el
incremento de la viscosidad sanguínea, la coagulación intravas-
cular, la obstrucción microvascular por edema de podocitos, el
edema endotelial y la obstrucción venosa [5,7].
Los infartos cerebrales se definen como áreas de necrosis
que se desarrollan en sitios en los que se ha producido una is-
PATHOPHYSIOLOGY OF FOCAL CEREBRAL ISCHEMIA:
FUNDAMENTAL ASPECTS AND ITS PROJECTION ON CLINICAL PRACTICE
Summary. Aim. To review the basic aspects of focal cerebral ischemia as a fundamental element in clinical practice and of
neuroprotective strategies. Development. Ischemia triggers several different responses in nerve tissue which, according to the
degree of energetic limitation, can be adaptive or lead to cell death due to necrosis or apoptosis. Establishing these processes is
a complex task and the mechanisms involved have still not been fully explained; this is made more difficult by the fact that many
of them are simultaneous and also because of the implications they may have, not only in cell death but also in the adaptation of
the neurons that suffered ischemic stress and survived. We outline the foundations for understanding the physiopathological
phenomena at work in ischemia: neuronal stress and death, and the reaction of the macroglial and microglial cells. This is also
illustrated by original images from research into cell response to ischemia at a pre-clinical level in an experimental model of focal
cerebral ischemia in rats, evaluated using, for example, hematoxylin-eosin and immunohistochemical techniques for several cell
markers. Conclusions. Cell death in ischemia is a complex phenomenon that can have two different outcomes: necrotic death or
apoptotic death. Basic knowledge of the pathophysiology of ischemia and of the response of microglial and macroglial cells is the
foundation for elaborating neuroprotective-type strategies, which must not only be oriented towards preventing acute cell death,
but also later modes of cell death or strengthening the surviving tissue. [REV NEUROL 2004; 39:156-65]
Key words. Apoptosis. Cerebral ischemia. Necrosis. Neuroprotection. Physiopathology.
Recibido: 12.01.04. Aceptado tras revisión externa sin modificaciones: 11.05.04.
a Centro de Estudios Cerebrales. Facultad de Salud. Universidad del Valle.
Cali. b Grupo de Neurociencias. Escuela de Medicina. Universidad de An-
tioquia. Medellín, Colombia.
Correspondencia: Dr. Hernán Pimienta. Universidad del Valle. Facultad de
Salud. Calle 4B, n.º 36-00, San Fernando. Santiago de Cali, Colombia. Fax:
5 725 570 775. E-mail: hernpim@telesat.com.co.
 2004,REVISTA DE NEUROLOGÍA
Fisiopatología de la isquemia cerebral focal:
aspectos básicos y proyección a la clínica
C. Arango-Davilaa, M. Escobar-Betancourta, G.P. Cardona-Gómezb, H. Pimienta-Jiméneza
FISIOPATOLOGÍA DE LA ISQUEMIA
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quemia grave. Su morfología es variada y puede consistir en in-
fartos isquémicos o hemorrágicos. El infarto hemorrágico es con-
secuencia de la reperfusión postisquémica y puede ocasionarlo
la reapertura de la luz arterial, la obstrucción parcial de la arte-
ria o el suministro de sangre proveniente de otros vasos que irri-
gan el tejido necrótico. La isquemia grave se asocia con áreas
de infarto completo con necrosis tisular, edema e inflamación;
con el transcurso de las horas, el tejido se licua y se generan
soluciones de continuidad. A este fenómeno se le denomina ne-
crosis colicuativa (Fig. 1a, a’).
FISIOPATOLOGÍA MOLECULAR DE LA ISQUEMIA
La isquemia cerebral desencadena una secuencia de fenómenos
moleculares a corto y largo plazo que se inician con el fracaso
energético relacionado con la interrupción de los procesos de
fosforilación oxidativa y el déficit en la producción de trifosfato
de adenosina –ATP– (Fig. 2). La interrupción de los gradiantes
iónicos transmembranales debido a fallos en la bomba de sodio-
potasio ATPasa y otras bombas iónicas dependientes de energía
son el punto fundamental relacionado con los mecanismos fisio-
patológicos de la isquemia y, especialmente, de la muerte celu-
lar en el foco isquémico cuando la obstrucción vascular se pro-
longa durante unos minutos [8]. Las neuronas y las células glia-
les se despolarizan exageradamente por la entrada de sodio, clo-
ro, calcio y agua al citoplasma [9]; además, sale potasio, lo que
produce un incremento inusitado de potasio extracelular [10].
El fracaso energético y los cambios iónicos asociados oca-
sionan un incremento de glutamato, una hiperexcitación de los
receptores glutamatérgicos de N-metil-D-aspartato (NMDA)
ionotróficos y metabotróficos, y de los receptores del ácido
α-amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxazolpropiónico (AMPA),lo que
confluye en un incremento aun mayor de la concentración de
calcio intracelular (Fig. 2) [6,11,12]. Este incremento de calcio
intracelular no depende exclusivamente de la activación de re-
ceptores de glutamato, sino de la estimulación de canales de
calcio dependientes de voltaje [13]. La hiperexcitación ocasio-
na el fenómeno de despolarización perinfarto, la cual incre-
menta el gasto energético, especialmente cuando la membrana
intenta repolarizarse [3,14,15].
El incremento de calcio, junto con la acidosis y la despolari-
zación perinfarto, contribuyen a la iniciación del daño; más tar-
de, la inflamación y la activación de fenómenos apoptóticos
contribuyen a incrementar la lesión [6,16]. Durante la isquemia
y, especialmente, durante la reperfusión se generan radicales
libres, entre los que se incluye el monóxido de nitrógeno (NO).
Estas moléculas altamente reactivas se producen en los estados
iniciales y tardíos de la isquemia cerebral mediante mecanismos
fisiopatológicos diferentes: en primer lugar, se producen espe-
cies reactivas de oxígeno por el metabolismo del ácido araqui-
dónico y la NO sintasa neuronal (nNOS); en estados interme-
dios, los radicales libres de oxígeno son el aporte correspon-
diente a la infiltración de neutrófilos en el área isquémica, y en
estados más tardíos interviene la síntesis y activación de las
enzimas NO sintasa inducible (iNOS) y la cicloxigenasa-2
(COX-2) [17,18].
La isquemia cerebral desencadena una serie compleja de
sucesos moleculares, entre los cuales se encuentra la activación
y expresión de genes. Algunos de estos fenómenos parten de la
reacción inmediata de la neurona al daño [19], otros se asocian
a procesos celulares que determinan el destino próximo de la
neurona afectada [20] y otros coordinan los mecanismos de re-
paración de la neurona y los tejidos [21,22].
Entre los fenómenos de transcripción genética reconocidos
durante el proceso isquémico se encuentran la activación de
genes de expresión rápida (IEG) [19], la inducción de genes de
proteínas de choque térmico (HSP) [20], la activación de genes
relacionados con citocinas proinflamatorias y moléculas de
adhesión celular [23], la inducción de genes de las enzimas
iNOS y COX-2 [17], la inducción de genes de productos rela-
cionados con la muerte celular programada [24] y la inducción
de genes relacionados con factores de crecimiento [21,22].
Muchos otros procesos tienen una repercusión en el daño
final al tejido por la isquemia. Entre éstos se encuentran la libe-
ración de citocinas [25,26], la activación de proteasas de serina
[27], la diferente vulnerabilidad a la isquemia de algunos gru-
pos neuronales (por ejemplo, el sector CA1 del hipocampo, las
láminas III y V de la corteza y el estriado son más sensibles a la
isquemia) [28,29] y los fenómenos de tolerancia isquémica des-
encadenados por episodios previos de isquemia (precondiciona-
miento) [30]. 
MUERTE CELULAR EN LA ISQUEMIA CEREBRAL
La muerte celular en la isquemia puede suceder de dos maneras.
La más común, descrita en los tratados clásicos, es la muerte
necrótica, también denominada oncosis o necrofanerosis (Fig.
1a, a’) [31,32]. Resulta del fracaso energético agudo, con pérdi-
da de la morfología celular y, finalmente, lisis con desencadena-
miento de procesos inflamatorios [33,34]. Por otro lado, puede
observarse la muerte apoptótica o muerte celular programada,
en la cual se activan mecanismos intracelulares dependientes de
energía que llevan a una degradación regulada de la célula, que,
más tarde, es eliminada por células fagocíticas sin desencadenar
reacción inflamatoria [16,35,36]. En la isquemia cerebral aguda
se dan los dos tipos de muerte celular, pero en la fase aguda hay
confusiones, debido a que el proceso necrótico puede ocasionar
también la activación de enzimas proteolíticas características de
la vía apoptótica.
Cada vez contamos con más evidencias del desencadena-
miento de mecanismos apoptóticos de aparición subaguda y otros
más tardíos que permiten explicar la muerte celular días o meses
después de la lesión (Figura 1b, b’) [37,38,39,40,41]. La libera-
ción del citocromo c de la mitocondria como respuesta a la des-
polarización isquémica y la acumulación de calcio intramitocon-
drial hace posible la formación del complejo citocromo c-proteí-
na proapoptótica BAD-APAF (factor asociado a la apoptosis).
Este complejo es capaz de activar las caspasas y otras proteasas
de cisteína encargadas de la fase efectora de la apoptosis, respon-
sables directas de la muerte neuronal por su capacidad de digerir
proteínas vitales para la célula, como proteínas de reparación del
ácido desoxirribonucleico (ADN), proteínas reguladoras de la
apoptosis y proteínas estructurales del citoesqueleto [16,35,36]. 
Tras la isquemia cerebral focal experimental se ha encontra-
do inducción de genes y factores proapoptóticos, como los facto-
res de necrosis tumoral (Fas y Apo-2L) [42], el receptor de muer-
te TR3 [43], el factor nuclear-κB [44] y el gen ligado a la apop-
tosis 2 (ALG2, del inglés apoptosis-linked gene2) [45]; además,
se detecta la expresión de factores antiapoptóticos, como la pro-
teína Bcl-ω [46], el factor de crecimiento tumoral β1 (TGF-β1,
del inglés tumor growth factor) [47], el factor α de transforma-
ción y crecimiento (TGF α, del inglés transforming growth fac-
C. ARANGO-DAVILA, ET AL
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tor α) [48], la eritropoyetina [49] y el factor de crecimiento aso-
ciado a la insulina I (IGF-1, del inglés insulina-like growth factor I)
[50,51]. La capacidad de una neurona de expresar uno u otro de
estos factores está relacionada con su vulnerabilidad específica a
la isquemia y a la muerte necrótica o apoptótica. 
Se ha descrito que en circunstancias de isquemia cerebral, el
exceso de glutamato disminuye el efecto neuroprotector del
IGF-I [52,53]. El glutamato ocasiona una disminución de la
sensibilidad del receptor neurotrófico para el IGF-I debido a la
fosforilación de este receptor a través de una compleja vía bio-
química que culmina con la activación secuencial de la protein-
cinasa A (PKA) y la proteincinasa C (PKC) [54].
Asimismo, según nuestros últimos resultados [55], median-
te un modelo experimental de isquemia cerebral en ratas, se
logró una disminución significativa del total del infarto (50%)
mediante la administración de un inhibidor selectivo de la PKC,
el Ro320432. Teniendo en cuenta el efecto neurotrófico del
IGF-I [56], se plantea que la interrupción de las señales intrace-
lulares del IGF-I por causa del exceso de glutamato puede cons-
tituir una ruta que contribuye a la lesión excitotóxica. Por ello,
sugerimos el inhibidor de la PKC Ro320432 como un agente de
interés terapéutico [55].
RESPUESTA DE LA NEURONA ANTE LA ISQUEMIA:
ÉNFASIS EN EL CITOESQUELETO
En el cerebro adulto ocurren, permanentemente, cambios adap-
tativos en la estructura y la función de las neuronas. Estos cam-
bios, que corresponden a la denominada plasticidad cerebral,
están implicados en procesos como el aprendizaje y la memoria
y, además, desempeñan un importante papel en la recuperación
del sistema nervioso ante diferentes tipos de lesión [57,58]. El
citoesqueleto de la neurona es uno de los principales elementos
relacionados con su morfología y su plasticidad. Está constitui-
do por microfilamentos (7 nm), filamentos intermedios (10 nm)
y microtúbulos (24 nm). Estas estructuras son fundamentales,
tanto en la morfogénesis como en el mantenimiento de la es-
tructura de la neurona, y cumplen, además, funciones de trans-
porte de macromoléculas y orgánulos a través del soma y las
prolongaciones neuronales.
Los microtúbulos están constituidos por unidades de α y β
tubulina ensambladas de forma intercalada de tal manera que
forman un largo y flexible cilindro de 24 nm de diámetro, el
cual tiene su origen en el centro de organización microtubular
(COM) cerca del núcleo neuronal y se dirige a la periferia del
soma o a las dendritas. Los microtúbulos tienen un polo estable
(–) en el COM yun polo dinámico (+) en la periferia de la neu-
rona, especialmente en las dendritas. Este polo dinámico se
debate permanentemente entre el ensamblaje y el desensambla-
je, fenómeno que puede repercutir en la arquitectura de la neu-
rona. Una larga serie de proteínas de la familia MAP2/τ, deno-
minadas proteínas asociadas a microtúbulos 2 (MAP2) son en
gran parte responsables de la polimerización, estabilidad y or-
ganización de las unidades de tubulina α y β que constituyen
los microtúbulos [59,60]. El ensamblaje de los microtúbulos
consta de una fase de nucleación y una fase de elongación:
Figura 2. Secuencia de los principales eventos fisiopatológicos como
consecuencia de un infarto cerebral. Obsérvese que el incremento intra-
celular de calcio está implicado tanto en los fenómenos de muerte neuro-
nal necrótica como en los fenómenos de muerte celular programada o
apoptosis.
Figura 1. a) Lesión cerebral focal experimental en el territorio de la arteria
cerebral media en ratas y su aspecto anatomopatológico tras tinción con
hematoxilina-eosina. a’) Después de 72 horas de la lesión. Obsérvense la
cavitación por lisis tisular, los núcleos picnóticos y la cariolisis. b) Inmuno-
histoquímica para la proteína efectora de la apoptosis caspasa 3. b’) Se
observan neuronas piramidales inmunoreactivas a la caspasa 3, eviden-
cia del desencadenamiento de mecanismos relacionados con la apopto-
sis. c) Disminución de la inmunorreactividad a la MAP2. c’) Fragmenta-
ción de microtúbulos en el área adyacente al infarto cerebral. Obsérvese
la poca inmunorreactividad del cuerpo celular, la amputación dendrítica y
la fragmentación de microtúbulos. 40×. Laboratorio de Isquemia Cerebral
Experimental, Centro de Estudios Cerebrales, Universidad del Valle. Cali,
Colombia, 2003.
FISIOPATOLOGÍA DE LA ISQUEMIA
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durante la nucleación, la MAP2 fomenta la formación de díme-
ros de tubulina, y durante la elongación, facilita el ensamblaje
de los dímeros. 
Las MAP2 presentan una secuencia de 32 aminoácidos en
el extremo amino terminal que corresponde a un sector regula-
dor (RII) [61]; además, en el extremo carboxilo terminal se
observan tres o cuatro secuencias repetidas de 18 aminoáci-
dos, separadas por secuencias de 13 a 14 aminoácidos, que co-
rresponden a los dominios de unión a la tubulina (TBD) [62].
Justo antes de los TBD se encuentra un dominio rico en proli-
na (PRD) que también ejerce una función reguladora de la
MAP2 (Figura 3) [63].
Las MAP2 interactúan con la región carboxilo terminal de
la tubulina a través del TBD; esta asociación produce estabili-
dad de la relación de las unidades de tubulina entre sí y dismi-
nuye la flexibilidad del microtúbulo [64]. Los cambios en el
PRD modifican la unión de la MAP2 con los microtúbulos y
fomentan su estabilización [65,66]. Las MAP2 establecen unio-
nes con la actina a través del TBD, y esta relación puede modi-
ficar la estabilidad de los microtúbulos [67]. También pueden
establecer uniones con otros neurofilamentos a través de un
dominio de unión a neurofilamentos que parece ser diferente al
TBD [68,69,70].
La MAP2 presenta una alta proporción de sitios suscepti-
bles de unirse al fosfato (46 moles de fosfato por mol de proteí-
na), ya que es el sustrato de muchos tipos de proteincinasas
(Fig. 3). Esto la hace muy sensible a diferentes vías de transduc-
ción de señales intracelulares. En general, el efecto que tienen
las proteincinasas al fosforilar la MAP2 consiste en una dismi-
nución de su capacidad de interacción con la tubulina; por tan-
to, fomentan el desensamblaje de los microtúbulos. Las protein-
cinasas más relacionadas con este fenómenos son la PKC (Ca2+/
phospholipid-dependent protein kinase), la PKA (cAMP-depen-
dent protein kinase) y la CAMKII (Ca2+/calmodulin-dependent
protein kinase II), las cuales fosforilan aminoácidos principal-
mente en el TBD. Por otra parte, las proteincinasas del grupo de
las PDPK (proline directed protein kinases), como la ERK
(extracelular signal regulated kinases) y
la GSK3 (glicogen synthase kinase 3),
que fosforilan residuos de los sectores RII
y PRD, pueden cambiar las característi-
cas espaciales de la molécula de MAP2 y
modificar su susceptibilidad a las enzi-
mas o su relación con otras proteínas,
además de disminuir la capacidad de
fomentar el ensamblaje de los microtúbu-
los (Fig. 3). En general, se considera que
la fosforilación de diferentes sitios de la
MAP2 puede modificar diferentes aspec-
tos del ensamblaje de los microtúbulos;
es decir,ciertos residuos fosforilados po-
drían fomentar la nucleación, mientras
que otros residuos facilitarían la elon-
gación [71].
Así como la estabilidad de los micro-
túbulos del citoesqueleto se encuentra
comprometida por el efecto de las protein-
cinasas sobre las proteínas de la familia
MAP2/τ, las fosfatasas producen un efec-
to opuesto de desfosforilación y, por tanto,
fomentan la estabilidad de los microtú-
bulos [72,73]. Las fosfatasas, como la PP1, la PP2A, la PP2B
(calcineurina) y la PP2C se encuentran en alta concentración en
el cerebro y con una importante relación con el citoesqueleto de
la neurona y con la MAP2 [74,75,76]. Se sabe que la calcineu-
rina es abundante en las espinas dendríticas y las densidades
postsinápticas y tiene la capacidad de desfosforilar indistinta-
mente las secuencias fosforiladas en la MAP2 por la PKA y la
CAMKII [77,78]. 
La fosforilación y la desfosforilación son las principales
maneras en las que las MAP2/τ responden a las señales extrace-
lulares [72,73,79]. La dinámica funcional de la MAP2 está
determinada en gran parte por los puntos de fosforilación de la
molécula, y no tanto por la cantidad de fosfato ligado (Fig. 3).
Un exceso de fosforilación o un exceso de desfosforilación dis-
minuye la unión de la MAP2 a los microtúbulos [80]. 
La alteración del equilibrio entre cinasas y fosfatasas podría
guardar relación con el cambio en el estado de fosforilación del
citoesqueleto y las consecuentes manifestaciones patológicas
[81]. Se considera que cambios transitorios en el estado de fos-
forilación de las MAP2/τ podrían inducir modificaciones en la
reorganización de la terminal postsináptica sin cambios eviden-
tes en la morfología de la neurona, y que variaciones prolongadas
en la fosforilación podrían generar modificaciones grandes del
citoesqueleto y desencadenar cambios morfológicos claros [71].
Los cambios en el ensamblaje de los microtúbulos y en la
inmunorreactividad de las MAP2/τ se han convertido en un
importante y sensible indicador de respuesta neuronal al daño
isquémico [45,82,83,84,85,86]. Esta sensibilidad viene dada
principalmente por los cambios dendríticos, por lo que constitu-
ye un método de abordaje de la plasticidad cerebral estructural
[45,85]. Durante las primeras horas tras la isquemia se observa
una disminución de la inmunorreactividad de la MAP2 en el
área perinfarto (Fig. 1c, c’) la cual tiende a recuperarse con el
paso de los días. Se considera que estos cambios están relacio-
nados con mecanismos compensatorios y de reparación [83,84].
Congruentemente con este hallazgo, se ha encontrado que la
PKC presenta una activación excesiva después de la isquemia, y
Figura 3. Aspectos moleculares de la proteína MAP2 y los cambios más comunes ocasionados por
efecto de las proteincinasas (ver texto). RII: subunidad reguladora II; CD: dominio central; PRD:
dominio rico en prolina; BD: dominio de unión a tubulina; PKC: Ca2+/Phospholipid-dependent pro-
tein kinase; PKA: cAMP-dependent protein kinase; CAMKII: Ca2+/calmodulin-dependent protein
kinase II; ERK: extracelular signal regulated kinases; GSK3: glicogen synthase kinase.
INTERACCIÓN CON TUBULINA
– Incrementa la carga negativa
– Disminuye la interacción
electrostática con tubulina
– Disminuye la unión con tubulina
CAMBIOS CONFORMACIONALES
– Disminuye la unión de la MAP2 a la tubulina
– Cambia la susceptibilidad a las enzimas
– Altera la localización subcelular
– Modifica la interacción con otras proteínas
C. ARANGO-DAVILA,ET AL
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que el grado de activación depende de la duración de dicha
isquemia; como se mencionó anteriormente, la PKC limita la
capacidad de interacción de la MAP2 con la tubulina, por lo
cual promueve el desensamblaje de los microtúbulos [87].
Como señalamos anteriormente, según nuestros resultados,
un inhibidor selectivo de la PKC, el Ro320432, actúa como
agente neuroprotector en circunstancias de isquemia focal
[55]. Aunque hemos relacionado este resultado con la desinhi-
bición de la función del receptor neurotrófico IGF-I, se podría
especular que la inhibición farmacológica de la PKC también
podría tener repercusión en la protección del citoesqueleto
neuronal, evitaría así el desensamblaje de los microtúbulos y,
por tanto, facilitaría la reacción al estrés y la supervivencia
ante el daño isquémico.
Es interesante señalar que la estimulación de algunos subti-
pos de receptores glutamatérgicos NMDA incrementa la desfos-
forilación de las MAP2 por activación de fosfatasas como la
calcineurina y la PP1, que influyen sobre la reorganización y
estabilización del citoesqueleto [88,89]. Se plantea que la tubu-
lina soluble despolimerizada abunda en las espinas dendríticas
y en las densidades postsinápticas; la desfosforilación de estas
unidades de tubulina desencadenada por la activación de los
receptores de glutamato favorecería la formación de microtúbu-
los y modificaría, de esta manera, la reorganización local del
citoesqueleto postsináptico [90]. Se ha comunicado que la esti-
mulación glutamatérgica desencadena un incremento de la con-
centración de ARNm para MAP2, lo que hace pensar que el glu-
tamato tiene repercusión, no sólo sobre la fosforilación de la
MAP2, sino también sobre la biosíntesis y la concentración de
la proteína MAP2 [91,92]. 
Las anteriores observaciones son congruentes con nuestros
datos recientes [93], en los cuales se muestra, mediante un
modelo de isquemia cerebral experimental focal, una respuesta
de hiperfosforilación de la proteína asociada a microtubulos τ y
un incremento significativo en la asociación de la τ con la subu-
nidad 2/3 del receptor de glutamato AMPA en el hipocampo.
Teniendo en cuenta el efecto neuroprotector de los estrógenos
[94], las ratas fueron tratadas con 17-β-estradiol. Esto evitó la
hiperfosforilación de la τ, lo que generó un efecto de resistencia
al estrés isquémico y de neuroprotección [93].
Se ha planteado que la activación de la calpaína y la subsi-
guiente degradación del citoesqueleto es un indicador sensible
de la respuesta celular al daño [85,95,96,97]. La calpaína es una
proteasa de cisteína que se activa con la presencia de calcio,
abunda en las dendritas y se ha implicado en procesos de remo-
delación neuronal, potenciación a largo plazo y crecimiento
neurítico. El incremento significativo de calcio que se produce
durante una isquemia cerebral desplaza el rango de acción de la
calpaína de un estado fisiológico a un estado patológico, ocasio-
na la degradación proteolítica de la MAP2 y, por tanto, perturba
la estabilidad del citoesqueleto [85,97]. La fosforilación de la
MAP2 disminuye su sensibilidad a la calpaína [98,99], lo cual
es un proceso cuidadosamente regulado.
Se ha encontrado que existe una relación entre la activación
de los receptores glutamatérgicos NMDA y la proteólisis de los
microtúbulos mediada por calpaína. Al antagonizar los recepto-
res de NMDA durante una isquemia cerebral focal experimen-
tal, se observa una tendencia a la preservación de la inmunorre-
actividad de los microtúbulos y una reducción de la capacidad
de hidrólisis de la calpaína, lo que muestra el vínculo entre ésta,
la excitotoxicidad y la proteólisis microtubular [100].
Se concluye que la proteína asociada a los microtúbulos
(MAP2) es esencial en las interacciones del citoesqueleto neu-
ronal, confiere estabilidad a los microtúbulos y, por ende, se
requiere para preservar la morfología y la conectividad neuro-
nal. Tiene relación con importantes cascadas bioquímicas de
reacción intracelular y extracelular, lo que la hace particular-
mente sensible a las alteraciones ocasionadas por la lesión cere-
bral. Durante la isquemia cerebral y después de ella experimen-
ta cambios en su expresión y su conformación que pueden reco-
nocerse con técnicas inmunohistoquímicas mediante anticuer-
pos específicos. Se constituye, pues, en un sensible marcador de
sufrimiento neuronal y representa un modelo de reorganización
estructural y sináptica (Fig. 1c, c’). 
DESPOLARIZACIÓN PERINFARTO 
Y DEPRESIÓN PROPAGADA
El área adyacente al foco isquémico presenta unas característi-
cas fisiológicas y fisiopatológicas especiales y se denomina
área de penumbra. Es un sector inestable, en el cual hay una dis-
minución del flujo sanguíneo (hasta 20 mL/100 g/min) y en el
que aún están preservados el metabolismo energético y la inte-
gridad de la membrana celular. En el área de penumbra, el
incremento de potasio extracelular procedente del foco isqué-
mico facilita el proceso de despolarización perinfarto, el cual es
similar a la despolarización anóxica pero puede ser reversible
de forma espontánea; sin embargo, la despolarización perinfar-
to puede contribuir al crecimiento del foco isquémico y la
muerte celular [3,101,102]. En este sector pueden ocurrir fenó-
menos más tardíos de muerte celular programada, cambios en
las propiedades de las neuronas, activación de la microglía y
reacción inflamatoria [16,103,104]. Entre los cambios neuro-
químicos se ha destacado la reducción hasta en un 60% de los
receptores GABAA [104].
Otro suceso significativo desde el punto de vista neurofisio-
lógico consiste en el establecimiento, poco después de la lesión
isquémica, de la denominada depresión propagada (spreading
depression). Este fenómeno se ha relacionado con el incremen-
to de potasio extracelular y la consecuente activación de la red
astrocítica, la cual ejerce un mecanismo de tamponamiento
espacial, mediante el desplazamiento de potasio del sector
isquémico a otros sectores de la corteza. La depresión propaga-
da es un mecanismo bien conocido que consiste en una altera-
ción transitoria de los gradiantes iónicos que genera unas ondas
lentas de despolarización que viajan a través de la corteza cere-
bral a una velocidad de 1,5 a 7,5 mm/min. La presencia de estas
ondas se ha relacionado con daño en el área de penumbra, pero
no tiene relación con daño en el tejido normal [105].
ACTIVACIÓN DE LA MACROGLÍA
La isquemia cerebral focal ocasiona una bien conocida respues-
ta de activación de la macroglía, no sólo en el sector focal y el
área de penumbra, sino también en sectores alejados del foco
isquémico (Fig. 4) [106]. El término gliosis, o reacción glial, se
usa para indicar cambios estructurales y fisiológicos de los astro-
citos y la microglía como respuesta a lesiones traumáticas,
isquémicas o infecciosas en el sistema nervioso. Dichos cambios
pueden ser temporales o desencadenar reorganizaciones es-
tructurales definitivas, en cuyo caso se usa el término cicatriz
glial. Sin embargo, la cicatriz glial no se forma exclusivamente a
FISIOPATOLOGÍA DE LA ISQUEMIA
REV NEUROL 2004; 39 (2): 156-165 161
expensas de los astrocitos, sino que en su conformación partici-
pan otros tipos de células, como fibroblastos y células epitelia-
les. La cicatriz glial es una nueva barrera que aísla al sistema
nervioso del entorno y permite el restablecimiento del ambiente
neuronal. 
Los astrocitos reactivos se caracterizan morfológicamente
por un aumento de tamaño (hipertrofia) y un incremento en el
número y extensión de sus prolongaciones (Fig. 4b). Se pueden
observar a partir de las primeras seis horas de la lesión isquémi-
ca. El incremento de la proteína acídica glial fibrilar (GFAP),
que corresponde a un tipo de filamento intermedio específico de
los astrocitos, se ha establecido como uno de los marcadores
más sensibles para observar la reacción astrocitaria [107]. La
activación de los astrocitos en la isquemia puede ser consecuen-
cia directa del fracasoenergético. El incremento de glutamato,
ATP y potasio extracelular son factores que, en conjunto o inde-
pendientemente, desencadenan la reactividad de los astrocitos
en los sectores adyacentes a la lesión. Más tardíamente intervie-
nen la liberación de citocinas y los factores de crecimiento neu-
ronal [108]. La depresión propagada se asocia a la reactividad
de astrocitos en sectores alejados del foco isquémico [105].
Los astrocitos forman en el sistema nervioso un sincitio que
actúa como un tamponador espacial de potasio. Se propone que
durante la isquemia hay un traslado de potasio del sitio donde se
encuentra en altas concentraciones a otros sitios, y de esta ma-
nera se controla en parte la hiperexcitabilidad neuronal en el
área de penumbra. Otra de las funciones importantes atribuidas
a los astrocitos deriva de su capacidad de recaptar neurotrans-
misores y metabolizarlos. Desempeñan un importante papel en
la recaptura de glutamato y, de esta manera, pueden hacer dis-
minuir la excitotoxicidad. Se ha observado que tras la isquemia
aumenta significativamente la recaptura de glutamato por los
astrocitos y aumenta la síntesis, la concentración y la actividad
de la glutamina sintetasa [109], enzima que transforma el gluta-
mato en glutamina.
Los astrocitos secretan a la matriz extracelular sustancias
con capacidad de fomentar o inhibir el crecimiento axonal. De
esta manera, hacen posible el redireccionamiento del creci-
miento del cono axonal y la reparación de las lesiones. La tena-
cina y la janusina inhiben el avance del axón en crecimiento; los
proteoglicanos, especialmente el sulfato de heparina, promue-
ven el avance axonal, mientras que el condroi-
tinsulfato y el queratansulfato interfieren con
el desplazamiento axonal [110]. Los proteo-
glicanos los secretan los astrocitos a la matriz
extracelular, donde interactúan con la lamini-
na para producir su efecto.
Durante la lesión isquémica, los astrocitos
incrementan la síntesis y la liberación de sus-
tancias neurotróficas, como el factor de creci-
miento neuronal, el factor de crecimiento fi-
broblástico y la neurotrofina 3 [109] e incre-
mentan la esteroidogénesis [111]. La produc-
ción de estos factores por los astrocitos es
mayor cuanto más cerca se encuentren de la
lesión focal. Como se sabe, estos factores fo-
mentan la supervivencia de las neuronas, de
los propios astrocitos y de la microglía.
En conclusión, se puede observar que hay
múltiples estrategias mediante las cuales la
macroglía, especialmente los astrocitos, en-
frentan la lesión isquémica y se preparan para facilitar la repara-
ción del tejido. En condiciones normales, se evidencia un siste-
ma neuroprotector ágil, que interviene en los ámbitos molecu-
lar, celular e histológico.
ACTIVACIÓN DE LA MICROGLÍA
La microglía es un grupo de células de origen mesodérmico,
derivadas de los monocitos sanguíneos que emigraron en fases
precoces del desarrollo embriológico hacia el sistema nervioso.
Las células microgliales, que se asimilan a los macrófagos de la
sangre, se consideran inmunomoduladoras. Expresan un antíge-
no que corresponde al complejo principal de histocompatibili-
dad (MHC) que permite detectar estas células mediante técnicas
inmunohistoquímicas y diferenciarlas de otras células del siste-
ma nervioso (Fig. 5) [112]. Durante la isquemia cerebral, las
células microgliales se activan más rápidamente que los astroci-
tos y participan en procesos de inflamación y reparación del sis-
tema nervioso adulto. Tienen capacidad fagocítica y durante su
actividad liberan diferentes tipos de sustancias, como la enzima
elastasa, algunos radicales libres oxidativos y citocinas proinfla-
matorias o antinflamatorias, como las interleucinas 1, 3, 5 y 6, el
factor de crecimiento neuronal, el factor de transformación y
crecimiento y el factor de necrosis tumoral [34,113].
Las características morfológicas de la microglía varían de
acuerdo a su estado funcional. En el caso de la isquemia, depen-
de del grado de afectación del tejido. El inmunofenotipo dado
por el marcaje del antígeno MHC permite identificar los si-
guientes tipos [2, 34]:
– Microglía ramificada o microglía de reposo(Fig. 5a). Se ca-
racteriza por presentar un cuerpo celular pequeño y un
núcleo contenido en un citoplasma estrecho. Tiene una gran
cantidad de prolongaciones ramificadas delgadas de las que
emergen en ángulo recto prolongaciones similares a espinas
de corta extensión. En la sustancia blanca, especialmente en
el cuerpo calloso, estas células se observan alargadas si-
guiendo el curso de las fibras nerviosas y presentan menos
prolongaciones.
– Microglía activa(Fig. 5b). Son células que han cambiado su
inmunofenotipo, pero que aún no desempeñan la función de
macrófagos. Se observan en sitios donde la afectación is-
Figura 4. Astrocitos reactivos en un sector de la corteza occipital ipsilateral a la lesión isquémi-
ca focal experimental en ratas (b) marcados con anti-GFAP. Nótese la hipertrofia del soma y el
incremento en el número y extensión de las prolongaciones al comparar con la corteza occipi-
tal contralateral (a). 40×. Laboratorio de Isquemia Cerebral Experimental, Centro de Estudios
Cerebrales, Universidad del Valle. Cali, Colombia, 2003.
C. ARANGO-DAVILA, ET AL
REV NEUROL 2004; 39 (2): 156-165162
quémica es subletal. Se ven como cé-
lulas abultadas con un cuerpo celular
grande y prolongaciones cortas y
gruesas. La microglía se activa en el
lapso de la primera hora de la lesión
isquémica.
– Microglía reactiva(Fig. 5c). Se observa
en el área necrótica o cerca del foco
isquémico. Las células desempeñan su
papel de macrófagos, son esféricas,
pequeñas, con características ameboi-
des y no presentan ramificaciones. Se
observan en la lesión isquémica en el
lapso de las primeras seis horas y au-
mentan su número de forma importante
hasta las 24 horas.
El papel de la microglía en las lesiones isquémicas del sistema
nervioso depende del estado y grado de resolución de la lesión
isquémica. Durante las primeras horas y los primeros días, la
microglía puede facilitar la muerte y la destrucción de las células
nerviosas por la liberación de agentes como el factor de necrosis
tumoral α, el monóxido de nitrógeno, el peróxido de hidrógeno y
los aniones superóxido; sin embargo, más tardíamente, la micro-
glía puede fomentar la supervivencia de las células y la repara-
ción de los tejidos por la síntesis de factores de crecimiento
como las interleucinas 1 y 3 y los factores de crecimiento celular,
que estimulan la astrogliosis y la supervivencia neuronal.
FUNDAMENTOS DE LAS ESTRATEGIAS 
EN NEUROPROTECCIÓN
En los últimos años se ha progresado de forma importante en el
conocimiento de sustancias que actúan en diferentes puntos de
las cascadas que conllevan a la muerte por necrosis o por apop-
tosis y que interfieren con estos procesos prolongando la vida
de la neurona [55,93]. Estos fármacos aparecen promisorios
como estrategia de neuroprotección y son el sustrato para estu-
dios en animales de experimentación y estudios clínicos en el
humano. Iadecola [2] ha propuesto diferentes momentos en las
estrategias neuroprotectoras, dependiendo del evento molecular
sobre el que se interviene.
Neuroprotección primaria
La neuroprotección primaria se produce cuando se utiliza un
fármaco que incrementa la resistencia de la neurona al daño
isquémico, hipóxico, excitotóxico o metabólico. Los antagonis-
tas de receptores de glutamato, los bloqueadores de canales de
calcio, los bloqueadores de canales de sodio, los inhibidores de
la NO sintasa neuronal, los antagonistas del factor activador de
plaquetas y las sustancias fijadoras de radicales libres tienen la
capacidad de disminuir el daño cerebral si se instauran rápida-
mente en los momentos iniciales de la lesión.
Neuroprotección secundaria
La neuroprotección secundaria se refiere a la intervención far-
macológica que interfiere con los procesos patogénicos que se
desencadenan después de que se ha instaurado la lesión isquémi-
ca, hipóxica, excitotóxica o metabólica.Estos procesos más tar-
díos son responsables de la muerte neuronal de forma necrótica
o apoptótica. En este grupo, se incluyen sustancias que pueden
disminuir la muerte necrótica tardía, como los inhibidores de
enzimas inductoras de inflamación como la NO sintasa induci-
ble o la cicloxigenasa-2, y sustancias que bloquean las citocinas
proinflamatorias. Las sustancias inhibidoras de enzimas efecto-
ras de la apoptosis, como los inhibidores de las proteasas de cis-
teína, los inhibidores de la proteína proapoptótica BAD, y la in-
hibición del factor asociado a la apoptosis disminuyen la muerte
celular programada.
Neuroprotección terciaria
La neuroprotección terciaria se dirige a potenciar la capacidad
de recuperación del tejido nervioso previamente lesionado y
disminuir la diasquisis. En este sentido, se han utilizado medi-
camentos que incrementan la disponibilidad de aminas bióge-
nas como los inhibidores selectivos de la recaptación de seroto-
nina, inhibidores selectivos de la recaptación de noradrenalina o
las anfetaminas. El mecanismo mediante el cual estas sustan-
cias mejoran la plasticidad neuronal y la recuperación del tejido
aún no se ha dilucidado. Los factores tróficos, como el factor de
crecimiento de fibroblastos, el factor de crecimiento endotelial
y la eritropoyetina, entre otros, han incrementado la recupera-
ción después de una lesión cerebral, no sólo por su capacidad de
neovascularización, sino también por un efecto trófico directo
sobre la neurona a través de genes que facilitan la reparación y
supervivencia de la neurona.
CONCLUSIONES
La isquemia desencadena en el tejido nervioso una serie de res-
puestas que, dependiendo del grado de limitación energética,
pueden ser adaptativas o llevar a la muerte celular por necrosis o
por el desencadenamiento de mecanismos de muerte celular
programada. El establecimiento de estos procesos es complejo
y los mecanismos se encuentran en vías de dilucidación. Espe-
cial dificultad ofrece la simultaneidad de muchos de ellos y las
implicaciones que cada uno de ellos puede tener, no sólo en la
muerte celular, sino en la adaptación de aquellas neuronas que
sufrieron el estrés isquémico y sobrevivieron.
Lipton [114], en un intento de sistematizar y simplificar los
mecanismos implicados en la muerte de la neurona por isque-
mia, señala cuatro etapas en el proceso de muerte neuronal. La
primera etapa, denominada de inducción, incluye los cambios
iniciados por la isquemia y la reperfusión, como la disminución
del ATP, la inhibición del transporte electrónico, la disminución
del pH, el incremento del calcio, la liberación de glutamato, el
Figura 5. Modificaciones en el inmunofenotipo de células microgliales marcadas con anti MHC a las
72 horas postisquemia cerebral experimental en ratas; a) células microgliales en reposo localizadas
lejos del foco isquémico; b) células microgliales activas cerca de la lesión; c) células microgliales
reactivas en el borde de la lesión, ejerciendo su función fagocitaria. 40×. Laboratorio de Isquemia
Cerebral Experimental, Centro de Estudios Cerebrales, Universidad del Valle. Cali, Colombia, 2003.
FISIOPATOLOGÍA DE LA ISQUEMIA
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incremento de ácido araquidónico y la activación de genes que
permiten la síntesis de citocinas y de enzimas para la produc-
ción de radicales libres. Estos cambios permiten la activación
de cinco eventos nocivos que Lipton denomina perpetradores
del daño y que incluyen: la acción perjudicial de los radicales
libres, la activación de la calpaína, la activación de las fosfolipa-
sas, la activación de la poli-ADPribosa polimerasa y la activa-
ción de las vías apoptóticas. La segunda etapa la induce la pre-
sencia de los perpetradores e incluye las alteraciones a largo
plazo de las macromoléculas o de metabolitos importantes. La
tercera etapa está relacionada con los efectos perjudiciales a lar-
go plazo de las alteraciones de las macromoléculas y los cam-
bios metabólicos, que definen una alteración en la función celu-
lar y en la estructura que incluyen cambios en la membrana
celular, la mitocondria, el citoesqueleto, la síntesis proteica y la
actividad de las cinasas. Por último, la cuarta etapa consiste en
la progresión de los cambios bioquímicos y morfológicos hacia
la muerte celular. El conocimiento de estas etapas se encuentra
en continua investigación y aún se desconocen muchos aspec-
tos, especialmente de las últimas dos fases. 
Las estrategias neuroprotectoras se fundamentan en el cono-
cimiento detallado de cada una de estas etapas, y se busca reco-
nocer eventos claves para una intervención farmacológica o físi-
ca que pueda limitar el daño neuronal y facilite la recuperación.
Posiblemente, en este intento deba intervenirse sobre varios pro-
cesos, debido a la gran complejidad del cuadro fisiopatológico,
para lo cual es necesario definir cada una de las intervenciones
como neuroprotección primaria, secundaria o terciaria.
1. Asplund K, Bonita R, Kuulasmaa K, Rajakangas AM, Schaedlich H,
Suzuki K, et al. Multinational comparisons of stroke epidemiology.
Evaluation of case ascertainment in the WHO MONICA Stroke Study.
World Health Organization Monitoring Trends and Determinants in
Cardiovascular Disease. Stroke. 1995; 26: 355-60.
2. Iadecola C. Mechanisms of cerebral ischemic damage. In Walz W, ed.
Cerebral ischemia: molecular and cellular pathophysiology. Totowa
NJ: Humana Press; 1999. p. 3-32. 
3. Back T. Pathophisiology of the ischemic penumbra –revision of a con-
cept. Cell Mol Neurobiol 1998; 18: 621-38. 
4. Mies G, Ishimaru S, Xie Y, Seo K, Hossmann KA. Ischemic thresholds
of cerebral protein synthesis and energy state following middle cerebral
artery occlusion in rat. J Cereb Blood Flow Metab 1991; 11: 753-61.
5. Hossmann KA. Ischemia-mediated neuronal injury. Resuscitation 1993;
26: 225-35.
6. White B, Sullivan J, DeGracia D, Oneil B, Neumar R, Grossman L, et
al. Brain ischemia and reperfusion: molecular mechanisms of neuronal
injury. J Neurol Sci 2000; 179: 1-33.
7. Ames A, Wright RL, Kowada M, Thurston JM, Majno G. Cerebral
ischemia. II. The no-reflow phenomenon. Am J Pathol 1968; 52: 437-53.
8. Astrup J, Symon L, Branston NM, Lassen NA. Cortical evoked poten-
tial and extracellular K+ and H+ at critical levels of brain ischemia.
Stroke 1977; 8: 51-7.
9. Hansen A. Effect of anoxia on ion distribution in the brain. Physiol Rev
1985; 65: 101-48
10. Blank WF, Kirshner HS. The kinetics of extracellular potassium
changes during hypoxia and anoxia in the rat cerebral cortex. Brain
Res 1996; 123:113-24.
11. Choi D. Ionic dependence of glutamate toxicity. J Neurosci. 1997; 7: 369-79.
12. Choi D, Rothman S. The role of glutamate neurotoxicity in hypoxic/
ischemic neuronal death. Ann Rev Neurosci 1990; 13: 171-182.
13. Choi DW. Cerebral hypoxia: some new approaches and unanswered
questions. J Neurosci 1990; 10: 2493-501. 
14. Choi D. Excitotoxic cell death. J Neurobiol 1992; 23: 1261-76.
15. Schiene K, Bruehl C, Zilles K, Qü M, Hagemann G, Kraemer M, et al.
Neuronal hyperexcitability and reduction of GABAA-receptor expres-
sion in the surround of cerebral photothrombosis. J Cereb Blood Flow
Metab 1996; 16: 906-14.
16. Banasiak K, Xia Y, Haddad G. Mechanisms underlying hypoxia-
induced neuronal apoptosis. Prog Neurobiol 2000; 62: 215-49.
17. Grandati M, Verrecchia C, Revaud ML, Allix M, Boulu RG, Plotkine
M. Calcium-independent NO-synthase activity and nitrites/nitrates pro-
duction in transient focal cerebral ischaemia in mice. Br J Pharmacol
1997; 122: 625-30.
18. Nogawa S, Zhang F, Ross ME, Iadecola C. Cyclo-oxygenase-2 gene
expression in neurons contributes to ischemic brain damage. J Neurosci
1997; 17: 2746-55. 
19. Akins PT, Liu PK, Hsu CY. Immediate early gene expression in
response to cerebral ischemia. Stroke 1996; 27: 1682-7.
20. Massa SM, Swanson RA, Sharp FR. The stress gene response in brain.
Cerebrovasc Brain Metab Rev 1996; 8: 95-158.
21. Kovacs Z, Ikezaki K, Samoto K, Inamura T, Fukui M. VEGF expres-
siontime kinetics in rat brain infarct. Stroke 1996; 27: 1865-72.
22. Koistinaho J, Hokfelt T. Altered gene expression in brain ischemia.
Neuroreport 1997; 8: i-viii.
23. Kim J. Cytokines and adhesion molecules in stroke and related dis-
eases. J Neurol Sci 1996; 137: 69-78.
24. MacManus JP, Linnik MD. Gene expression induced by cerebral is-
BIBLIOGRAFÍA
chemia: an apoptotic perspective. J Cereb Blood Flow Metab 1997; 17:
815-32.
25. Relton J, Beckey V, Hanson W, Whalley E. CP-0597, a selective brady-
kinin B2 receptor antagonist, inhibits brain injury in a rat model of
reversible middle cerebral artery occlusion. Stroke 1997; 28: 1430-36.
26. Turrin N, Plata-Salaman C. Cytokine-cytokine interaction and the brain.
Neurobiol 2000; 51: 3-9.
27. Gingrich M, Traynelis S. Serine proteases and brain damage –is there a
link? Trends Neurosci 2000; 23: 399-407.
28. Freund HJ. Differential effects of cortical lesions in humans. Ciba
Found Symp 1987; 132: 269-81.
29. Araki T, Kato H, Kogure K. Selective neuronal vulnerability following
transient cerebral ischemia in the gerbil: distribution and time course.
Acta Neurol Scand 1989; 80: 548-53.
30. Shamloo M, Kamme K, Wieloch T. Subcelular distribution and auto-
phosphorilation of calcium/calmodulin-dependent protein kinase II in
rat hippocampus in a model of ischemic tolerance. Neuroscience 2000;
96: 665-74.
31. Cotran R, Kumar V, Robbins S. Patología estructural y funcional. Ma-
drid: Interamericana; 1990.
32. McDonald E, Windeback A. Mechanism of neurotoxic injury and cell
death. Neurol Clin 2000; 16: 1-7.
33. Jander S, Kraemer M, Schroeter M, Witte OW, Stoll G. Lymphocytic
infiltration and expression of intercellular adhesion molecule-1 in pho-
tochemically induced ischemia of the rat cortex. J Cereb Blood Flow
Metab 1995; 15: 42-51.
34. Kondo Y. Activated and fagocytic microglia. In Walz W, ed. Cerebral
ischemia: molecular and cellular pathophysiology. Totowa NJ: Hu-
mana Press; 1999. p. 251-69.
35. Rami A, Agarwal R, Botez G, Winckler J. µ-calpain activation, DNA
fragmentation, and synergistic effects of caspase and calpain inhibitors
in protecting hippocampal neurons from ischemic damage. Brain Res
2000; 866: 299-312.
36. Tetsumori Y. Implication of cysteine proteases calpain, cathepsin and
caspase in ischemic neuronal death of primates. Prog Neurobiol 2000;
62: 273-95.
37. Linnik M, Zobrist R, Hatfield M. Evidence supporting a role for pro-
grammed cell death in focal cerebral ischemia in rats. Stroke 1993; 24:
2002-8.
38. Guegan C, Sola B. Early and sequential recruitment of apoptotic effectors
after focal permanent ischemia in mice. Brain Res 2000; 856: 93-100.
39. Denson G, Fujikawa M. Confusion between neuronal apoptosis and
activation of programmed cell death mechanisms in acute necrotic
insults. Trends Neurosci 2000; 23: 410-11.
40. Iwai T, Niwa M, Hara A, Mori H, Uematsu T, Sakai N. DNA fragmen-
tation in the CA2 sector of gerbil hippocampus following transient
forebrain ischemia. Brain Res 2000; 857: 275-78.
41. Zeng YS, Xu ZC. Co-existence of necrosis and apoptosis in rat hip-
pocampus following transient forebrain ischemia. Neurosci Res 2000;
37: 113-25.
42. Wu K, Huang J, Adler J, Black I. On the identity of the major postsy-
naptic density protein. Proc Natl Acad Sci U S A 1992; 89: 3015-19.
43. Harrison D, Roberts J, Campbell C, Crook B, Davis R, Deen K, et al.
TR3 death receptor expression in the normal and ischaemic brain.
Neuroscience 2000; 96: 147-60.
44. Seegers H, Grillon E, Trioullier Y, Väth A, Verna JM, Blum D. Nuclear
factor-κB activation in permanent intraluminal focal cerebral ischemia
in the rat. Neurosci Lett 2000; 288: 241-45.
C. ARANGO-DAVILA, ET AL
REV NEUROL 2004; 39 (2): 156-165164
45. Li G, Farooque M, Lewen A, Lennmyr F, Holtz A, Olsson Y. MAP2
and neurogranin as markers for dendritic lesion in CNS injury. An im-
munohistochemical study in the rat. APMIS 2000; 108: 98-106.
46. Minami M, Lin JK, Li W, Nagayama T, Henshall D, Simon R. Bcl-w
expression is increased in brain regions affected by focal cerebral
ischemia in the rat. Neurosci Lett 2000; 279: 193-95.
47. Zhu Y, Elke B, Krieglstein J. TGF-β1 inhibits caspase-3 activation and
neuronal apoptosis in rat hippocampal cultures. Neurochem Int 2001;
38: 227-35.
48. Junier M-P. GAT role(s) for TGF in the central nervous system? Prog
Neurobiol 2000; 62: 443-73.
49. Marti H, Bernaudin M, Petit E, Bauer C. Neuroprotection and angio-
genesis: dual role of eritropoietin in brain ischemia. News Physiol Sci
2000; 15: 225-9.
50. Chavez JC, LaManna JC. Activation of hypoxia-inducible factor-1 in
the rat cerebral cortex after transient global ischemia: potential role of
insulin-like growth factor-1. J Neurosci 2002; 22: 8922-31.
51. Motoki T, Katsumi I, Yasuo N, Hideaki F, Akiyoshi K, Fujio N, et al.
Insulin-like growth factor-1 attenuates apoptosis in hippocampal neu-
rons caused by cerebral ischemia and reperfusion in stroke-prone spon-
taneously hypertensive rats. Lab Invest 1997; 76: 613-17.
52. Chalecka F, Chuang D. Lithium activates the serine/threonine kinase
Akt-1 and suppresses glutamate-induced inhibition of Akt-1 activity in
neurons. Proc Natl Acad Sci U S A 1999; 96: 8745-50.
53. Dudek, H, Datta SR, Franke TF, Birnbaum MJ, Yao R, Cooper GM, et
al. Regulation of neuronal survival by the serine-threonine protein
kinase Akt. Science 1997; 275: 661-5.
54. Robinson-White A, Stratakis CA. Protein kinase A signaling: ‘cross-
talk’ with other pathways in endocrine cells. Ann N Y Acad Sci 2002;
968: 256-70.
55. García-Galloway E, Arango C, Pons S, Torres-Alemán I. Glutamate
excitotoxicity attenuates insulin-like growth factor-I prosurvival sig-
naling. Mol Cell Neurosci 2003; 24: 1027-37.
56. Torres-Alemán I. Serum growth factors and neuroprotective surveil-
lance. Mol Neurobiol 2000; 21: 153-60.
57. Kolb B, Whishaw I. Brain plasticity and behavior. Annu Rev Psychol
1998; 49: 43-64.
58. Tokuda M, Hatase O. Regulation of neuronal plasticity in the central
nervous system by phosphorylation and dephosphorylation. Mol Neu-
robiol 1998; 17: 137-56.
59. Wiche G, Oberkanins C, Himmler A. Molecular structure and function
of microtubule-associated proteins. Int Rev Cytol 1991; 124: 217-73.
60. Mandelkow E, Song Y, Mandelkow E. The microtubule lattice-dynam-
ic instability of concepts. Trends Cell Biol 1995; 5: 262-66.
61. Rubino H, Dammerman M, Shafit Z, Erlichman J. Localization and
characterization of the binding site for the regulatory subunit of type II
cAMP-dependent protein kinase on MAP2. Neuron 1989; 3: 631-38.
62. Doll T, Meichsner M, Riederer B, Honegger P, Matus A. An isoform of
microtubule-associated protein 2 (MAP2) containing four repeats of
the tubulin-binding motif. J Cell Sci 1993; 106: 633-39.
63. Ferralli J, Doll T, Matus A. Sequence analysis of MAP2 function in liv-
ing cells. J Cell Sci 1994; 107: 3115-25.
64. Cross D, Domínguez J, Maccioni R, Ávila J. MAP-1 and MAP-2 bind-
ing sites at the C-terminus of beta-tubulin. Studies with synthetic tubu-
lin peptides. Biochemistry 1991; 30: 4362-6.
65. Gustke N, Trinczek B, Biernat J, Mandelkow EM, Mandelkow E.
Domains of tau protein and interactions with microtubules. Biochem-
istry 1994; 33: 9511-22.
66. Preuss U, Biernat J, Mandelkow EM, Mandelkow E. The ‘jaws’ model
of tau-microtubule interaction examined in CHO cells. J Cell Sci 1997;
110: 789-800.
67. Correas I, Padilla R, Ávila J. The tubulin-binding sequence of brain
microtubule-associated proteins, tau and MAP-2, is also involved in
actin binding. Biochem J 1990; 269: 61-4.
68. Bloom G, Vallee R. Association of microtubule-associated protein 2
(MAP 2) with microtubules and intermediate filaments in cultured
brain cells. J Cell Biol 1983; 96: 1523-31.
69. Heimann R, Shelanski M, Liem R. Microtubule-associated proteins
bind specifically to the 70-kDa neurofilament protein. J Biol Chem
1985; 260: 12160-6.
70. Pedrotti B, Colombo R, Islam K. Interactions of microtubule-associat-
ed protein MAP2 with unpolymerized andpolymerized tubulin and
actin using a 96-well microtiter plate solid-phase immunoassay. Bio-
chemistry 1994; 33: 8798-806.
71. Sánchez C, Díaz-Nido J, Ávila J. Phosphorylation of microtubule-
associated protein 2 (MAP2) and its relevance for the regulation of the
neuronal cytoskeleton function. Prog Neurobiol 2000; 6: 133-68.
72. Hall A. Rho GTPases and the actin cytoskeleton. Science 1998; 279:
509-14.
73. Small J, Rottner K, Kaverina I. Functional design in the actin cyto-
skeleton. Curr Opin Cell Biol 1999; 11: 54-60.
74. Sim A. The regulation and function of protein phosphatases in the
brain. Mol Neurobiol 1992; 5: 229-46.
75. Goldberg Y. Protein phosphatase 2A: who shall regulate the regulator?
Biochem Pharmacol 1999; 57: 321-28.
76. Coghlan V, Perrino B, Howard M, Langeberg L, Hicks J, Gallatin W, et
al. Association of protein kinase A and protein phosphatase 2B with a
common anchoring protein. Science 1995; 267: 108-11.
77. Ferreira A, Kincaid R, Kosik K. Calcineurin is associated with the
cytoskeleton of cultured neurons and has a role in the acquisition of
polarity. Mol Biol Cell 1993; 4: 1225-38.
78. Morioka M, Nagahiro S, Fukunaga K, Miyamoto E, Ushio Y. Cal-
cineurin in the adult rat hippocampus: Different distribution in CA1
and CA3 subfields. Neuroscience 1997; 78: 673-84. 
79. Drewes G, Ebneth A, Mandelkow E. MAPs, MARKs and microtubule
dynamics. Trends Biochem Sci 1998; 23: 307-11.
80. Brugg B, Matus A. Phosphorylation determines the binding of micro-
tubule-associated protein 2 (MAP2) to microtubules in living cells. J
Cell Biol 1991; 114: 735-43.
81. Saitoh T, Masliah E, Jing L-W, Cole G, Wieloch T, Shapiro I. Protein
kinases and phosphorylation in neurologic disorders and cell death.
Lab Invest 1991; 64: 596-615.
82. Dewar D, Dawson D. Changes of cytoskeletal protein inmunostaining
in mielinating fiber tracts after focal cerebral ischemia un rats. Acta
Neuropathol 1997; 93: 171-77.
83. Li Y, Jiang N, Power C, Chopp M. Neuronal damage and plasticity
identified by microtubule associated protein 2, growth-associated pro-
tein 43 and cyclin immunoreactivity after focal cerebral ischemia in
rats. Stroke 1998; 29: 91972-80.
84. Popa-Wagner A, Schroeder E, Schmoll H, Walker L, Kessler C. Upreg-
ulation of MAP1B and MAP2 in the rat brain after middle cerebral
artery occlusion: effect of age. J Cereb Blood Flow Metab 1999; 19:
425-34.
85. Pettigrew L, Holtz M, Craddock S, Minger S, Hall N, Geddes J. Micro-
tubular preoteolisis in focal cerebral ischemia. J Cereb Blood Flow
Metab 1996; 16: 61189-202.
86. Schmidt-Kastner R, Freund T. Selective vulnerability of the hippocam-
pus in brain ischemia. Neuroscience 1991; 40: 599-636.
87. Toyama Y, Sako K, Yonemasu Y. Protein kinase C in focal ischemic rat
brain: dual autoradiographic analysis of [14C]iodontipyrine (IAP) and
[3H]phorbol-12,13-dibutyrate (PDBu). Brain Res 1997; 750: 155-60.
88. Halpain S, Greengard P. Activation of NMDA receptors induces rapid
dephosphorylation of the cytoskeletal protein MAP2. Neuron 1990;
5: 237-46.
89. Montoro R, Díaz-Nido J, Ávila J, López BJ. N-methyl-D-aspartate
stimulates the dephosphorylation of the microtubule-associated protein
2 and potentiates excitatory synaptic pathways in the rat hippocampus.
Neuroscience 1993; 54: 859-71.
90. Van Rossum D, Hanisch UK. Cytoskeletal dynamics in dendritic
spines: direct modulation by glutamate receptors? Trends Neurosci
1999; 22: 290-95.
91. Bigot D, Hunt S. Effect of excitatory amino acids on microtubule-asso-
ciated proteins in cultured cortical and spinal neurones. Neurosci Lett
1990; 111: 275-80.
92. Johnston HM, Morris BJ. NMDA and nitric oxide increase micro-
tubule-associated protein 2 gene expression in hippocampal granule
cells. J Neurochem 1994; 63: 379-82.
93. Cardona-Gómez GP, Arango-Dávila C, Gallego-Gómez JC, Pimienta
H, García-Segura LM. Estrogen inhibits glycogen synthase kinase-3b
and modulates the interaction of the microtubule-associated protein
Tau with glutamate receptor subunits in post-ischemic hippocampus:
implications for hormonal neuroprotective mechanisms. Mol Brain
Res 2004 [in press].
94. Cardona-Gómez GP, Méndez P, García-Segura LM. Synergistic inter-
action of estradiol and insulin-like growth factor-I in the activation of
PI3K/Akt signaling in the adult rat hypothalamus. Brain Res Mol
Brain Res 2002; 107: 80-8.
95. Arias C, Arrieta I, Massieu L, Tapia R. Neuronal damage and MAP2
changes induced by the glutamate transport inhibitor dihydrokainate and
by kainate in rat hippocampus in vivo. Exp Brain Res 1997; 116: 467-76.
96. Hicks RR, Smith DH, McIntosh TK. Temporal response and effects of
excitatory amino acid antagonism on microtubule-associated protein 2
immunoreactivity following experimental brain injury in rats. Brain
Res 1995; 678: 151-160.
97. Yamashima T. Implication of cisteine proteases calpain, cathepsin and
caspase in ischemic neuronal death of primates. Prog Neurobiol 2000;
62: 273-95.
98. Kampfl A, Posmantur RM, Zhao X, Schmutzhard E, Clifton GL, Ha-
FISIOPATOLOGÍA DE LA ISQUEMIA
REV NEUROL 2004; 39 (2): 156-165 165
yes RL. Mechanisms of calpain proteolysis following traumatic brain
injury: implications for pathology and therapy: a review and update. J
Neurotrauma 1997; 14: 121-34.
99. Friedrich P, Aszodi A. MAP2: a sensitive cross-linker and adjustable
spacer in dendritic architecture. FEBS Lett 1991; 295: 5-9.
100. Minger S, Geddes J, Holtz M, Craddock S, Sidney W, Whiteheart S,
Siman R, Pettogrew C. Glutamate receptor antagonists inhibit calpain-
mediated cytoeskeletal proteolysis in focal cerebral ischemia. Brain
Res 1998; 810: 181-99.
101. Nedergaard M. Mechanisms of brain damage in focal cerebral ische-
mia. Acta Neurol Scand 1988; 77: 81-101.
102. Weixing H, Alexander K, Yang W, Alejandro D, Perez-Trepichio A.
Directed sampling for electrolyte analysis and water content of micro-
punch samples shows large differences between normal and ischemic
rat brain cortex. Brain Res 2000; 868: 370-75.
103. Witte OW, Stoll G. Delayed and remote effects of focal cortical infarctions:
secondary damage and reactive plasticity. Adv Neurol 1997; 73: 207-27.
104. Schiene K, Bruehl C, Zilles K, Qu M, Domann R, Kraemer M, et al.
Neuronal hyperexcitability and reduction of GABA receptor expres-
sion in the surround of cerebral thrombosis. J Cereb Blood Flow Metab
1996; 16: 906-14.
105. Irwin A, Walz W. Spreading depression waves as mediators of second-
ary injury and of protective mechanism. In Walz W, ed. Cerebral is-
chemia: molecular and cellular pathophisiology. Totowa NJ: Humana
Press; 1999. p. 35-44.
106. Schiffer D, Giordana M, Migheli A, Giaccone G, Pezzotta S, Mauro A.
Glial fibrilary acidic protein and vimentin in experimental glial reac-
tion of the rat brain. Brain Res 1986; 374: 110-8.
107. Hatten M, Liem R, Shelanski M, Mason C. Astroglia in CNS injury.
Glia 1991; 4: 233-42.
108. Jabs R, Bekar L, Walz W. Reactive astrogliosis in the injured and postis-
chemic brain. In Walz W, ed. Cerebral ischemia: molecular and cellular
pathophisiology. Totowa NJ: Humana Press; 1999. p. 233-49.
109. Ramírez-Expósito M, Martínez-Martos J. Estructura y funciones de la
macroglia en el sistema nervioso central. Respuesta a procesos degene-
rativos. Rev Neurol 1998; 26: 600-11.
110. McKeon R, Sliver J. Functional significance of glial-derived matrix
during development and regeneration. Glia 1995; 22: 185-9.
111. King SR, Manna PR, Ishii T, Syapin PJ, Ginsberg SD, Wilson K, et al.
An essential component in steroid synthesis, the steroidogenic acute
regulatory protein, is expressed in discrete regions of the brain. J 
Neurosci 2002; 22: 10613-20.
112. Finsen B, Jorgensen M, Diemer N, Zimmer J. Microglial MHC antigen
expresion after ischemic and kainik acid lesion of the adult rat hip-
pocampus. Glia 1993; 7: 41-49.
113. Nakajima K, Shimojo M, Hamanoue M, Ishiura S, Sugita H, Kohsaka
S. Identification of elastase as a secretory protease from cultured rat
microglia. J Neurochem 1992; 58: 1401-8.114. Lipton P. Ischemic cell death in brain neurons. Physiol Rev 1999; 29:
1431-568.
FISIOPATOLOGÍA DE LA ISQUEMIA CEREBRAL FOCAL:
ASPECTOS BÁSICOS Y PROYECCIÓN A LA CLÍNICA
Resumen.Objetivo. Revisar los aspectos básicos de la fisiopatolo-
gía de la isquemia cerebral focal como fundamento de la clínica y
de estrategias neuroprotectoras. Desarrollo. La isquemia desenca-
dena en el tejido nervioso varias respuestas que, dependiendo del
grado de limitación energética, pueden ser adaptativas o llevar a
la muerte celular por necrosis o por apoptosis. El establecimiento
de estos procesos es complejo y los mecanismos se encuentran en
vías de dilucidación; especial dificultad ofrece la simultaneidad de
muchos de ellos y las implicaciones que puedan tener, no sólo en la
muerte celular, sino en la adaptación de aquellas neuronas que
sufrieron el estrés isquémico y que sobrevivieron. Se muestran las
bases para la comprensión de los fenómenos fisiopatológicos en la
isquemia: el estrés y la muerte neuronal, y la reacción de la macro-
glía y de la microglía. Se ilustra con imágenes originales proceden-
tes de la investigación sobre la respuesta celular ante la isquemia
en un ámbito preclínico, en un modelo experimental de isquemia
cerebral focal en ratas, evaluado con técnicas como hematoxilina-
eosina e inmunohistoquímica para varios marcadores celulares.
Conclusiones. La muerte celular en la isquemia es un fenómeno
complejo que puede darse en dos modalidades: muerte necrótica o
muerte apoptótica. El conocimiento básico de la fisiopatología de
la isquemia y de la respuesta de la microglía y la macroglía es el
fundamento para plantear estrategias de tipo neuroprotector, las
cuales no sólo deben ir dirigidas a evitar la muerte celular aguda,
sino también modalidades de muerte celular más tardías, o a forta-
lecer el tejido superviviente. [REV NEUROL 2004; 39: 156-65]
Palabras clave. Apoptosis. Fisiopatología. Isquemia cerebral. Ne-
crosis. Neuroprotección.
FISIOPATOLOGIA DA ISQUEMIA CEREBRAL FOCAL:
ASPECTOS BÁSICOS E PROJECÇÃO À CLÍNICA
Resumo.Objectivo. Rever os aspectos básicos da fisiopatologia da
isquemia cerebral focal como fundamento da clínica e de estraté-
gias neuroprotectoras. Desenvolvimento. A isquemia desencadeia
no tecido nervoso várias respostas, que, dependendo do grau de
limitação energética, podem ser adaptativas ou levar à morte celu-
lar por necrose ou por apoptose. O estabelecimento destes proces-
sos é complexo e os mecanismos encontram-se em vias de esclare-
cimento; oferecendo especial dificuldade a simultaneidade de mui-
tos deles e as implicações que possam ter, não só na morte celular,
mas também na adaptação daqueles neurónios que sofreram o
stress isquémico e que sobreviveram. São apresentadas as bases
para a compreensão dos fenómenos fisiopatológicos na isquemia:
o stress e a morte neuronal, e a reacção da macroglia e da micro-
glia. Ilustram-se com imagens originais, procedentes da investiga-
ção sobre a resposta celular perante a isquemia a nível pré-clínico
num modelo experimental de isquemia cerebral focal em ratas,
avaliado com técnicas como hematoxilina-eosina e imuno-histo-
química vários marcadores celulares. Conclusões. A morte celular
na isquemia é um fenómeno complexo que pode resultar em duas
modalidades: morte necrótica ou morte apoptótica. O conhecimen-
to básico da fisiopatologia da isquemia e da resposta da microglia
e da macroglia é o fundamento para planear estratégias de tipo
neuroprotectoras, as quais não devem apenas ser dirigidas a evitar
a morte celular aguda, mas também modalidades de morte celular
mais tardias, ou fortalecer o tecido sobrevivente. [REV NEUROL
2004; 39: 156-65]
Palavras chave.Apoptose. Fisiopatologia. Isquemia cerebral. Ne-
crose. Neuroprotecção.